Artykuł metodologiczny

Zamknięte dwukomorowe nagrania pętli ciśnieniowo-objętościowej klatki piersiowej z cewnikami wstępnymi w modelu wieprzowym

DOI:

10.3791/62661

⸱

18 maja 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology Research, Aarhus University Hospital, 2Department of Clinical Medicine, Aarhus University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy podejście zamknięte w klatce piersiowej do zapisów pętli ciśnienia i objętości w dwóch komorach u świń z ostrą dysfunkcją prawej komory.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zapis pętli ciśnienie-objętość (PV) umożliwia najnowocześniejsze badanie niezależnych od obciążenia zmiennych wydajności komór. Ocena jednokomorowa jest często wykonywana w badaniach przedklinicznych. Jednak prawa i lewa komora wywierają funkcjonalną współzależność ze względu na ich równoległe i szeregowe połączenia, co zachęca do jednoczesnej oceny obu komór. Ponadto różne interwencje farmakologiczne mogą w różny sposób wpływać na komory oraz ich obciążenia wstępne i następcze.

Opisujemy nasze podejście z zamkniętą klatką piersiową do zapisów dwukomorowej pętli PV opartej na przyjęciu w świńskim modelu ostrego przeciążenia prawej komory (RV). Stosujemy techniki małoinwazyjne, w których wszystkie dostępy naczyniowe są sterowane za pomocą ultradźwięków. Cewniki PV są umieszczane pod kontrolą fluoroskopową, aby uniknąć torakotomii u zwierząt, ponieważ podejście z zamkniętą klatką piersiową utrzymuje odpowiednią fizjologię krążeniowo-oddechową. Technologia admitancji zapewnia nagrania w pętli fotowoltaicznej w czasie rzeczywistym bez konieczności przetwarzania post-hoc. Ponadto wyjaśniamy kilka podstawowych kroków rozwiązywania problemów w krytycznych punktach czasowych przedstawionej procedury.

Prezentowany protokół jest powtarzalnym i fizjologicznie istotnym podejściem do uzyskania dwukomorowego zapisu pętli PV serca w dużym modelu zwierzęcym. Można to zastosować do wielu różnych badań na zwierzętach sercowo-naczyniowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pętle ciśnienie-objętość (PV) zawierają dużą ilość informacji hemodynamicznych, w tym ciśnienia i objętości końcowoskurczowe i rozkurczowe, frakcję wyrzutową, objętość wyrzutową i pracę skokową1. Co więcej, przejściowa redukcja obciążenia wstępnego tworzy rodzinę pętli, z których można wyprowadzać zmienne niezależne od obciążenia2,3. Ta niezależna od obciążenia ocena funkcji komór sprawia, że zapisy pętli PV są najnowocześniejsze w ocenie hemodynamicznej. Zapis w pętli fotowoltaicznej może być wykonywany u ludzi, ale jest przede wszystkim stosowany i zalecany w badaniach przedklinicznych4,5,6.

Pętle ciśnienie-objętość można uzyskać zarówno z prawej komory (RV), jak i lewej komory (LV). Większość hipotez badawczych koncentruje się na pojedynczej komorze, co powoduje, że rejestrowane są tylko jednokomorowe pętle PV7,8,9,10. Jednak prawa i lewa komora wywierają współzależność skurczową i rozkurczową ze względu na ich szeregowe i równoległe połączenia w ciasnym osierdziu11. Zmiany w wydajności lub wielkości jednej komory wpłyną na wielkość, warunki obciążenia lub perfuzję drugiej komory. W ten sposób dwukomorowe zapisy pętli PV zapewniają bardziej kompleksową ocenę całkowitej sprawności serca. Interwencje farmakologiczne mogą również w różny sposób wpływać na obie komory i ich warunki obciążenia, co dodatkowo podkreśla znaczenie oceny dwukomorowej.

Cewniki PV mogą być wprowadzane do dowolnej komory za pomocą kilku podejść, w tym podejścia z otwartą klatką piersiową z dostępem z wierzchołka serca lub przez drogę odpływową RV 7,10,12,13,14. Jednak otwarcie klatki piersiowej wpłynie na warunki fizjologiczne i może wprowadzić stronniczość.

