Artykuł metodologiczny

Zabiegi gonadektomii i pobierania krwi w małym modelu teleost japońskiej Medaka (Oryzias latipes)

DOI:

10.3791/62006

⸱

11 grudnia 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Physiology Unit, Faculty of Veterinary Medicine, Norwegian University of Life Sciences, 2Laboratory of Physiology, Atmosphere and Ocean Research Institute, The University of Tokyo, 3Department of Biological Sciences, Graduate School of Science, The University of Tokyo, 4Centre of Reproduction, Development and Aging (CRDA), Faculty of Health Sciences, University of Macau

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Artykuł opisuje szybki protokół gonadektomii i pobierania próbek krwi od małych ryb teleost, używając japońskiej medaki (Oryzias latipes) jako modelu, w celu zbadania roli sterydów płciowych w fizjologii zwierząt.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Steroidy płciowe, wytwarzane przez gonady, odgrywają istotną rolę w plastyczności tkanki mózgu i przysadki mózgowej oraz w neuroendokrynnej kontroli reprodukcji u wszystkich kręgowców, dostarczając informacji zwrotnych do mózgu i przysadki mózgowej. Ryby teleost mają wyższy stopień plastyczności tkanek i zmienności strategii reprodukcyjnych w porównaniu ze ssakami i wydają się być użytecznymi modelami do badania roli steroidów płciowych i mechanizmów, za pomocą których działają. Usunięcie głównego źródła produkcji sterydów płciowych za pomocą gonadektomii wraz z próbkowaniem krwi w celu pomiaru poziomu sterydów jest dobrze ugruntowane i dość wykonalne u większych ryb i jest potężną techniką do badania roli i skutków sterydów płciowych. Jednak te techniki stwarzają wyzwania w przypadku implementacji w modelach teleostów o małych rozmiarach. Tutaj opisujemy krok po kroku procedury gonadektomii zarówno u mężczyzn, jak i kobiet japońskiej medaki, po której następuje pobranie krwi. Wykazano, że protokoły te są wysoce wykonalne w medaka, co wskazuje na wysoki wskaźnik przeżycia, bezpieczeństwo dla długości życia i fenotypu ryb oraz odtwarzalność pod względem klirensu steroidów płciowych. Zastosowanie tych procedur w połączeniu z innymi zaletami korzystania z tego małego modelu teleostu znacznie poprawi zrozumienie mechanizmów sprzężenia zwrotnego w neuroendokrynnej kontroli rozrodczości i plastyczności tkanek zapewnianej przez steroidy płciowe u kręgowców.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

U kręgowców steroidy płciowe, które są głównie wytwarzane przez gonady, odgrywają ważną rolę w regulacji osi mózg-przysadka-gonady (BPG) poprzez różne mechanizmy sprzężenia zwrotnego1,2,3,4,5. Ponadto steroidy płciowe wpływają na proliferację i aktywność neuronów w mózgu6,7,8 oraz komórki endokrynne, w tym gonadotropy, w przysadce mózgowej9,10, a tym samym pełnią kluczową rolę w plastyczności mózgu i przysadki. Pomimo stosunkowo dobrej wiedzy na temat ssaków, mechanizm regulacji osi BPG, w której pośredniczą steroidy płciowe, jest daleki od zrozumienia u gatunków innych niż ssaki, co prowadzi do słabego zrozumienia ewolucyjnie zachowanych zasad11. Nadal istnieje ograniczona liczba badań dokumentujących rolę steroidów płciowych na plastyczność mózgu i przysadki mózgowej, co rodzi potrzebę dalszych badań nad rolą i wpływem steroidów płciowych na różne gatunki kręgowców.

