Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

7.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61865

⸱

12 listopada 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Photobiology, Keio University School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, Keio University School of Medicine, 3Animal eye care, Tokyo Animal Eye Clinic, 4Tsubota Laboratory, Inc.

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Streszczenie

Różne choroby naczyniowe, takie jak retinopatia cukrzycowa, niedrożność żył lub tętnic siatkówki oraz zespół niedokrwienny oka, mogą prowadzić do niedokrwienia siatkówki. Aby zbadać patologiczne mechanizmy niedokrwienia siatkówki, należy opracować odpowiednie modele eksperymentalne. Anatomicznie głównym naczyniem ukrwiającym siatkówkę jest tętnica oczna (OpA), a OpA pochodzi z tętnicy szyjnej wewnętrznej tętnicy szyjnej wspólnej (CCA). Tak więc zakłócenie CCA może skutecznie spowodować niedokrwienie siatkówki. Tutaj ustaliliśmy mysi model niedokrwienia siatkówki przez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej wspólnej (tBCCAO), aby zawiązać prawe CCA szwami jedwabnymi 6-0 i przejściowo zamknąć lewe CCA na 2 sekundy za pomocą zacisku i wykazaliśmy, że tBCCAO może wywołać ostre niedokrwienie siatkówki prowadzące do dysfunkcji siatkówki. Obecna metoda zmniejsza zależność od narzędzi chirurgicznych poprzez użycie wyłącznie igieł chirurgicznych i zacisku, skraca czas okluzji, aby zminimalizować nieoczekiwaną śmierć zwierzęcia, co często obserwuje się w mysich modelach niedrożności tętnicy środkowej mózgu, i utrzymuje powtarzalność typowych objawów niedokrwiennych siatkówki. Model może być wykorzystany do badania patofizjologii retinopatii niedokrwiennej u myszy, a następnie może być wykorzystany do badań przesiewowych leków in vivo.

Wprowadzenie

Siatkówka jest tkanką neurosensoryczną służącą do funkcji wzrokowych. Ponieważ znaczna ilość tlenu jest potrzebna do funkcjonowania wzrokowego, siatkówka jest znana jako jedna z najbardziej wymagających tlenu tkanek w organizmie1. Siatkówka jest podatna na choroby naczyniowe, ponieważ tlen jest dostarczany przez naczynia krwionośne. Różne rodzaje chorób naczyniowych, takie jak retinopatia cukrzycowa i niedrożność naczyń krwionośnych siatkówki (żył lub tętnic), mogą wywoływać niedokrwienie siatkówki. Aby zbadać patologiczne mechanizmy niedokrwienia siatkówki, uważa się, że konieczne są powtarzalne i klinicznie istotne modele eksperymentalne niedokrwienia siatkówki. Niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) poprzez wprowadzenie włókna śródświetlnego jest najpowszechniej stosowaną metodą do opracowywania in vivo modeli gryzoni eksperymentalnego niedokrwienia mózgu2,3. Ze względu na bliskość tętnicy ocznej (OpA) do MCA, modele MCAO są również używane jednocześnie do zrozumienia patofizjologii niedokrwienia siatkówki4,5,6. Aby wywołać niedokrwienie mózgu wraz z niedokrwieniem siatkówki, długie włókna są zwykle wprowadzane przez nacięcie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) lub tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA). Metody te są trudne do wykonania, wymagają długiego czasu na wykonanie operacji (ponad 60 minut na jedną myszkę) i prowadzą do dużych różnic w wynikach po operacji7. Nadal ważne jest opracowanie lepszego modelu, aby rozwiązać te problemy.

W tym badaniu po prostu użyliśmy krótkiej, przejściowej obustronnej okluzji CCA (tBCCAO) z igłami i zaciskiem, aby wywołać niedokrwienie siatkówki u myszy i przeanalizowaliśmy typowe wyniki urazów niedokrwiennych siatkówki. W tym filmie przedstawimy demonstrację procedury tBCCAO.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Szkoły Medycznej Uniwersytetu Keio.

1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i zwierząt

  1. Autoklaw narzędzi chirurgicznych i przechowuj je w 70% alkoholu etylowym. Przed każdym nowym zabiegiem chirurgicznym należy dokładnie oczyścić narzędzia chirurgiczne przy użyciu 70% alkoholu etylowego.
  2. Przygotuj samce myszy BALB/cAJc1 (6 tygodni, 26-28 kg) w pomieszczeniu wolnym od specyficznych patogenów (SPF), aby utrzymać sterylne warunki przed, w trakcie i po operacji.

2. Przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej wspólnej (tBCCAO)

  1. Umieść mysz w znieczuleniu poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe z kombinacją midazolamu (40 μg/100 μL), medetomidyny (7,5 μg/100 μL) i winianu butorfanolu (50 μg/100 μL), oznaczonego jako "MMB", zgodnie z wcześniejszym opisem8,9. Przytrzymaj tylne osłony myszy, aby mysz nie uderzała w oczy, dopóki mysz nie zostanie całkowicie znieczulona.
    1. Oceń głębokość znieczulenia, ściskając palec u nogi myszy, aż nie zareaguje, która to metoda jest powszechnie stosowana do sprawdzania pełnego znieczulenia10.
      UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, myszy potrzebują mniej niż 5 minut, aby zasnąć. Właściwe receptury na znieczulenie ogólne mogą się różnić w zależności od instytucji.
  2. Nałóż jedną kroplę 0,1% oczyszczonego roztworu kropli do oczu z hialuronianu sodu na oczy, aby zapobiec wysuszeniu oczu w znieczuleniu.
  3. Połóż mysz na plecach i przymocuj łapki myszy za pomocą taśm samoprzylepnych.
  4. Przed zabiegiem zdezynfekuj okolice szyi myszy przy użyciu 70% alkoholu etylowego.
    UWAGA: Nie wykonano dodatkowego przycinania futra, ponieważ może to spowodować późniejsze zapalenie skóry11,12.
  5. Wykonaj strzałkowe nacięcie szyi za pomocą ostrza (Rysunek 1).
    UWAGA: Nacięcie należy wykonać na linii środkowej między szyją, mostkiem i tchawicą.
  6. Ostrożnie oddziel oba gruczoły ślinowe za pomocą dwóch kleszczy i zmobilizuj je, aby uwidocznić leżące poniżej CCA.
  7. Ostrożnie odizoluj prawe CCA od odpowiednich nerwów błędnych i towarzyszących im żył, nie uszkadzając ich struktur, i umieść dwa jedwabne szwy 6-0 pod CCA. Zawiąż mocno dwie opaski, aby zablokować przepływ krwi (Rysunek 1).
    UWAGA: Podczas zabiegu może dojść do uszkodzenia małych żył. Jeśli widoczne jest krwawienie, konieczne jest wytarcie, aby wyraźnie uwidocznić CCA.
  8. Znajdź ostrożnie lewe CCA z odpowiednich nerwów błędnych i towarzyszących im żył, nie uszkadzając ich struktur, i zatkaj lewe CCA na 2 sekundy za pomocą zacisku (Rysunek 1).
    UWAGA: Pod lewym CCA należy umieścić igłę do szwów jedwabnych 6-0, aby oznaczyć miejsce do zaciśnięcia.
  9. Po ponownym otwarciu lewego CCA, zszyj rany szyi jedwabnym szwem 6-0 i nałóż odrobinę antybiotyku (50 μl) na szyję, aby zahamować infekcję bakteryjną.
    UWAGA: Delikatnie zdejmij zacisk, aby uniknąć uszkodzenia ściany tętnicy podczas ponownego otwierania lewego CCA.
  10. Wstrzyknąć myszi dootrzewnowo 0,75 mg/kg chlorowodorku atipamezolu, aby pomóc myszy szybko wyzdrowieć z głębokiego znieczulenia. Umieść mysz z powrotem w klatce na mysz z podgrzewanymi podkładkami.
    UWAGA: Nie pozwól myszy pozostać bez opieki, dopóki mysz nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
  11. Wstrzyknąć myszi 0,4 mg/kg winianu butorfanolu w celu opanowania bólu, gdy mysz się budzi.
    UWAGA: W tym miejscu protokół można wstrzymać. Jako pierwszą wskazówkę do udanego tBCCAO można zaobserwować opadanie powiek myszy (Rysunek 2).
  12. W przypadku eutanazji wstrzyknij myszom 3x mieszaninę MMB i poświęć je do eksperymentów.

3. Ogólne obserwacje (wskaźniki przeżycia i opadanie powiek)

  1. Po operacji sprawdź wskaźniki przeżycia dla wszystkich przyczyn zgonu w dniu 0 (po operacji), 1, 3 i 7.
  2. Oceń opadanie powiek za pomocą 4-punktowej skali ocen: 1 = brak opadania, 2 = łagodne opadanie (~50%), 3 = silne opadanie (ponad 50%) i 4 = silne opadanie z wydzieliną z oka.