Na podstawie naszych doświadczeń z poprzednich badań15,16,17,18, staramy się przedstawić nasze podejście zamkniętej klatki piersiowej do zapisów dwukomorowej pętli PV w dużym zwierzęcym modelu ostrej niewydolności RV mającej minimalny wpływ na fizjologię układu krążeniowo-oddechowego (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został opracowany i wykorzystany do badań prowadzonych zgodnie z duńskimi i instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt i etyki. Duński Inspektorat ds. Badań nad Zwierzętami zatwierdził badanie (nr licencji 2016-15-0201-00840). Wykorzystano duńską samicę świni rzeźnej (krzyżówka Landrace, Yorkshire i Duroc) o wadze około 60 kg.

1. Znieczulenie i wentylacja

  1. Znieczulenie obudzonej świni za pomocą mieszanki Zoletil 1 ml/kg (patrz Tabela materiałów) w postaci wstrzyknięcia domięśniowego w celu zmniejszenia stresu, bólu i niepokoju zwierzęcia podczas transportu.
  2. Transport zwierzęcia z obiektów hodowlanych do ośrodków badawczych.
  3. Ustalić dostęp dożylny do żyły usznej.
    1. W tym celu należy lekko założyć opaskę uciskową na ucho, aby spowodować zastój krwi żylnej. Zdezynfekuj skórę nad widoczną, prostą żyłą etanolem.
    2. Nakłuć żyłę cewnikiem żylnym 20 G i zwolnić opaskę uciskową. Upewnij się, że dostęp jest zamocowany taśmą samoprzylepną, aby uniknąć przemieszczenia.
    3. Przepłukać izotonicznym roztworem soli fizjologicznej, aby zapewnić prawidłowe ułożenie cewnika żylnego. Obserwuj, czy żyła nie ulega lekkiemu odbarwieniu w miarę przechodzenia soli fizjologicznej.
      UWAGA: Jeśli pojawi się podskórne wybrzuszenie, cewnik żylny znajduje się w pozycji podskórnej i należy go usunąć. Rozważ ustanowienie drugiego dostępu dożylnego jako kopii zapasowej.
  4. Przenieś zwierzę na stół operacyjny. Umieść go w pozycji leżącej.
  5. Zaintubuj świnię za pomocą bezpośredniej laryngoskopii za pomocą rurki o rozmiarze 7. Przymocuj rurkę do pyska/głowy zwierzęcia, aby uniknąć przypadkowej ekstubacji. Upewnij się, że rurka jest prawidłowo umieszczona, szukając równych ruchów klatki piersiowej podczas wentylacji, stetoskopii i/lub wystarczającej ilości wydechowego dwutlenku węgla.
  6. Podłącz rurkę do wstępnie przetestowanego wentylatora mechanicznego i uruchom wentylację. Stosować wentylację z kontrolowanym ciśnieniem, bramkowaną objętościowo o objętości oddechowej 8 ml/kg i wentylację o niskim przepływie. Frakcja wdychanego tlenu (FiO2) może wynosić 0,21 dla normoksji lub więcej. Dostosuj częstość oddechów, aby osiągnąć poziom dwutlenku węgla wynoszący 5 kPa w okresie końca oddechu.
  7. Całkowite znieczulenie dożylne należy rozpocząć od propofolu w dawce 3 mg/kg/h i fentanylu w dawce 6,25 g/kg/h. Należy zapewnić wystarczające znieczulenie przy braku odruchów rogówkowych i reakcji na bolesny bodziec. W razie potrzeby zwiększyć infuzję.
    UWAGA: W żadnym momencie nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku (protokół przetrwania) lub nie zostanie poddane eutanazji.
  8. Monitoruj zwierzę za pomocą 3-odprowadzeniowego elektrokardiogramu i pulsoksymetrii.
  9. Zmierz temperaturę ciała. W razie potrzeby podgrzać zwierzę, osiągając normalną temperaturę świń wynoszącą 38–39 °C.
    UWAGA: Hipotermia może zwiększać ryzyko arytmogenezy wywołanej przez instrumentation19.
  10. Wprowadzić cewnik do pęcherza moczowego (rozmiar 14) przez dostęp przezpochwowy i podłączyć do worka na próbki moczu.
  11. W zależności od protokołu badania i hipotezy naukowej, która ma być badana, należy rozważyć podanie dożylne heparyny (5000 j.m. powtarzane co 4-6 godzin, jeśli to konieczne) i/lub amiodaronu (300 mg wlewu przez 20 min).
    UWAGA: Heparynizację można wykonać po ustaleniu dostępu wewnątrznaczyniowego. Leki te mogą złagodzić oprzyrządowanie, ale mogą zniekształcić wyniki. Alternatywnie, powolny wlew soli fizjologicznej na osłonki dożylne może zapobiec zakrzepicy wewnątrzświetlnej.
  12. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.