Wśród kręgowców teleosty stały się potężnymi zwierzętami modelowymi w rozwiązywaniu licznych problemów biologicznych i fizjologicznych, w tym reakcji na stres12,13, growth14,15, fizjologia żywieniowa16,17 i reprodukcja2. Teleosty, w których steroidy płciowe są głównie reprezentowane przez estradiol (E2) u samic i 11-ketotestosteron (11-KT) u samców18,19, od dawna są wiarygodnymi modelami eksperymentalnymi do badania ogólnej zasady rozmnażania między gatunkami. Teleosty wykazują wyjątkowość w swoim połączeniu podwzgórze-przysadka20,21 i odrębne komórki gonadotropowe22, które są czasami wygodne do wyjaśnienia mechanizmów regulacyjnych. Co więcej, ze względu na ich przydatność zarówno do eksperymentów laboratoryjnych, jak i terenowych, teleosty oferują wiele zalet w porównaniu z innymi organizmami. Są stosunkowo tanie w zakupie i utrzymaniu23,24. W szczególności małe modele teleostowe, takie jak danio pręgowany (Danio rerio) i medaka japońska (Oryzias latipes), są gatunkami o bardzo wysokiej płodności i stosunkowo krótkim cyklu życiowym umożliwiającym szybką analizę funkcji genów i mechanizmów chorobowych23, zapewniając w ten sposób jeszcze większe korzyści w rozwiązywaniu wielu problemów biologicznych i fizjologicznych, biorąc pod uwagę liczne dobrze opracowane protokoły i zestaw narzędzi genetycznych dostępnych dla tych gatunków25.

W licznych badaniach, usuwanie gonad (gonadektomia) wraz z technikami pobierania krwi było wykorzystywane jako metoda do badania wielu kwestii fizjologicznych, w tym jego wpływu na fizjologię rozrodu kręgowców u ssaków26,27,28, birds29 i30. Chociaż wpływ gonadektomii na fizjologię rozrodu może być alternatywnie naśladowany przez antagonistów steroidów płciowych, takich jak tamoksyfen i klomifen, działanie leków wydaje się być niespójne ze względu na efekty bimodalne31,32. Przewlekła ekspozycja na antagonistę steroidów płciowych może prowadzić do powiększenia jajników33,34, co może uniemożliwić obserwację jego działania w celach długoterminowych ze względu na niezdrowy fenotyp. Ponadto, niemożliwe jest przeprowadzenie eksperymentu regeneracyjnego po leczeniu antagonistami steroidów płciowych, aby zagwarantować specyficzny efekt niektórych steroidów płciowych. Wraz z tymi wyżej wymienionymi punktami, inne kompromisy stosowania antagonistów steroidów płciowych zostały szeroko przeanalizowane31,32. W związku z tym, gonadektomia nadal pojawia się dzisiaj jako potężna technika badania roli sterydów płciowych.

Podczas gdy techniki gonadektomii i pobierania krwi są stosunkowo łatwe do wykonania u większych gatunków, takich jak labraks (Dicentrarchus labrax)35, wargacz błękitnogłowy (Thalassoma bifasciatum)36, koleń (Scyliorhinus canicula)37 i sum (Heteropneustes fossilis i Clarias bathracus)38,39, stanowią wyzwanie, gdy są stosowane u małych ryb, takich jak medaka. Na przykład, użycie Fish Anesthesia Delivery System (FADS)40 jest mniej wykonalne i wydaje się być podatne na nadmierne uszkodzenia fizyczne u małych ryb. Ponadto procedura gonadektomii, która jest powszechnie stosowana u większych ryb40, nie jest odpowiednia dla małych ryb, które wymagają dużej precyzji, aby uniknąć nadmiernych uszkodzeń. Wreszcie, pobieranie próbek krwi jest trudne ze względu na ograniczony dostęp do naczyń krwionośnych i niewielką ilość krwi u tych zwierząt. Dlatego ważny jest jasny protokół demonstrujący każdy etap gonadektomii i pobierania krwi w małym teleostu.

Ten protokół demonstruje krok po kroku procedury gonadektomii, po której następuje pobieranie krwi u japońskiej medaki, małej słodkowodnej ryby pochodzącej z Azji Wschodniej. Japońska medaka posiada zsekwencjonowany genom, kilka dostępnych narzędzi molekularnych i genetycznych25, oraz genetyczny system determinacji płci pozwalający na badanie różnic płciowych, zanim drugorzędowe cechy płciowe lub gonady zostaną dobrze rozwinięte41. Co ciekawe, japońska medaka posiada zrośnięte gonady w przeciwieństwie do wielu innych gatunków teleostów42. Te dwie techniki w połączeniu zajmują w sumie tylko 8 minut i uzupełnią listę już istniejących protokołów wideo dla tego gatunku, które obejmowały znakowanie naczyń krwionośnych43, patch-clamp na odcinkach przysadki mózgowej44 i brain neurons45, oraz primary cell culture46. Techniki te pozwolą społeczności badawczej na zbadanie i lepsze zrozumienie roli sterydów płciowych w mechanizmach sprzężenia zwrotnego, a także plastyczności mózgu i przysadki w przyszłości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty i obchodzenie się ze zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami dotyczącymi dobrostanu zwierząt doświadczalnych na Norweskim Uniwersytecie Nauk Przyrodniczych. Eksperymenty z użyciem gonadektomii zostały zatwierdzone przez Norweski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności (FOTS ID 24305).

