To badanie przedstawia wysoce powtarzalny duży model zwierzęcy uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek u świń przy użyciu tymczasowego przezskórnego obustronnego niedrożności tętnic nerkowych za pomocą cewnika balonowego na 60 minut i reperfuzji przez 24 godziny.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ostre uszkodzenie nerek (AKI) wiąże się z wyższym ryzykiem zachorowalności i śmiertelności po operacji. Uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (IRI) jest najczęstszą przyczyną AKI. Aby naśladować ten scenariusz kliniczny, w badaniu przedstawiono wysoce powtarzalny duży model zwierzęcy nerkowego IRI u świń przy użyciu tymczasowej przezskórnej obustronnej niedrożności tętnic nerkowych za pomocą cewnika balonowego. Tętnice nerkowe są zamykane na 60 minut poprzez wprowadzenie cewników balonowych przez tętnicę udową i szyjną i przesunięcie ich do bliższej części tętnic. Jodowany kontrast jest wstrzykiwany do aorty w celu oceny zmętnienia naczyń nerkowych i potwierdzenia powodzenia niedrożności tętnicy. Potwierdza to dodatkowo spłaszczenie kształtu fali tętna na końcu cewników balonowych. Balony są opróżniane i usuwane po 60 minutach obustronnej niedrożności tętnicy nerkowej, a zwierzęta mogą dojść do siebie przez 24 godziny. Pod koniec badania stężenie kreatyniny w osoczu i azotu mocznikowego we krwi znacznie wzrasta, podczas gdy eGFR i wydalanie moczu znacznie się zmniejszają. Potrzeba stosowania kontrastu jodowego jest minimalna i nie wpływa na czynność nerek. Obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej lepiej naśladuje scenariusz kliniczny okołooperacyjnej hipoperfuzji nerek, a podejście przezskórne minimalizuje wpływ odpowiedzi zapalnej i ryzyko infekcji obserwowane przy podejściu otwartym, takim jak laparotomia. Możliwość stworzenia i odtworzenia tego klinicznie istotnego modelu trzody chlewnej ułatwia kliniczne przełożenie na ludzi.
Wprowadzenie
Ostre uszkodzenie nerek (AKI) jest często diagnozowanym stanem wśród pacjentów chirurgicznych, związanym ze znaczną zachorowalnością i śmiertelnością1,2. Z dostępnych danych wynika, że AKI może dotknąć nawet połowy wszystkich hospitalizowanych pacjentów na świecie i prowadzi do 50% śmiertelności u pacjentów na oddziale intensywnej terapii1,3. Pomimo wysokiego rozpowszechnienia tej choroby, obecna terapia AKI ogranicza się do strategii zapobiegawczych, takich jak zarządzanie płynami i dializa. W związku z tym istnieje ciągłe zainteresowanie badaniem alternatywnych terapii dla AKI4,5,6.
AKI jest zazwyczaj klasyfikowany na przednerkowy, wewnętrzny i ponerkowy na podstawie jego etiologii4,5,6. Większość pacjentów chirurgicznych z AKI jest związana z przyczynami przednerkowymi spowodowanymi hipowolemią, powodującą uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne (IRI) nerek2. Klinicznie zmniejsza się wydalanie moczu, a poziom kreatyniny wzrasta z powodu upośledzenia czynności nerek. Nerka jest narządem o wysokim tempie przemiany materii i podatnym na niedokrwienie. Wysoce powtarzalny, duży model zwierzęcy nerkowego IRI jest niezbędny, aby uzyskać lepszy wgląd w patofizjologię AKI i jej potencjalne podejścia terapeutyczne5.
Aby naśladować kliniczny scenariusz hipoperfuzji nerek w okresie okołooperacyjnym, model obustronnej niedrożności tętnicy nerkowej jest uważany za odpowiedni. Poprzednio opisane modele pociągające za sobą jednostronne zamknięcie tętnicy nerkowej z resekcją lub bez resekcji przeciwległej nerki nie zapewniają wystarczającej przydatności klinicznej7,8. Chociaż modele te są wystarczające do wywołania AKI, nie przypominają rzeczywistych scenariuszy klinicznych ani pod względem rodzaju, ani czasu trwania urazu.
