Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modelowanie udaru u myszy: ogniskowe zmiany korowe spowodowane fotozakrzepicą

7.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62536

⸱

6 maja 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisany jest model udaru fotozakrzepowego, w którym udar jest wytwarzany przez nienaruszoną czaszkę poprzez wywołanie trwałej okluzji mikronaczyniowej za pomocą oświetlenia laserowego po podaniu barwnika światłoczułego.

Streszczenie

Udar mózgu jest główną przyczyną zgonów i nabytej niepełnosprawności dorosłych w krajach rozwiniętych. Pomimo szeroko zakrojonych badań nad nowymi strategiami terapeutycznymi, opcje terapeutyczne dla pacjentów po udarze mózgu są nadal ograniczone. Dlatego potrzebne są dalsze badania nad szlakami patofizjologicznymi, takimi jak zapalenie po udarze, angiogeneza, plastyczność neuronów i regeneracja. Biorąc pod uwagę niezdolność modeli in vitro do odtworzenia złożoności mózgu, eksperymentalne modele udaru mózgu są niezbędne do analizy, a następnie oceny nowych celów leków dla tych mechanizmów. Ponadto pilnie potrzebne są szczegółowe, ustandaryzowane modele dla wszystkich procedur, aby przezwyciężyć tzw. kryzys replikacyjny. W ramach prac prowadzonych w ramach konsorcjum badawczego ImmunoStroke opisano standaryzowany mysi model fotozakrzepowy wykorzystujący dootrzewnowe wstrzyknięcie Rose Bengal i oświetlenie nienaruszonej czaszki za pomocą lasera o długości fali 561 nm. Model ten umożliwia wykonanie udaru u myszy z przydziałem do dowolnego obszaru korowego mózgu bez inwazyjnej operacji; Umożliwiając w ten sposób badanie udaru mózgu w różnych obszarach mózgu. W tym filmie przedstawiono chirurgiczne metody indukcji udaru mózgu w modelu fotozakrzepowym wraz z analizą histologiczną.

Wprowadzenie

Udar niedokrwienny pozostaje główną przyczyną zgonów i nabytej niepełnosprawności dorosłych w krajach rozwiniętych w XXI wieku, odpowiadając za około 2,7 miliona zgonów w 2017 roku na całym świecie1. Nawet przy ogromnych wysiłkach społeczności naukowej, dostępnych jest niewiele metod leczenia. Co więcej, przy tak wysokich kryteriach wykluczenia, te i tak już ograniczone opcje nie są dostępne dla wielu pacjentów, co skutkuje pilną potrzebą opracowania nowatorskich metod leczenia w celu poprawy sprawności funkcjonalnej po udarze.

Biorąc pod uwagę niezdolność modeli in vitro do replikowania złożonych interakcji mózgu, modele zwierzęce są niezbędne do przedklinicznych badań nad udarem. Myszy są najczęściej wykorzystywanym modelem zwierzęcym w dziedzinie badań nad udarem. Większość z tych mysich modeli ma na celu wywołanie zawału poprzez zablokowanie przepływu krwi w tętnicy środkowej mózgu (MCA), ponieważ większość zmian po udarze mózgu u ludzi znajduje się na terytorium MCA2. Chociaż modele te lepiej odwzorowują zmiany po udarze mózgu u ludzi, obejmują one operacje konwulacyjne z dużą zmiennością objętości zawału.

Od czasu zaproponowania przez Rosenbluma i El-Sabbana modelu fotozakrzepowego w 1977 roku3, a później zastosowania tego modelu do szczurów Watson et al.4, stał się on powszechnie stosowany w badaniach nad udarem niedokrwiennym5,6. Model udaru fotozakrzepowego indukuje miejscowy i zdefiniowany zawał kory mózgowej w wyniku fotoaktywacji światłoczułego barwnika, który został wcześniej wstrzyknięty do przepływu krwi. Powoduje to miejscową zakrzepicę naczyń w miejscach narażonych na działanie światła. Krótko mówiąc, po wystawieniu na działanie światła z wstrzykniętego światłoczułego barwnika indukowane jest miejscowe uszkodzenie oksydacyjne błony komórkowej śródbłonka, co prowadzi do agregacji płytek krwi i tworzenia skrzepliny, a następnie miejscowego zakłócenia przepływu krwi w mózgu7.