UWAGA: Eksperymenty zostały przeprowadzone na dorosłych mężczyznach i samicach (6-7 miesięcy, waga ok. 0,35 g, długość ok. 2,7 cm) japońskiej medaki. Płeć została określona poprzez rozróżnienie drugorzędowych cech płciowych, takich jak rozmiar i kształt płetwy grzbietowej i odbytowej, zgodnie z opisem w42,47.

1. Przygotowanie instrumentów i roztworów

  1. Przygotować znieczulający roztwór podstawowy (0,6% trikainy).
    1. Rozcieńczyć 0,6 g trikainy (MS-222) w 100 ml 10x soli fizjologicznej z buforu fosforanowego (PBS).
    2. Rozprowadzić 1 ml roztworu podstawowego Tricaine do kilku plastikowych probówek o pojemności 1,5 ml i przechowywać w temperaturze -20 °C do momentu użycia.
  2. Przygotuj wodę do odzysku (0,9% roztwór NaCl), dodając 18 g NaCl do 2 l wody akwariowej. Roztwór należy przechowywać w temperaturze pokojowej do czasu użycia.
  3. Przygotuj narzędzia do nacinania, łamiąc brzytwę po przekątnej, aby uzyskać ostry punkt (Rysunek 1A).
  4. Przygotować roztwór antykoagulacyjny krwi (0,05 j./μl heparyny sodu), rozcieńczając 25 μl heparyny sodowej w 500 μl 1x PBS. Roztwór antykoagulantu należy przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
  5. Przygotuj dwie szklane igły ze szklanej kapilary o długości 90 mm, pociągając szklaną kapilarnę za pomocą ściągacza do igieł (Rysunek 1B) postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: Średnica zewnętrzna szklanej igły wynosi 1 mm, natomiast średnica wewnętrzna 0,6 mm.
  6. Przygotuj plastikową pokrywkę w tubie o pojemności 1,5 ml, przecinając pokrywkę i wykonaj otwór, który pasuje do zewnętrznej średnicy igły (Rysunek 1C). Aby wykonać otwór, podgrzej jeden koniec szklanej kapilary o średnicy 9 mm i wbij podgrzaną szklaną kapilarnę przez pokrywkę. Alternatywnie użyj igły, aby przebić pokrywkę, aż średnica otworu będzie pasować do szklanej kapilary o średnicy 9 mm.