Celem tego artykułu jest przedstawienie świńskiego modelu przezskórnego obustronnego tymczasowego zamknięcia tętnic nerkowych za pomocą okluzji balonowo-cewnikowej pod angiografią. Obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej naśladuje kliniczny scenariusz hipoperfuzji nerkowej, po której następuje usunięcie balonu w celu reperfuzji9,10. Opisano etapy techniczne, w tym cewnikowanie, prowadzenie cewnika, angiografię i monitorowanie hemodynamiczne. Metoda ta nie tylko pozwala na wysoce kontrolowane i powtarzalne zamknięcie tętnic nerkowych, ale dostęp przezskórny minimalizuje wpływ reakcji zapalnej poprzez ograniczenie ilości zniewagi dla organizmu w porównaniu z podejściem otwartym.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie badania in vivo zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Boston Children's Hospital (Protokół 18-06-3715). Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Rysunek 1 pokazuje oś czasu, w tym znieczulenie, przygotowanie chirurgiczne i punkty czasowe dla podstawowych pomiarów wyników tego badania.
1. Indukcja, znieczulenie i intubacja
- Aby zapobiec niepotrzebnemu stresowi i dyskomfortowi, należy uspokoić świnię poprzez domięśniowe wstrzyknięcie mieszaniny tiletaminy/zolazepamu 4-6 mg/kg i ksylazyny 1,1-2,2 mg/kg, a także izofluranu 3% za pomocą maski na twarz.
- Kankaniuj żyłę uszną, aby uzyskać dostęp żylny za pomocą kaniuli dożylnej 20 G po zdezynfekowaniu obszaru 95% etanolem. Rozpocząć infuzję podtrzymującą (0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h).
- Zaintubować świnię rurką dotchawiczą (rozmiar 7 dla świń o wadze 40-50 kg) po potwierdzeniu adekwatności znieczulenia. Wykonać wentylację balonową z częstotliwością 12 oddechów/min i przetransportować świnię na salę operacyjną.
- Ułóż zwierzę na stole operacyjnym w pozycji leżącej. Natychmiast uruchomić mechaniczną wentylację nadciśnieniową o FiO2 0,50, objętości oddechowej 10 ml/kg i częstotliwości 12 oddechów/min przy ciągłej kapnografii.
- Umieść pulsoksymetr na uchu lub dolnej wardze, aby zapewnić ciągłe monitorowanie.
- Utrzymuj normotermię (37 °C) za pomocą podkładki podgrzewanej powietrzem.
- Aby utrzymać znieczulenie ogólne, należy utrzymywać podawanie izofluranu na poziomie 0,5-4% przez rurkę dotchawiczą. Przez cały czas trwania zabiegu należy stale monitorować EKG, ciśnienie tętnicze krwi, temperaturę i kapnografię, aby zmierzyć głębokość znieczulenia.
- Założyć cewnik Foleya, aby sprawdzić stan płynów zwierzęcia i monitorować wydalanie moczu poprzez zbieranie moczu w worku drenażowym.
UWAGA: Samice świń są preferowane w stosunku do samców ze względu na anatomiczne cechy ich cewki moczowej, które umożliwiają łatwiejsze cewnikowanie.
2. Przygotowanie chirurgiczne i dostęp naczyniowy
- Ułóż zwierzę w sterylny sposób.
- Zdezynfekuj prawą boczną część szyi, nakładając betadynę, a następnie 95% etanol 3 razy.
- Wykonaj cięcie w celu cewnikowania prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej. Cofnij mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy na bok i rozkrój go do prawej tętnicy szyjnej i prawej żyły szyjnej.
- Włóż osłonkę do angiografii 5F zarówno do tętnicy, jak i żyły. Zabezpiecz go jedwabnym szwem 2-0.
- Wprowadzić osłonkę do angiografii 5F techniką Seldingera do lewej tętnicy udowej.
- Aby wykonać technikę Seldingera, należy nakłuć tętnicę udową za pomocą wydrążonej igły. Przełóż prowadnik z miękką końcówką przez światło i wsuń go do tętnicy udowej.
- Trzymaj prowadnik bezpiecznie ręką podczas wyjmowania igły. Przełóż osłonkę angiografii przez prowadnik do tętnicy udowej i wyjmij prowadnik. W razie potrzeby skorzystaj z poradnictwa ultrasonograficznego.
3. Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek
- Podawać dożylnie 200 j.m./kg heparyny sodowej w celu uzyskania ogólnoustrojowego antyzakrzepu (docelowy czas krzepnięcia aktywowanego (ACT) > 300 s).