4. Perfuzja krwi w siatkówce

  1. Wstrzyknąć 200 μl FITC-dekstranu (25 mg/ml) do lewej komory myszy, która jest powszechnie stosowana do obserwacji perfuzji krwi w naczyniach siatkówki myszy13,14.
  2. 2 minuty po krążeniu wyłuszczyć oczy i utrwalić w 4% paraformaldehydzie przez 1 godzinę. Siatkówki zostały starannie uzyskane i zamontowane płasko, jak opisano wcześniej15, a następnie zbadane za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.
  3. Zrób zdjęcia całych wierzchowców siatkówki w powiększeniu 4x i połącz je w jedno za pomocą analizatora scalania, wcześniej opisanego16.
  4. Zmierz perfundowane obszary za pomocą narzędzia do analizy naczyń w oprogramowaniu NIH Fiji/ImageJ.

5. Western blot

  1. 3 i 6 godzin po tBCCAO pobrać oczy myszy i natychmiast przenieść na szalkę Petriego zawierającą zimny PBS w celu wyizolowania siatkówki.
  2. Po wyizolowaniu siatkówki wykonaj western blotting, jak opisano wcześniej9.
  3. Inkubować z przeciwciałami przeciwko czynnikowi indukowanemu hipoksją-1α (HIF-1α; ogólny marker niedotlenienia) i dla β-aktyny (wewnętrzna kontrola obciążenia) przez noc, a następnie inkubować przeciwciała drugorzędowe sprzężone z HRP. Wizualizacja sygnałów za pomocą chemiluminescencji.

6. Ilościowy PCR (qPCR)

  1. 6, 12 i 24 godziny po tBCCAO, przetworzyć uzyskane siatkówki do qPCR, jak opisano wcześniej17.
  2. Wykonaj qPCR za pomocą systemu PCR w czasie rzeczywistym. Stosowane podkłady wymieniono w tabeli 1. Obliczyć zmiany fałdowania między poziomami różnych transkryptów metodą ΔΔCT.

7. Immunohistochemia (IHC)

  1. 3 dni po tBCCAO uzyskaj oczy myszy i zanurz w parafinie.
  2. Wytnij oczy zanurzone w parafinie za pomocą mikrotomu, aby uzyskać skrawki oczu.
  3. Odparafinować i zabarwić odcinki oczu o grubości 5 μm, jak opisano wcześniej13.
  4. Inkubować z przeciwciałem przeciwko kwaśnemu białku fibrylarnemu glejowemu (GFAP; niezawodny marker astrocytów i komórek Müllera w siatkówce) przez noc, a następnie inkubować przeciwciało drugorzędowe sprzężone z Alexa Fluor 555
    5. .
  5. Użyj DAPI (4′,6-diamidino-2-fenyloindolu) do barwienia jądra w siatkówce. Wizualizacja sygnałów za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.
  6. Oceń punktację morfologii za pomocą 4-punktowej skali ocen, jak opisano wcześniej13,18: 0 = brak sygnału, 1 = kilka dodatnich glejowych stóp końcowych w warstwie komórek zwojowych (GCL), 2 = kilka znakowanych procesów sięgających od GCL do zewnętrznej warstwy jądrowej (ONL), a 3 = większość znakowanych procesów sięgających od GCL do ONL.

8. Elektroretinografia (ERG)

  1. 3 i 7 dni po tBCCAO wykonaj ERG za pomocą kopuły Ganzfelda, systemu akwizycji i stymulatorów LED, jak wcześniej opisano9.
  2. Po nocnej adaptacji do ciemności znieczulij myszy kombinacją MMB w słabym czerwonym świetle.
  3. Użyj zmieszanego roztworu 0,5% tropikamidu i 0,5% fenylefryny, aby rozszerzyć źrenice.
  4. Umieść elektrody aktywne na soczewce kontaktowej i umieść elektrodę odniesienia w jamie ustnej.
  5. Uzyskaj odpowiedzi ERG z obu oczu każdego zwierzęcia.
  6. Rejestruj reakcje skotopowe w adaptacji do ciemności z różnymi bodźcami.
  7. Zmierz amplitudy fali a od linii podstawowej do najniższego punktu fali a.
  8. Zmierz amplitudy fali b od najniższego punktu fali a do szczytu fali b.
  9. Utrzymuj wszystkie myszy w cieple podczas zabiegu za pomocą poduszek grzewczych.