2. Procedura gonadektomii

  1. Przygotuj 0,02% roztworu znieczulającego, rozcieńczając jedną probówkę wywaru Trikainy (0,6%) w 30 ml wody akwariowej.
  2. Przygotuj narzędzia do preparowania, w tym jeden bardzo cienki i dwa cienkie kleszcze (jeden ze stosunkowo szeroką końcówką), małe nożyczki, nylonową nić i maszynkę do golenia, jak opisano w kroku 1.3.
  3. Znieczulij rybę, umieszczając ją w 0,02% roztworze znieczulającym na 30-60 sekund.
    UWAGA: Czas trwania znieczulenia zależy od wielkości i wagi ryby i musi być dostosowany. Aby upewnić się, że ryba jest w pełni znieczulona, ciało ryby można delikatnie uszczypnąć za pomocą kleszczy. Jeśli ryba nie zareaguje, można rozpocząć gonadektomię.
  4. Wyjmij rybę z roztworu znieczulającego i umieść rybę poziomo na boku, poza wodą pod mikroskopem preparacyjnym.
  5. Owariektomia (OVX) u kobiet
    1. Usuń jaja jajowe (jaja zwisające poza ciałem samicy), jeśli takie występują, i zeskrob łuski w miejscu nacięcia (Rysunek 2A).
    2. Delikatnie wykonaj nacięcie o długości około 2-2,5 mm między żebrami, między płetwami brzusznymi i odbytowymi (Rysunek 2A), używając żyletki. Następnie delikatnie uszczypnij brzuch ryby, stopniowo usuwając jajniki za pomocą cienkich kleszczy z szeroką końcówką.
    3. Odetnij koniec jajników za pomocą cienkich kleszczyków i odłóż jajniki na bok (Rysunek 2B).
      UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić worka jajnikowego, jeśli to możliwe. Jeśli worek jajnikowy jest uszkodzony, usuń wszelkie ślady gonad tak całkowicie, jak to możliwe, nie pozostawiając nawet żadnych jaj nieowulacyjnych.
  6. Orchidektomia u mężczyzn
    1. Delikatnie wykonaj nacięcie między żebrami nad odbytem (Ryc. 2A) i powoli otwórz nacięcie za pomocą cienkich kleszczy.
    2. Delikatnie chwyć jądra za pomocą cienkich kleszczy i powoli wyjmij jądra. Następnie odetnij koniec jąder, aby całkowicie je usunąć (Rysunek 2B). W przypadku męskiej orchidektomii wszystkie preparaty są podobne jak u samic aż do części nacięcia. Podczas chwytania za jądra, czasami uzyskuje się tłuszcz przypominający jądra. Jednak po przywróceniu tłuszczu można spróbować ponownie znaleźć jądra (Rysunek 2B).
      UWAGA: Zarówno w przypadku samców, jak i samic ważne jest, aby zminimalizować rozmiar nacięcia w jamie brzusznej, aby zapobiec nadmiernym uszkodzeniom, które mogą prowadzić do śmiertelności. Czasami jelita mogą również pojawić się przez nacięcie wraz z gonadami, więc upewnij się, że są one prawidłowo zwrócone do nacięcia przed zamknięciem. Niezbędna jest wcześniejsza wiedza na temat lokalizacji jajników i jąder w jamie brzusznej medaka.
  7. Zszyj nacięcie podobnie u mężczyzn i kobiet (Ryc. 3).
    1. Umieść nylonową nić obok obszaru nacięcia i przebij skórę od prawej strony nacięcia przez wewnętrzną jamę ciała za pomocą ultracienkich kleszczyków, aby wprowadzić nić cienkimi kleszczami (Rysunek 3; 1-2).
    2. Przebij skórę od lewej strony nacięcia przez zewnętrzną jamę ciała, aby wyjąć nić ( Rysunek 3; 3-4).
    3. Zamknij otwór w nacięciu i wykonaj dwa węzły i odetnij nadmiar nici (Rysunek 3; 4-6).
      UWAGA: Szew musi być odpowiednio napięty, a pozostała nić na rybie musi być wystarczająco długa, aby zapobiec poluzowaniu szwu. Cała procedura od znieczulenia do szycia trwa zwykle do 6 minut. Dłuższy czas może prowadzić do śmiertelności.
    4. Umieść ryby w wodzie regeneracyjnej i pozostaw je na co najmniej 24 godziny przed przeniesieniem do systemu akwariowego.
      UWAGA: Ryby poddane gonadektomii zwykle wykazują normalne zachowanie po 1-2 godzinach w wodzie regeneracyjnej. Dlatego, w zależności od celu eksperymentu, można pobrać próbki ryb po tym przedziale czasu.