Główna zaleta tej techniki tkwi w prostocie wykonania i możliwości skierowania zmiany do pożądanego obszaru. W przeciwieństwie do innych eksperymentalnych modeli udaru, do wykonania modelu udaru fotozakrzepowego potrzebna jest niewielka wiedza chirurgiczna, ponieważ zmiana jest wywoływana przez oświetlenie nienaruszonej czaszki. Co więcej, dobrze rozgraniczone granice (Rysunek 2A i Rysunek 5B) oraz elastyczność w wywoływaniu zmiany w określonym regionie mózgu mogą ułatwić badanie odpowiedzi komórkowych w obrębie niedokrwionego lub nienaruszonego obszaru kory mózgowej8. Z tych powodów podejście to jest odpowiednie do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów plastyczności kory mózgowej.

W ciągu ostatnich kilku dekad, rosnące obawy związane z brakiem odtwarzalności między grupami badawczymi zostały nazwane tak zwanym kryzysem replikacji9. Po koordynacji pierwszego przedklinicznego, randomizowanego, kontrolowanego, wieloośrodkowego badania klinicznego w 2015 r10, proponowanego narzędzia do poprawy badań przedklinicznych11,12,13, potwierdzono, że jedną z przyczyn niepowodzenia odtwarzalności między badaniami przedklinicznymi z niezależnych laboratoriów był brak wystarczającej standaryzacji eksperymentalnych modeli udaru mózgu i parametrów końcowych14. W związku z tym, kiedy powstało konsorcjum ImmunoStroke (https://immunostroke.de/), które ma na celu zrozumienie interakcji mózg-układ immunologiczny leżących u podstaw mechanistycznych zasad powrotu do zdrowia po udarze, standaryzacja wszystkich eksperymentalnych modeli udaru w każdej grupie badawczej była niezbędna.

Tutaj opisana jest standardowa procedura indukcji modelu fotozakrzepowego, stosowana w wyżej wymienionym konsorcjum badawczym. Krótko mówiąc, zwierzę zostało poddane znieczuleniu, otrzymało zastrzyk z róży bengalskiej (10 μl / g) dootrzewnowo, a nienaruszona czaszka, 3 mm pozostała od bregmy, została natychmiast oświetlona laserem o długości fali 561 nm przez 20 minut (Ryc. 1). Ponadto przedstawiono powiązaną metodę histologiczną i behawioralną do analizy wyniku udaru w tym modelu. Wszystkie metody opierają się na standardowych procedurach operacyjnych opracowanych i stosowanych w laboratorium.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty opisane w tym filmie zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych, a protokoły zostały zatwierdzone przez niemieckie komitety rządowe (Regierung von Oberbayern, Monachium, Niemcy). Myszy użyte w tym badaniu były samcami myszy C57Bl / 6J w wieku 10-12 tygodni i wysłanymi przez Charles River Germany. Zwierzęta trzymano w kontrolowanych temperaturach (22 °C ± 2 °C), z 12-godzinnym okresem cyklu światło-ciemność oraz dostępem do granulowanego pokarmu i wody ad libitum.

1. Przygotowanie materiału i instrumentów

  1. Rozpuść Rose Bengal w 0,9% roztworze soli fizjologicznej, aby osiągnąć końcowe stężenie 10 mg/ml. Podłącz koc grzewczy, aby utrzymać ciepło w miejscu operacji i utrzymać temperaturę ciała myszy podczas znieczulenia na poziomie 37 °C.
  2. Przygotuj nożyczki, kleszcze, kawałki bawełny, maść do oczu z dekspantenolu i materiał do szycia. Przygotować strzykawkę z roztworem soli fizjologicznej (bez igły), aby utrzymać nawodnienie miejsca operacji. Przygotuj gaz znieczulający (100%O2 + izofluran).

2. Przygotowanie zwierzęcia

  1. Środek przeciwbólowy należy wstrzyknąć 30 minut przed zabiegiem (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).
  2. Zapisać masę ciała myszy, aby dostosować dawkę Rose Bengal do wstrzyknięcia (10 μl/g, tj. 100 μg/g).
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej o natężeniu przepływu izofluranu 4%, aby znieczulić ją do momentu ustania spontanicznego ruchu ciała i wibrysów.
  4. Przenieś mysz do ramki stereotaktycznej i umieść ją w pozycji leżącej z nosem w masce anestezjologicznej. Utrwalić zwierzę i utrzymywać stężenie izofluranu na poziomie 4% przez 1 minutę. Następnie należy zmniejszyć i utrzymać stężenie izofluranu na poziomie 2%.
  5. Delikatnie włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę podczas zabiegów chirurgicznych. Ustaw powiązaną poduszkę grzewczą sterowaną sprzężeniem zwrotnym, aby utrzymać temperaturę korpusu myszy na poziomie 37 °C.
  6. Nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy i oczyść skórę i otaczającą sierść środkiem dezynfekującym.