- Wykonaj angiografię, wstrzykując jodowany środek kontrastowy pod fluoroskopią, aby zidentyfikować tętnice nerkowe.
UWAGA: Aby zmniejszyć ryzyko nefrotoksyczności wywołanej kontrastem, należy rozcieńczyć jodowany środek kontrastowy w roztworze 1:1 z solą fizjologiczną. Sporządzić tabelę dawkowania dla wszystkich zwierząt, aby zapewnić równoważne dawkowanie. - Zidentyfikuj tętnice nerkowe, ręcznie przesuń prowadnik w cewniku prowadzącym.
- Umieść cewnik prowadzący 5F JL4 w lewej tętnicy nerkowej przez prawą tętnicę szyjną (Rysunek 1A).
- Umieść drugi cewnik prowadzący 5F JL4 w prawej tętnicy nerkowej przez lewą tętnicę udową (Rysunek 1A).
- Użyj prowadników, aby skierować cewnik rozszerzający 5F do przezskórnej angioplastyki prześwietlanej (PTA) w każdej tętnicy nerkowej.
UWAGA: Zaleca się umieszczenie balonu w bliższej tętnicy nerkowej tak, aby żadne gałęzie lub pobocza tętnicy nerkowej nie pozostały widoczne po napompowaniu balonu. - Umieść każdy cewnik balonowy na miejscu i podłącz przewód ciśnieniowy do każdego cewnika.
- Sprawdź obecność fal tętna tętniczego w monitorze ciśnienia, aby zapewnić prawidłowe ustawienie cewnika.
- Napompuj każdy balon i celuj w ciśnienie około 2,5 atm wewnątrz balonu (Rysunek 1B).
- Aby potwierdzić ustanie przepływu krwi do nerek, obserwuj spłaszczenie kształtu fali tętna na końcu cewnika balonowego.
- Wstrzyknąć jodowy środek kontrastowy (rozcieńczenie 1:1) i sprawdzić, czy nie ma zmętnienia naczyń nerkowych.
UWAGA: Możliwe jest również wypełnienie balonu jodowym środkiem kontrastowym w celu wizualizacji napompowanego balonu. Jednak ta metoda nie jest tak czuła, jak spłaszczanie fali tętna w celu potwierdzenia niedrożności tętnic nerkowych. - Po 60 minutach niedrożności ostrożnie opróżnij cewniki balonowe i usuń je z tętnic nerkowych.
- Wykonaj angiografię (przy użyciu rozcieńczonego środka kontrastowego w stosunku 1:1) w celu potwierdzenia drożności tętnicy nerkowej i ustalenia reperfuzji nerkowej (Ryc. 1C).
- Usunąć osłonkę angiografii 5F z lewej tętnicy udowej.
- Mocno uciskać miejsce cewnikowania przez 30 minut.
- Odwróć działanie heparyny przez podanie protaminy (3 mg/kg) do momentu normalizacji ACT.
- Aby pobrać próbkę moczu w okresie pooperacyjnym, przymocuj rurkę do cewnika Foleya za pomocą jedwabnego szwu 2-0 za pomocą przerwanego szwu na skórze.
- Pozostaw osłonki angiografii w prawej tętnicy szyjnej i prawej żyle szyjnej na miejscu i zabezpiecz je jedwabnym szwem 2-0 za pomocą przerwanego szwu, aby umożliwić pobieranie krwi przez cały czas trwania badania.
- Zamknij nacięcie szyi jedwabnym szwem 2-0 za pomocą ciągłego ściegu w 2 warstwach.
- Bupiwakainę (3 mg/kg mc.) należy podawać w miejsce nacięcia, aby zminimalizować ból.
- Kontynuuj nawadnianie zwierzęcia 0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h przez łącznie 2 godziny po zakończeniu niedokrwienia.
- Umieść plaster z fentanylem (25-50 μg/h) na grzbiecie zwierzęcia, aby zminimalizować ból pooperacyjny.
- Należy podać domięśniowe wstrzyknięcie buprenorfiny (0,005-0,1 mg/kg) w celu zminimalizowania bólu pooperacyjnego.
- Monitoruj zwierzę i utrzymuj je w wentylacji mechanicznej do momentu przebudzenia.
4. Odzyskiwanie zwierząt
- Po przebudzeniu umieść zwierzę w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.
- Kontynuuj obracanie zwierzęcia z jednej boku na drugą, aż odzyska pełną świadomość i zdolność do poruszania się.