3. Procedura pobierania próbek krwi

  1. Przygotuj narzędzia: szklaną igłę, silikonową kapilarę, plastikową probówkę z otworem, pustą plastikową probówkę o pojemności 1,5 ml, miniwirówkę i taśmę.
  2. Znieczulij rybę za pomocą 0,02% roztworu znieczulającego, jak opisano w kroku 2.1 i umieść rybę pod mikroskopem preparacyjnym w pozycji pionowej (Rysunek 4A). Umieść rybę na jasnej powierzchni, aby ułatwić wizualizację żyły nakłucia ogonowego.
  3. Zamontuj szufladę na krew, przymocowując szklaną igłę do silikonowej kapilary (Rysunek 4B). Złamać końcówkę igły kleszkami z szeroką końcówką i pokryć wnętrze igły roztworem przeciwzakrzepowym, odsysając i.
    UWAGA: Ze względów bezpieczeństwa zaleca się stosowanie przyssawki i silikonowej kapilary o długości co najmniej 50 cm, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu krwi podczas odsysania. Ponadto należy upewnić się, że otwór końcówki igły jest wystarczająco duży, aby umożliwić pobranie krwi.
  4. Skieruj igłę w stronę szypułki ryby, wyceluj w żyłę szypułki ogonowej (Ryc. 5A) i pobierz krew ustami, aż co najmniej jedna czwarta całkowitej objętości igły zostanie wypełniona ( Rycina 5B).
    UWAGA: Ważne jest, aby przerwać ssanie przed wyjęciem igły z ciała ryby.
  5. Zwolnij igłę i umieść kawałek taśmy w pobliżu ostrej strony igły. Umieść pokrywkę z otworem na probówce zbiorczej i przełóż igłę do wnętrza rurki przez otwór z końcówką igły na zewnątrz (Rysunek 5C).
  6. Umieść ryby w wodzie regeneracyjnej i pozostaw je na co najmniej 24 godziny przed przeniesieniem do systemu akwariowego.
    UWAGA: Aby pobrać drugą próbkę krwi od tej samej ryby, należy pobrać próbkę krwi tydzień po pierwszym pobraniu krwi.
  7. Błyskawicznie odwirowuj pobraną krew przez 1-2 sekundy za pomocą 1,000 x g w temperaturze pokojowej, aby zebrać krew w probówce.
  8. Przejść bezpośrednio do dalszych aplikacji lub przechowywać krew w temperaturze -20 °C do momentu użycia.
    UWAGA: Zapoznaj się z poprzednim badaniem dotyczącym ekstrakcji steroidów płciowych z krwi pełnej48.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje każdy krok do wykonania gonadektomii i pobierania próbek krwi w małym modelu teleost, japońskim medaka. Wskaźnik przeżycia ryb po owariektomii (OVX) u samic wynosi 100% (10 z 10 ryb), podczas gdy 94% (17 z 18 ryb) samców przeżyło po orchidektomii. Tymczasem, po wykonaniu procedury pobierania krwi, wszystkie (38 ryb) ryb przeżyły.

Fikcyjne samice wykazują składanie jaj (Ryc. 6A) i wszystki...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak donoszono w poprzedniej literaturze, gonadektomia i pobieranie próbek krwi są od dawna stosowane u innych gatunków modelowych w celu zbadania kwestii związanych z rolą steroidów płciowych w regulacji osi BPG. Jednak techniki te wydają się być możliwe tylko dla większych zwierząt. Biorąc pod uwagę niewielki rozmiar powszechnie używanego modelu teleostu, japońskiej medaki, zapewniamy szczegółowy protokół gonadektomii i pobierania krwi, który jest wykonalny dla tego gatunku.