3. Model fotozakrzepicy

  1. Wykonaj podłużne nacięcie o długości 2,0-2,5 cm i cofnij się, aby odsłonić czaszkę. Wykonaj odsłonięcie czaszki za pomocą jednego cięcia, aby uniknąć powikłań rany.
  2. Delikatnie usuń okostną bawełną i zidentyfikuj szwy koronalne.
  3. Załóż okulary ochronne, włącz laser 561 nm i zaznacz bregmę +3 mm po lewej stronie.
  4. Wyłącz laser, naklej naklejkę z otworem o średnicy 4 mm umieszczoną w oznaczonych wyżej współrzędnych.
  5. Wstrzyknąć myszy różę bengalską (10 μl/g) dootrzewnowo. Umieść wiązkę lasera w odległości 4-5 cm od czaszki, włącz laser 561 nm i oświetlaj czaszkę przez 20 minut.
  6. Nałóż dwie krople 0,9% soli fizjologicznej na czaszkę, aby się nawodnić, zszyj ranę i umieść zwierzę w komorze regeneracyjnej w temperaturze 37 °C, aby wyzdrowiało ze znieczulenia. Po 1 godzinie umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.
  7. Analgezję należy wstrzykiwać co 12 godzin przez 3 dni po zabiegu (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).

4. Działanie pozorowane

  1. Przeprowadzić dwie różne procedury operacji pozorowanych, jak opisano w krokach 4.1.1 i 4.1.2.
    1. Wykonaj wszystkie procedury identycznie jak w przypadku operacji opisanej powyżej. Wstrzyknąć Rose Bengal bez włączania lasera. Po 20 minutach w znieczuleniu pozwól zwierzętom pozostać w komorze rekonwalescencji przez 1 godzinę, aby dojść do siebie, zanim zostaną zwrócone do klatek.
    2. Wykonaj wszystkie procedury identycznie jak w przypadku operacji opisanej powyżej, włączając laser. Nie należy wstrzykiwać leku Rose Bengal. Po 20 minutach oświetlenia laserowego pozwól zwierzętom pozostać w komorze rekonwalescencji przez 1 godzinę, aby zregenerować się po znieczuleniu, zanim zostaną zwrócone do klatek.

5. Plamka laserowa

  1. Podłącz podgrzewany koc, aby utrzymać ciepło w miejscu operacji i utrzymać temperaturę ciała myszy podczas znieczulenia na poziomie 37 °C.
  2. Umieść mysz w komorze indukcyjnej o natężeniu przepływu izofluranu 4%, aby znieczulić ją do momentu ustania spontanicznego ruchu ciała i wibrysów, a następnie przenieś mysz do ramy stereotaktycznej.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej z nosem w masce anestezjologicznej. Utrwalić zwierzę i utrzymywać stężenie izofluranu na poziomie 4% przez 1 min. T hen zmniejszyć i utrzymywać je na poziomie 2%.
  4. Delikatnie włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę podczas zabiegów chirurgicznych. Ustaw powiązaną poduszkę grzewczą sterowaną sprzężeniem zwrotnym, aby utrzymać temperaturę ciała myszy na poziomie 37 °C i nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy. Oczyść skórę i otaczającą sierść środkiem dezynfekującym.
  5. Wykonaj podłużne nacięcie o długości 2,0-2,5 cm i cofnij się, aby odsłonić czaszkę. Wykonaj odsłonięcie czaszki za pomocą jednego cięcia, aby uniknąć powikłań rany.
  6. Umieść ramkę sterotaktyczną pod plamką lasera i dostosuj wysokość, aby uzyskać ostry obraz. Ustaw ostrość kamerę do obrazowania perfuzji plamkowej (LSI) na oknie czaszki. Skonfiguruj system kamer do obrazowania plamkami laserowymi o wysokiej rozdzielczości (LSI) zgodnie z wcześniejszym opisem15.
  7. Pozyskiwanie danych z pola widzenia 1 cm x 1 cm za pomocą laserów o długości fali 785 nm i mocy 80 mW z szybkością 21 obrazów/s w odległości roboczej 1 cm przez 1 min.
  8. Po wykonaniu zdjęcia nałóż dwie krople 0,9% soli fizjologicznej na czaszkę w celu nawodnienia, zszyj ranę i umieść zwierzę w komorze regeneracyjnej w temperaturze 37 °C, aby doszło do siebie po znieczuleniu przez 1 godzinę. Po 1 godzinie umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.