2. Dostęp wewnątrznaczyniowy

UWAGA: Dostęp wewnątrznaczyniowy należy zakładać w prawej zewnętrznej żyle szyjnej, lewej zewnętrznej żyle szyjnej, lewej tętnicy szyjnej, lewej tętnicy udowej i prawej żyle udowej. U świni żyła szyjna zewnętrzna jest znacznie większa niż żyła szyjna wewnętrzna, a zatem łatwiej dostępna. Wszystkie materiały wymagane w tej sekcji są pokazane w Rysunek 2A.

  1. Ogolić zwierzę w miejscach nakłucia w przypadku dostępu wewnątrznaczyniowego.
  2. Zdezynfekuj skórę chlorheksydyną (lub jodowidonem) i wytrzyj do czysta alkoholem izopropylowym. Powtórz jeszcze 2 cykle.
  3. Umieść sterylną serwetkę w dezynfekowanym obszarze z centralnie umieszczonym otworem w pokrowcu.
  4. Użyj urządzenia ultradźwiękowego z sondą liniową. Przykryj sondę sterylną osłoną i użyj sterylnego żelu do badania naczyniowego.
  5. Użyj sterylnego cewnika żylnego 17 G, aby nakłuć skórę i poprowadzić igłę do wewnątrznaczyniowego umiejscowienia za pomocą ultradźwięków (Rysunek 2B, C).
  6. Zastąp igłę prowadnikiem przy użyciu techniki Seldingera. Usuń cewnik żylny, pozostawiając tylko prowadnik w świetle wewnątrznaczyniowym. Następnie wykonaj małe nacięcie skóry (~5 mm) przylegające do prowadnika, aby ułatwić wprowadzenie osłony.
  7. Umieść osłonę 8 French (F) na przewodzie prowadzącym i w wybranym naczyniu (technika Seldingera). Wybierz osłonkę 8F w prawej zewnętrznej żyle szyjnej (do cewnikowania prawego serca) oraz w lewej tętnicy szyjnej (do cewnika pętlowego LV PV). Wystarczająca ilość światła jest niezbędna, aby uniknąć uszkodzenia cewników.
  8. Umieść osłonkę 7F w lewej zewnętrznej żyle szyjnej. Później zostanie ona wymieniona na większą osłonę (patrz kroki 4.4-4.6).
  9. Umieść osłonkę 7F w lewej tętnicy udowej. Dostęp służy do inwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi i gazometrii.
  10. Umieść osłonkę 12F (lub 14F, jeśli jest dostępna) w prawej żyle udowej w celu wprowadzenia balonu z żyły głównej dolnej (IVC). Rozważ użycie rozszerzacza w dwóch krokach dla większych osłon.
  11. Potwierdź i kontroluj położenie wszystkich osłonek, pobierając krew (odpowiednio żylną lub tętniczą) i łatwo przepłukując izotoniczną solą fizjologiczną. Osłonki są prawidłowo umieszczone w naczyniu krwionośnym, jeśli można pobrać krew bez oporu.
  12. Przymocuj wszystkie pochewki za pomocą szwu skórnego (rozmiar 3.0), aby uniknąć przypadkowego usunięcia osłonki. Szwy skórne zostaną usunięte po zakończeniu protokołu wraz z usunięciem osłonek.
  13. Podłączyć dostęp do tętnicy udowej do przetwornika ciśnienia i skalibrować do ciśnienia atmosferycznego. Upewnij się, że ta konfiguracja generuje prawidłową formę krzywej ciśnienia tętniczego.
  14. Pobrać próbkę krwi tętniczej z osłonki tętniczej i przeanalizować ją na próbniku krwi tętniczej, aby ocenić pH, tętnicze ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla (PaCO2) i tlenu (PaO2, w zależności od wybranego FiO2), a także poziom hemoglobiny, elektrolitów, glukozy we krwi i mleczanu.
    1. W razie potrzeby skoryguj elektrolity i poziom glukozy we krwi do standardowych wartości poprzez wlew potrzebnego produktu. W szczególności należy wziąć pod uwagę korektę poziomu potasu, ponieważ zaburzenia potasu mogą zwiększać ryzyko arytmogenezy wywołanej przez oprzyrządowanie.
  15. Jeśli świnia była na czczo przed eksperymentem, rozważ infuzję soli fizjologicznej w bolusie (10 ml/kg w infuzji przez 30-60 minut) lub podobnego krystaloidu, aby przeciwdziałać hipowolemii.
  16. Rozważ ciągłą infuzję izotonicznego roztworu soli fizjologicznej w ilości 4 ml/kg/h, aby przeciwdziałać poceniu się przez cały czas trwania protokołu.
    UWAGA: Na tym etapie eksperyment można wstrzymać.