Fakt, że wskaźnik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Pani Lourdes Carreon G Tan za pomoc w hodowli ryb. Praca ta została sfinansowana przez NMBU, Grants-in-Aid od Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (numer grantu 18H04881 i 18K19323) oraz grant na projekty badawcze w zakresie nauk podstawowych od Fundacji Sumitomo dla S.K.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kapilara szklanaGD1szklana z żarnikiem GD-1; Sól
sodowa heparynyH4784-1GSigma-aldrich
ŚciągaczP97Ściągacz do mikropipet płonący/brązowy Model P-97; Sutter Instrument
NićN45VLSzew poliamidowy, 0,2 metryczny; Crownjun
Plastikowa tubkaT9661Eppendorf Bezpieczna tubka mikrocentyfugowa 1,5 ml, Sigma-aldrich
Żyletka-AstraSuperior Platinum Double Edge Żyletka Zielona, salonwholesale.com
Kapilara silikonowaa16090800ux0403Rurka silikonowa Uxcell 1 mm ID x 2 mm OD, amazon.com 
TrikainaWXBC9102VAldrich chemia
Kapilara narishige igieł nylonowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Weltzien, F. -A., Andersson, E., Andersen, Ø, Shalchian-Tabrizi, K., Norberg, B. The brain-pituitary-gonad axis in male teleosts, with special emphasis on flatfish (Pleuronectiformes). Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 137 (3), 447-477 (2004).
  2. Yaron, Z., Levavi-Sivan, B. Encyclopedia of Fish Physiology. Farrell, A. P. 2, Academic Press. 1500-1508 (2011).
  3. Goldman, B. D. The circadian timing system and reproduction in mammals. Steroids. 64 (9), 679-685 (1999).
  4. Taranger, G. L., et al. Control of puberty in farmed fish. General and Comparative Endocrinology. 165 (3), 483-515 (2010).
  5. Messinis, I. E. Ovarian feedback, mechanism of action and possible clinical implications. Human Reproduction Update. 12 (5), 557-571 (2006).
  6. Diotel, N., et al. The brain of teleost fish, a source, and a target of sexual steroids. Frontiers in Neuroscience. 5, 137(2011).
  7. Diotel, N., et al. Steroid Transport, Local Synthesis, and Signaling within the Brain: Roles in Neurogenesis, Neuroprotection, and Sexual Behaviors. Frontiers in Neuroscience. 12, 84(2018).
  8. Larson, T. A. Sex Steroids, Adult Neurogenesis, and Inflammation in CNS Homeostasis, Degeneration, and Repair. Frontiers in Endocrinology. 9, 205(2018).
  9. Fontaine, R., et al. Gonadotrope plasticity at cellular, population and structural levels: A comparison between fishes and mammals. General and Comparative Endocrinology. 287, 113344(2020).
  10. Fontaine, R., Royan, M. R., von Krogh, K., Weltzien, F. -A., Baker, D. M. Direct and indirect effects of sex steroids on gonadotrope cell plasticity in the teleost fish pituitary. Frontiers in Endocrinology. , (2020).
  11. Kanda, S. Evolution of the regulatory mechanisms for the hypothalamic-pituitary-gonadal axis in vertebrates-hypothesis from a comparative view. General and Comparative Endocrinology. 284, 113075(2019).
  12. Schreck, C. B. Stress and fish reproduction: The roles of allostasis and hormesis. General and Comparative Endocrinology. 165 (3), 549-556 (2010).
  13. Wendelaar Bonga, S. E. The stress response in fish. Physiological Reviews. 77 (3), 591-625 (1997).
  14. Mommsen, T. P. Paradigms of growth in fish. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 129 (2), 207-219 (2001).
  15. Won, E., Borski, R. Endocrine Regulation of Compensatory Growth in Fish. Front. Endocrinol. 4, 74(2013).
  16. MacKenzie, D. S., VanPutte, C. M., Leiner, K. A. Nutrient regulation of endocrine function in fish. Aquaculture. 161 (1), 3-25 (1998).
  17. Rønnestad, I., Thorsen, A., Finn, R. N. Fish larval nutrition: a review of recent advances in the roles of amino acids. Aquaculture. 177 (1), 201-216 (1999).
  18. Borg, B. Androgens in teleost fishes. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 109 (3), 219-245 (1994).
  19. Rege, J., et al. Circulating 11-oxygenated androgens across species. The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 190, 242-249 (2019).
  20. Blázquez, M., Bosma, P. T., Fraser, E. J., Van Look, K. J. W., Trudeau, V. L. Fish as models for the neuroendocrine regulation of reproduction and growth. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 119 (3), 345-364 (1998).