6. Neuroscore

UWAGA: Do analizy deficytów neurologicznych używana jest zmodyfikowana skala neurologiczna opublikowana przez Eckensteina i in. w 1997 roku15.

  1. Oceń zwierzęta pod kątem deficytów ogólnych (Tabela 1) i ogniskowych (Tabela 2). Ta złożona skala mieści się w zakresie od 0 (brak deficytów) do 46 (poważne upośledzenia).
  2. Wykonuj neuroscore o tej samej porze każdego dnia i używaj ubrań chirurgicznych, aby zachować neutralny zapach.
  3. Przed badaniem przyzwyczaj myszy do 30 minut w pomieszczeniu z otwartą klatką i pozwól im obserwować każdy przedmiot przez 30 sekund.

7. Perfuzja

  1. Przygotować strzykawkę o pojemności 20 ml zawierającą PBS-heparynę (2 j./ml) i umieścić ją 1 m nad stołem, aby ułatwić/zapewnić perfuzję grawitacyjną.
  2. Wstrzyknąć dootrzewnowo 100 μl ketaminy i ksylazyny (odpowiednio 120/16 mg/kg masy ciała). Odczekaj 5 minut i potwierdź ustanie spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.
  3. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj powierzchnię brzucha 100% etanolem. Wykonaj nacięcie w jamie brzusznej o długości 3 cm; Przetnij przeponę i żebra, aby całkowicie uwidocznić serce.
  4. Wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku i wprowadź kaniulę perfuzyjną do lewej komory i utyń 20 ml PBS-heparyny.
  5. Po perfuzji odetnij zwierzę i usuń mózg, zamroź je za pomocą suchego lodu i przechowuj w temperaturze -80 °C do dalszego użycia.

8. Wolumetria zawału

  1. Kriosekcja: Wycinaj mózg szeregowo na kriostacie do odcinków o grubości 20 μm co 120 μm i montuj na szkiełkach. Szkiełka należy przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu dalszej obróbki.
  2. Barwienie fioletem krezylowym (CV)
    1. Aby przygotować roztwór barwiący, zmieszać 0,5 g octanu CV w 500 mlH2O. Wymieszać i podgrzewać (60 °C), aż kryształy się rozpuszczą. Pozostaw roztwór do ostygnięcia i przechowuj go w ciemnej butelce. Podgrzej do 60 °C i przefiltruj (filtr bibułowy) przed każdym użyciem.
    2. Suszyć szkiełka w temperaturze pokojowej przez 30 minut. Umieścić je w 95% etanolu na 15 minut, następnie w 70% etanolu na 1 minutę, a następnie w 50% etanolu na 1 minutę.
    3. Umieść szkiełka w wodzie destylowanej na 2 minuty, odśwież wodę destylowaną i ponownie umieść szkiełka w wodzie na 1 minutę. Następnie umieścić szkiełka w podgrzanym roztworze barwiącym na 10 minut w temperaturze 60 °C. Umyć szkiełka dwukrotnie w wodzie destylowanej przez 1 minutę.
    4. Umieść szkiełka w 95% etanolu na 2 minuty. Następnie umieść je w 100% etanolu na 5 minut, odśwież 100% etanol i ponownie umieść szkiełka w 100% etanolu na 2 minuty. Następnie przykryj szkiełka medium montażowym.
    5. Analiza: Zeskanuj szkiełka i przeanalizuj objętość pośredniego zawału metodą Swansona16, aby skorygować obrzęk: Obszar niedokrwienny = (obszar niedokrwienny)-((półkula ipsilateralna) - (półkula przeciwległa)).