9. Optyczna koherentna tomografia (OCT)

  1. 2 tygodnie po tBCCAO wykonaj OCT za pomocą systemu SD-OCT, jak wcześniej raportowano8,9.
  2. W celu pomiaru poddaj myszy rozszerzeniu źrenic za pomocą zmieszanego roztworu 0,5% tropikamidu i 0,5% fenylefryny oraz znieczuleniu ogólnemu mieszaniną MMB.
  3. Uzyskaj obrazy skanów B z równikowych wycinków skanów en-face.
  4. Zbadaj siatkówki w odległości 0,2, 0,4 i 0,6 mm od głowy nerwu wzrokowego.
  5. Zmierz grubość siatkówki od warstwy włókien nerwowych siatkówki (NFL) do zewnętrznej błony ograniczającej (ELM) i rozważ średnią zmierzonych wartości jako grubość siatkówki pojedynczej myszy.
  6. Wykreśl wyniki jako diagramy pająków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po 2 minutach krążenia systemowego FITC-dekstranu zbadano naczynia krwionośne lewej i prawej siatkówki u myszy z grupy operacji pozornej oraz u myszy po zabiegu tBCCAO (Rysunek uzupełniający 1). FITC-dekstran był w pełni widoczny w obu siatkówkach u myszy z grupy operacji pozornej oraz w lewej siatkówce u myszy po tBCCAO, natomiast w prawej siatkówce myszy po tBCCAO był wykrywalny tylko częściowo.

Po zabiegu tBCCAO zbadano opadanie powiek (Rycina 2

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W badaniu wykazaliśmy, że tBCCAO, przy użyciu prostych szwów i zacisku, może wywołać niedokrwienie siatkówki i towarzyszącą mu dysfunkcję siatkówki. Ponadto wykazaliśmy, że nasz obecny protokół rozwoju mysiego modelu niedokrwienia siatkówki jest łatwiejszy i szybszy w porównaniu z innymi wcześniejszymi protokołami rozwoju modeli uszkodzeń niedokrwiennych siatkówki 2,3,7.

Anatomicznie lewa i prawa tętn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Grants-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 dla Toshihide Kurihara i 20K18393 dla Yukihiro Miwa) z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (MEXT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorowodorek atypamezoluZenoaqAntisedanDo znieczulenia
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-DoqPCR
Winian butorfanoluMeiji Seika PharmaVetorphaleDo znieczulenia
Analizator BZ-IIKEYENCE-Doscalania obrazów
BALB/cAJc1CLEA-Mouse szczep
i beta-aktyna (8H10D10) MyszmAb CST3700Do kleszczyka zaciskowego western blot
World Precision InstrumentsWPI 500451Do operacji
Kleszcze Dumonta #5Fine Science Tools11251-10Do chirurgii
Rozwiązanie DAPIDojindo340-07971Dla systemu IHC
Envisu SD-OCTLeicaR4310Dla KTZ
FITC-dekstranMerkFD2000SDo perfuzji krwi siatkówki
Mikroskop fluorescencyjnyKEYENCEBZ-9000Do wykrywania fluorescencji
Hydrat gatifloksacynySenju PharmaceuticalGachifuroDo infekcji przeciwbakteryjnych
Przeciwciało monoklonalne GFAP (2.2B10)Thermo13-0300Do IHC
Poduszka grzewczaMarukanRH-200Do operacji
HIF-1α (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169Do western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGEHealthcare-Dochemiluminescencji
MidazolamSandoz KKSANDOZDo znieczulenia
Microtome Tissue-Tek TEC 6Sakura-Docięcia
MedetomidineOrion CorporationDomitorDo znieczulenia
Igła uchwytHandayaHS-2307Do chirurgii
PuRECMAYOCorporation-DoERG
NożyczkiFine Science Tools91460-11Do chirurgii
Hialuronian soduSanten PharmaceuticalHyaleinDo smarowania oczu
Chlorowodorek tropikamidu/penylefrynySanten PharmaceuticalMydrin-PNa rozszerzenie źrenic
6-0 szew jedwabnyNatsumeE12-60N2Do operacji

Bibliografia

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086(2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75(2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822(2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387(2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275(2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878(2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20(2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119(1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503(2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620(2002).
  33. Dutton, J. Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364(2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961(2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80(2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380(2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210(2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 5, Unit 5.47 (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879(2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model niedokrwienia siatk wkiobustronna okluzja CCAprzej ciowa okluzja CCAniedokrwienie siatk wki u myszystabilizacja HIF 1 alfareaktywna gliosis siatk wkianaliza elektroretinograficznaoptyczna koherentna tomografia
Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.