  21. Zambrano, D. Innervation of the teleost pituitary. General and Comparative Endocrinology. 3, 22-31 (1972).
  22. Weltzien, F. -A., Hildahl, J., Hodne, K., Okubo, K., Haug, T. M. Embryonic development of gonadotrope cells and gonadotropic hormones - Lessons from model fish. Molecular and Cellular Endocrinology. 385 (1), 18-27 (2014).
  23. Harris, M. P., Henke, K., Hawkins, M. B., Witten, P. E. Fish is Fish: the use of experimental model species to reveal causes of skeletal diversity in evolution and disease. Journal of applied ichthyology. 30 (4), 616-629 (2014).
  24. Powers, D. Fish as model systems. Science. 246 (4928), 352-358 (1989).
  25. Naruse, K. Medaka: A Model for Organogenesis, Human Disease, and Evolution. Naruse, K., Tanaka, M., Takeda, H. , Springer. Japan. 19-37 (2011).
  26. Green, P. G., et al. Sex Steroid Regulation of the Inflammatory Response: Sympathoadrenal Dependence in the Female Rat. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 4082-4089 (1999).
  27. Pakarinen, P., Huhtaniemi, I. Gonadal and sex steroid feedback regulation of gonadotrophin mRNA levels and secretion in neonatal male and female rats. Journal of Molecular Endocrinology. 3 (2), 139(1989).
  28. Purves-Tyson, T. D., et al. Testosterone regulation of sex steroid-related mRNAs and dopamine-related mRNAs in adolescent male rat substantia nigra. BMC Neuroscience. 13 (1), 95(2012).
  29. Adkins-Regan, E., Ascenzi, M. Sexual differentiation of behavior in the zebra finch: Effect of early gonadectomy or androgen treatment. Hormones and Behavior. 24 (1), 114-127 (1990).
  30. McCreery, B. R., Licht, P. Effects of gonadectomy and sex steroids on pituitary gonadotrophin release and response to gonadotrophin-releasing hormone (GnRH) agonist in the bullfrog, Rana catesbeiana. General and Comparative Endocrinology. 54 (2), 283-296 (1984).
  31. Clark, J. H., Markaverich, B. M. The agonistic-antagonistic properties of clomiphene: a review. Pharmacology & Therapeutics. 15 (3), 467-519 (1981).
  32. Mourits, M. J. E., et al. Tamoxifen treatment and gynecologic side effects: a review. Obstetrics & Gynecology. 97 (5), 855-866 (2001).
  33. Wallach, E., Huppert, L. C. Induction of Ovulation with Clomiphene Citrate. Fertility and Sterility. 31 (1), 1-8 (1979).
  34. Moradi, B., Kazemi, M. A., Rahamni, M., Gity, M. Ovarian hyperstimulation syndrome followed by ovarian torsion in premenopausal patient using adjuvant tamoxifen treatment for breast cancer. Asian Pacific Journal of Reproduction. 5 (5), 442-444 (2016).
  35. Alvarado, M. V., et al. Actions of sex steroids on kisspeptin expression and other reproduction-related genes in the brain of the teleost fish European sea bass. The Journal of Experimental Biology. 219 (21), 3353-3365 (2016).
  36. Godwin, J., Crews, D., Warner, R. R. Behavioural sex change in the absence of gonads in a coral reef fish. Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 263 (1377), 1683-1688 (1996).
  37. Jenkins, N., Dodd, J. M. Effects of ovariectomy of the dogfish Scyliorhinus canicula L. on circulating levels of androgen and oestradiol and on pituitary gonadotrophin content. Journal of Fish Biology. 21 (3), 297-303 (1982).
  38. Manickam, P., Joy, K. P. Changes in hypothalamic catecholamine levels in relation to season, ovariectomy and 17β-estradiol replacement in the catfish, Clarias batrachus (L.). General and Comparative Endocrinology. 80 (2), 167-174 (1990).
  39. Senthilkumaran, B., Joy, K. P. Effects of ovariectomy and oestradiol replacement on hypothalamic serotonergic and monoamine oxidase activity in the catfish, Heteropneustes fossilis: a study correlating plasma oestradiol and gonadotrophin levels. Journal of Endocrinology. 142 (2), 193-203 (1994).
  40. Sladky, K. K., Clarke, E. O. Fish Surgery: Presurgical Preparation and Common Surgical Procedures. Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice. 19 (1), 55-76 (2016).
  41. Hori, H. Medaka: A Model for Organogenesis, Human Disease, and Evolution. Naruse, K., Tanaka, M., Takeda, H. , Springer. Japan. 1-16 (2011).