- Zapewnij wodę i jedzenie ad libitum.
5. Ocena funkcjonalna
- Pobrać próbki krwi i moczu zgodnie z pożądanym protokołem.
UWAGA: W tym badaniu wyznaczono następujące punkty czasowe: wartość wyjściowa (1 h po rozpoczęciu protokołu nawodnienia i przed niedrożnością tętnic nerkowych), koniec niedokrwienia i reperfuzja (2 h, 6 h, 24 h). - Pobrać próbki krwi tętniczej i żylnej. Przechowuj je w próżniowach pokrytych heparyną litową lub EDTA do późniejszej analizy.
UWAGA: Krew należy pobrać bezpośrednio z cewników w tętnicy szyjnej i żyle szyjnej. - Pobrać próbki moczu z cewnika Foleya i przechowywać je w probówkach o pojemności 15 ml do analizy.
UWAGA: Zbierz mocz z worka drenażowego podłączonego do cewnika Foleya. - Aby określić ilość wydalanego moczu, opróżnij worek drenażowy i zbieraj mocz przez 1 h.
UWAGA: W przypadku 6-godzinnego punktu czasowego, w którym worek drenażowy nie jest podłączony do cewnika Foleya, zamknij rurkę podłączoną do cewnika Foleya na 30 minut, a następnie zbierz mocz za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml w celu określenia wydalania moczu.
6. Eutanazja
- Po zakończeniu okresu reperfuzji należy wykonać znieczulenie i monitorować zgodnie z powyższym opisem.
- Kontynuuj nawodnienie za pomocą 0,9% NaCl w dawce 5 ml/kg/h.
- Użyj cewnika tętniczego i żylnego do pobierania krwi oraz cewnika Foleya, aby określić wydalanie moczu. Zbierz końcowe próbki krwi i moczu i oblicz wydalanie moczu.
- Wykonaj 15-centymetrowe nacięcie laparotomii w linii środkowej za pomocą ostrza w rozmiarze 10 od mieczyka mieczykowatego do środkowej części miednicy.
- Użyj prostego bocznego retraktora, aby cofnąć skórę brzucha.
- Wypreparuj boczne przyczepy otrzewnej ściany brzucha, aby odsłonić prawą i lewą zaotrzewnową.
- Zidentyfikuj i tępo wypreparuj zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły.
- Podwiązać zarówno tętnice nerkowe, jak i żyły za pomocą jedwabnego szwu 2-0 i wykonać obustronną nefrektomię w celu pobrania całych próbek tkanek do analizy histologicznej i metabolicznej.
- Poddać zwierzę eutanazji preferowaną metodą eutanazji (np. wykrwawienie, pentobarbital)
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Analiza funkcjonalna
Reprezentatywne wyniki niniejszego badania pochodzą od 6 zwierząt, a przedstawione dane stanowią średnią ± błąd standardowy średniej. Funkcję nerek ocenia się poprzez oznaczenie diurezy, szacowanego współczynnika filtracji kłębuszkowej (eGFR), poziomu kreatyniny w osoczu oraz poziomu azotu moczowego we krwi (BUN). Biomarkery funkcji nerek są oceniane przy użyciu przenośnego analizatora biochemicznego. eGFR oblicza się według następującego wzoru: eGFR =1.879 × BW1.092/P...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
AKI jest powszechnym zaburzeniem klinicznym dotykającym do 50% hospitalizowanych dorosłych pacjentów na całym świecie 6,12. Do dalszego badania patofizjologii choroby i potencjalnych celów terapeutycznych potrzebny jest klinicznie istotny model zwierzęcy. Chociaż istnieje kilka mysich modeli replikujących AKI, nie naśladują one w pełni odpowiednich scenariuszy klinicznych i anatomii ludzkiej nerki. W niniejszym badaniu zaproponowano klinicznie istotny model trzod...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Dr. Arthurowi Nedderowi za jego pomoc i wskazówki. Praca ta była wspierana przez Richard A. and Susan F. Smith President's Innovation Award, Michael B. Klein and Family, The Sidman Family Foundation, The Michael B. Rukin Charitable Foundation, The Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund oraz The Boston Investment Council.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań, USP, 100 ml plastikowy pojemnik Viaflex | Baxter | 2B1302 | Do nawadniania zwierząt |
| Środek kontrastowy 100,0 ml pożywki iniekcyjnej BTL ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | Do wizualizacji układu naczyniowego |
| Bard Bardia Zamknięty system Worek do drenażu moczu | BARD Inc 802001 | Do zbierania moczu | |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | Do przechowywania próbek krwi |
| BD Vacutainer Heparyna litowa | BD | 366667 | Do przechowywania próbek krwi |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | Do dezynfekcji skóry |
| Retraktor Bookwalker | Codman | Do retrakcji skóry | |
| Bupiwakaina 0,25% | Hospira | Podawać w miejscu nacięcia w celu znieczulenia | |
| Buprenorfina SR | Zoo Pharm | Butelka 10 mg / ml, Dawka: 0,2 mg / kg SC | |
| Cath angio 5,0 Fr x100,0 cm 0,038 w JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | Do identyfikacji tętnic nerkowych |