3. Cewnik prawego serca

  1. Przepłucz cewnik Swan Ganz solą fizjologiczną i upewnij się, że balon jest prawidłowo napompowany.
  2. Podłącz porty cewnika Swan Ganz do przetworników ciśnienia. Zresetuj ciśnienie do ciśnienia atmosferycznego, utrzymując dwa porty ciśnieniowe (odpowiednio dla tętniczego ciśnienia płucnego i centralnego ciśnienia żylnego) na środkowym poziomie pachowym świni.
  3. Wprowadzić cewnik Swan Ganz przez osłonkę 8F w prawej żyle szyjnej (krok 2.7).
    UWAGA: Ołowiane fartuchy lub podobne środki ochronne powinny być noszone podczas korzystania z fluoroskopii.
  4. Obserwuj podczas fluoroskopii, gdy dystalna część cewnika Swan Ganz znajduje się poza osłonką. Napompuj balon za pomocą dołączonej strzykawki.
    UWAGA: Nadmuchanie balonu Swan Ganz wewnątrz pochwy spowoduje uszkodzenie balonu. Widok przednio-tylny fluoroskopii jest wystarczający dla wszystkich opisanych procedur.
  5. Przesuwaj cewnik Swan Ganz powoli, podążając za jego ruchami na fluoroskopii. Wolniejsze postępy pozwolą przepływowi krwi kierować cewnikiem.
  6. Obserwuj zmiany w sygnale ciśnienia z dystalnego portu, gdy wchodzi on do RV i krótko po tętnicy płucnej (Rysunek 3). Upewnij się, że cewnik przesuwa się bez żadnego oporu.
    1. Upewnij się, że ciśnienie zmienia się z 5-8 mmHg w centralnym krążeniu żylnym na 20-30 mmHg w skurczu i 0-5 mmHg w rozkurczu w RV. Po przejściu przez zastawki płucne ciśnienie rozkurczowe wyniesie 10-15 mmHg (patrz Rysunek 3 dla zmian kształtów sygnału ciśnienia).
      UWAGA: Ciśnienie skurczowe w RV i tętnicy płucnej powyżej 40 (lub średnie ciśnienie tętnicze płucne powyżej 25) może być oznaką nadciśnienia płucnego spowodowanego infekcją płucną u zwierzęcia. Należy pamiętać, że nadciśnieniowa wentylacja mechaniczna może również zwiększać ciśnienie w tętnicach płucnych.
  7. Opróżnij balon i upewnij się, że dystalny port ciśnieniowy nadal znajduje się w głównej tętnicy płucnej. Do tej weryfikacji należy użyć zarówno fluoroskopii, jak i sygnału ciśnienia.