  42. Murata, K., Kinoshita, M., Naruse, K., Tanaka, M., Kamei, Y. Medaka: Biology, Management, and Experimental Protocols. Murata, K., et al. 2, John Wiley & Sons. 49-95 (2019).
  43. Fontaine, R., Weltzien, F. -A. Labeling of Blood Vessels in the Teleost Brain and Pituitary Using Cardiac Perfusion with a DiI-fixative. Journal of Visualized Experiments. (148), e59768(2019).
  44. Fontaine, R., Hodne, K., Weltzien, F. -A. Healthy Brain-pituitary Slices for Electrophysiological Investigations of Pituitary Cells in Teleost Fish. Journal of Visualized Experiments. (138), e57790(2018).
  45. Zhao, Y., Wayne, N. L. Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish. Journal of Visualized Experiments. (74), e50312(2013).
  46. Ager-Wick, E., et al. Preparation of a High-quality Primary Cell Culture from Fish Pituitaries. Journal of Visualized Experiments. (138), e58159(2018).
  47. Wittbrodt, J., Shima, A., Schartl, M. Medaka - model organism from the far east. Nature Reviews Genetics. 3 (1), 53-64 (2002).
  48. Kayo, D., Oka, Y., Kanda, S. Examination of methods for manipulating serum 17β-Estradiol (E2) levels by analysis of blood E2 concentration in medaka (Oryzias latipes). General and Comparative Endocrinology. 285, 113272(2020).
  49. Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E., Kinkel, M. D. Blood sugar measurement in zebrafish reveals dynamics of glucose homeostasis. Zebrafish. 7 (2), 205-213 (2010).
  50. Velasco-Santamaría, Y. M., Korsgaard, B., Madsen, S. S., Bjerregaard, P. Bezafibrate, a lipid-lowering pharmaceutical, as a potential endocrine disruptor in male zebrafish (Danio rerio). Aquatic Toxicology. 105 (1-2), 107-118 (2011).
  51. Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P., Craig, F. E., Troyer, D. Identification and characterization of zebrafish thrombocytes. British Journal of Haematology. 107 (4), 731-738 (1999).
  52. Zang, L., Shimada, Y., Nishimura, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. Repeated Blood Collection for Blood Tests in Adult Zebrafish. Journal of Visualized Experiments. (102), e53272(2015).
  53. Taves, M. D., et al. Steroid concentrations in plasma, whole blood and brain: effects of saline perfusion to remove blood contamination from brain. PloS one. 5 (12), 15727(2010).
  54. Holtkamp, H. C., Verhoef, N. J., Leijnse, B. The difference between the glucose concentrations in plasma and whole blood. Clinica Chimica Acta. 59 (1), 41-49 (1975).
  55. Kanda, S., et al. Identification of KiSS-1 Product Kisspeptin and Steroid-Sensitive Sexually Dimorphic Kisspeptin Neurons in Medaka (Oryzias latipes). Endocrinology. 149 (5), 2467-2476 (2008).
  56. Kanda, S., Karigo, T., Oka, Y. Steroid Sensitive kiss2 Neurones in the Goldfish: Evolutionary Insights into the Duplicate Kisspeptin Gene-Expressing Neurones. Journal of Neuroendocrinology. 24 (6), 897-906 (2012).
  57. Mitani, Y., Kanda, S., Akazome, Y., Zempo, B., Oka, Y. Hypothalamic Kiss1 but Not Kiss2 Neurons Are Involved in Estrogen Feedback in Medaka (Oryzias latipes). Endocrinology. 151 (4), 1751-1759 (2010).
  58. Kayo, D., Zempo, B., Tomihara, S., Oka, Y., Kanda, S. Gene knockout analysis reveals essentiality of estrogen receptor β1 (Esr2a) for female reproduction in medaka. Scientific Reports. 9 (1), 8868(2019).
  59. Fontaine, R., Ager-Wick, E., Hodne, K., Weltzien, F. -A. Plasticity in medaka gonadotropes via cell proliferation and phenotypic conversion. Journal of Endocrinology. 245 (1), 21(2020).
  60. Fontaine, R., Ager-Wick, E., Hodne, K., Weltzien, F. -A. Plasticity of Lh cells caused by cell proliferation and recruitment of existing cells. Journal of Endocrinology. 240 (2), 361(2019).
  61. Hasebe, M., Kanda, S., Oka, Y. Female-Specific Glucose Sensitivity of GnRH1 Neurons Leads to Sexually Dimorphic Inhibition of Reproduction in Medaka. Endocrinology. 157 (11), 4318-4329 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Procedura gonadektomiima y model kostnoszkieletowypomiar steroid w p ciowychtechnika owariektomiitechnika orchidektomiiregulacja neuroendokrynnaplastyczno tkankoway a ogonowa

Powiązane artykuły