| Rurka dotchawicza z mankietem | Emdamed | Aby ustalić bezpieczne drogi oddechowe na czas operacji | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Monitor saturacji tlenem | GE Healthcare Madison WI | Do monitorowania nasycenia tlenem | |
| inflator Encore 26 | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | Do napełniania cewników balonowych |
| Etanol 95% (alkohol etylowy) | Henry Schein | Do dezynfekcji skóry | |
| Plaster fentanylowy | Mylan | Dawka: 25-50mcg / h, TD | |
| Gold pokryty silikonem Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | Do moczu kolekcja | |
| Heparyna sodowa | LEO Pharma A/S | Dawka: 200 j.m./kg | |
| Aparat ultrasonograficzny IV i33 | Phillips | W razie potrzeby skorzystaj ze wskazówek ultrasonograficznych do cewnikowania kości udowej | |
| Diagnostyczny przewód doprowadzający Inqwire - 0,035" (0,89 mm) - 260 cm (102") - końcówka j 1,5 mm | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | Do prowadzenia cewników balonowych do tętnic nerkowych |
| Cewnik dożylny, rozmiar 20 Santa | Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | Do podawania płynów |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dawka: 3%, INH |
| Metzenbaum zakrzywiony 14,5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | Do preparowania i cięcia tkanek |
| Zestaw jednorazowego przetwornika dla noworodków z urządzeniem do spłukiwania 30 ml / h i podwójnymi 4-kierunkowymi zaworami odcinającymi do ciągłego monitorowania | Argon Medical | 041588505A | Do pomiaru ciśnienia |
| Cewnik dylatacyjny Powerflex pro PTA 6 x 20 mm - długość trzonka (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | Do niedrożności tętnic nerkowych |
| Przewody do monitorowania ciśnienia mll/mll - 12" przezroczyste, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | Do pomiaru ciśnienia |
| Pakiet zabiegowy | Molnlycke Health Care | 97027809 | Obłożenie chirurgiczne, gaziki, strzykawki, zlewka itp |
| Protamina | Henry | Schein 1044148 | Do odwrócenia |
| heparynyOstrze skalpela - rozmiar #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | Do nacięć skóry |
| Odcinanie iv 4-kierunkowy lrg otwór rotg męski ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | Do łączenia rurek |
| Prosty zwijacz boczny | Codman | Do retrakcji skóry | |
| Szew perma hnd 18in 2-0 warkocz jedwabny blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | Do szycia miejsca nacięcia i zabezpieczania cewniki |
| Strzykawka do wstrzykiwań kontrastowych 10 ml stała męska czerwień luer MERIT | MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | Do podawania środka kontrastowego |
| Strzykawka medyczna 60ml ll plst strl ltx bezpłatna dystrybucja | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | Do zbierania moczu i płukania angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dawka: 4-6 mg / kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dawka: 1,1-2,2 mg / kg, IM |
Bibliografia
- Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes. Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501(2020).
- Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14(2011).
- Amdisen, C., et al. Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model. PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).
- Bhargava, P., Schnellmann, R. G. Mitochondrial energetics in the kidney. Nature Reviews Nephrology. 13 (10), 629-646 (2017).
- Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).
- Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit. Critical Care Research and Practice. 2013, 9(2013).
- Jabbari, H., et al. Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809(2020).
- Malagrino, P. A., et al. Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model. Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).
- Freeman, R. V., et al. Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose. American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).
- Gasthuys, E., et al. Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research. Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).
- Doulamis, I. P., et al. Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).
- Rewa, O., Bagshaw, S. M. Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics. Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).
- Grossini, E., et al. Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).
- Laskey, W. K., et al. Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention. Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