9. Barwienie tunelowe (zestaw do wykrywania apoptozy in situ)

  1. Wysuszyć szkiełka, po utrwaleniu w 4% paraformaldehydzie w PBS (ph 7,4) przez 10-20 minut w temperaturze pokojowej. Przemyć w PBS, po utrwaleniu w wstępnie schłodzonym etanolu: kwas octowy 2:1 przez 5 minut w temperaturze -20 °C.
  2. Przemyć w PBS i zastosować bufor równowagowy (10 s do maksymalnie 60 min w temperaturze suchej) i zastosować siłę roboczą enzymu TdT (1 h w temperaturze 37 °C w wilgotnej komorze)
  3. Zastosować enzym zatrzymania/płukania siły roboczej (10 min przy RT), przemyć w PBS i nałożyć rozgrzany (RT) koniugat antydigoksygeniny o sile roboczej (30 min przy RT w ciemności)
  4. Umyć w PBS, inkubować z DAPI przez 5 minut w temperaturze pokojowej i zamontować szkiełka z pożywką fluoromount.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisany tutaj model jest modelem udaru fototrombotycznego wywołanego wstrzyknięciem Rose Bengal i naświetlaniem przez nienaruszoną czaszkę przez 20 min, przy stałej długości fali 561 nm i mocy wyjściowej włókna wynoszącej 25 mW. Chociaż cały zabieg fototromboticzny trwa 30 min, zwierzę pozostaje pod słabą anestezją, a uszkodzenie mózgu jest umiarkowane. Około 10 min po przeniesieniu do klatek wszystkie zwierzęta były rozbudzone, swobodnie poruszały się w klatce i wchodziły w interakcje z współlokatorami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Prezentowany protokół opisuje eksperymentalny model udarowy fotozakrzepicy poprzez oświetlenie nienaruszonej czaszki laserem o długości fali 561 nm, z uprzednim wstrzyknięciem dootrzewnowym Rose Bengal. Do niedawna wykorzystanie tego modelu było niewielkie, ale stale rośnie.

Śmiertelność podczas indukcji udaru mózgu w tym modelu jest nieobecna. Ogólna śmiertelność poniżej 5% powstaje podczas operacji z powodu powikłań anestezjologicznych lub poświęcenia po spełnieniu kryteriów wyłączenia. Aby ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Dziękujemy wszystkim naszym partnerom z Konsorcjów Immunostroke (FOR 2879, Od komórek odpornościowych do odzyskiwania po udarze) za sugestie i dyskusje. Praca ta została sfinansowana przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Niemiecka Fundacja Badawcza) w ramach niemieckiej strategii doskonałości w ramach Monachijskiego Klastra Neurologii Systemowej (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) oraz w ramach grantów LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 i LL-112/1-1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Laser o długości fali 561 nmSolnaCobolt HS-03
Kwas octowySigma Life Science695092
System anestezjologiczny do izofluranuDräger
ApopTag Zestaw do wykrywania apoptozy peroksydazy in situMiliporeS7100
Bepanthen pomadaBayer1578681
C57Bl/6JCharles River000664
CollimeterThorlabsF240APC-A Cotons
NOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl violetSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
Etanol 70%CLN Chemikalien Laborbedorf521005
Etanol 96%CLN Chemikalien Laborbedorf522078
Etanol 99%CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
Bibuła filtracyjnaMacherey-Nagel432018
Drobne nożyczkiFST15000-00
KleszczeFST11616-15
Koc grzewczyRegulator temperatury FHC DC  40-90-8D
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
KetamineInresa Arzneimittel GmbH
Laser SpecklePerimedPeriCam PSI HR
Mayor NożyczkiFST1410-15
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami PH: 7.4Apotheke Innestadt Uni MünchenP32799
Okulary ochronneLaser 2000NIR-ZS2-38
Rose BengalSigma Aldrich198250-5G
Medium montażowe Roti-HistokitRoth6638.1
Roztwór soliBraun131321
StereomikroskopZeissStemi DV4
RamkastereotaktycznaŚlizgi Stoelting51500U
Superfrost PlusThermo ScientificJ1800AMNZ
XylacineAlbrecht

Bibliografia

  1. GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
  2. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
  3. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
  4. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  5. Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
  6. Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
  7. Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
  8. Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370(2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  12. Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
  13. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
  14. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  17. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  18. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  19. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  20. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
  21. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  22. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  23. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729(2014).
  24. Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
  25. Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106(2018).
  26. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
  27. Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
  28. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  29. Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
  30. Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
  31. Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model udaru fototromboticznegoogniskowa lekcja korowamodel udaru u myszywstrzyknięcie bengały różowejnaświetlanie laseroweplastyczność korowaanaliza objętości zawałudeficyty sensoryczno-motoryczneobrazowanie in vivoanaliza histologiczna
Modelowanie udaru u myszy: ogniskowe zmiany korowe spowodowane fotozakrzepicą
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.