4. Wprowadzenie cewnika ciśnieniowo-objętościowego do prawej komory (Rysunek 4)

  1. Przeczytaj i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta. Pozwól cewnikowi PV zanurzyć się w soli fizjologicznej przez co najmniej 30 minut.
  2. Otwórz oprogramowanie do akwizycji danych (patrz Tabela materiałów) z konfiguracją 8-kanałową (ciśnienie, objętość, faza i wielkość z obu komór). Kliknij przycisk Start, aby upewnić się, że sygnał ciśnienia jest rejestrowany. Poszukaj nadmiernego szumu w sygnale ciśnienia. Wartości będą bliskie 0 mmHg, ponieważ rejestrator ciśnienia nadal znajduje się na zewnątrz zwierzęcia.
  3. Skalibruj ciśnienie do poziomu zerowego, przytrzymując port ciśnieniowy tuż pod powierzchnią soli fizjologicznej, aby uniknąć niepożądanych skutków ciśnienia ze słupa wody powyżej.
  4. Przełóż długi prowadnik przez osłonkę 7F w lewej żyle szyjnej (krok 2.8). Kierując się fluoroskopią, przeprowadź prowadnik przez górne żyły środkowe, prawy przedsionek (RA) i do żyły głównej dolnej. Upewnij się, że postęp jest bez żadnego oporu. Przedwczesne zdarzenia skurczowe są powszechne, gdy prowadnik przechodzi przez RZS.
  5. Wyciągnij osłonkę 7F, pozostawiając prowadnik w krążeniu żylnym. Ściśnij punkt wejścia, aby uniknąć krwawienia. Korzystając z techniki Seldingera, zamień pochwę 7F na pochwę 16F. W razie potrzeby przedłuż nacięcie skóry na większą osłonę.
  6. Kierując się fluoroskopią, przesuwaj osłonkę 16F po prowadniku, aż końcówka osłonki (nie rozszerzacz) osiągnie poziom żyły głównej górnej (Rysunek 4B).
  7. Ostrożnie pociągając, wyjmij rozszerzacz i prowadnik, ale uważaj, aby nie zdjąć osłony. Przepłukać osłonkę izotonicznym roztworem soli fizjologicznej, aby uniknąć wewnątrzświetlnego krzepnięcia krwi.
  8. Wprowadzić cewnik PV do osłony 16F.
  9. Użyj fluoroskopii, aby śledzić cewnik PV, gdy przechodzi on przez osłonkę, aż port ciśnieniowy opuści osłonkę.
  10. Ostrożnie przesuwaj osłonkę i cewnik PV razem, aż osłonka znajdzie się tuż poza granicą osierdzia.
  11. Wprowadzić cewnik PV do RA (Rysunek 4C).
  12. Użyj długości osłonki, aby pomóc przesunąć cewnik PV z RA do bardziej wysuniętego do przodu RV; skieruj zewnętrzny koniec osłonki 16F w dół (z tyłu do leżącego zwierzęcia) i przyśrodkowo, co skieruje wewnętrzny koniec osłonki do przodu.
  13. Wsuń cewnik PV do kampera. Można to zweryfikować na podstawie zmiany sygnału ciśnienia z cewnika PV na klasyczny kształt komorowy oraz na podstawie oporu dotykowego, gdy cewnik PV styka się z wierzchołkiem prawej komory.
  14. Gdy cewnik PV znajdzie się w RV, wycofaj osłonę 16F na zewnątrz klatki piersiowej, aby uniknąć hemodynamicznego lub elektrycznego wpływu urządzenia znajdującego się blisko serca (Rysunek 4D).
  15. Zoptymalizuj ustawienie cewnika PV, na podstawie fluoroskopii, jak najbliżej wierzchołka RV, ale nie pozwól, aby dotykał wsierdzia.
    UWAGA: Użyj fluoroskopii, aby zaobserwować nadmierny kontakt mechaniczny między cewnikiem PV a wsierdziem, jeśli występuje. Jest to postrzegane jako zgięty cewnik PV (w tym jego warkocz) i utrzymujące się przedwczesne zdarzenia skurczowe poprzez monitorowanie elektrokardiograficzne.
    1. Przymocuj cewnik PV do zewnętrznego końca osłony za pomocą taśmy adhezyjnej, aby zapewnić stabilność pozycjonowania cewnika.
      UWAGA: Czasami pływający cewnik może powodować dodatkowe uderzenia. Jeśli tak, spróbuj go utrwalić bez zbytniego ściskania wsierdzia.
  16. Postępuj zgodnie z protokołem producenta, aby wybrać odpowiednią liczbę segmentów nagrywania i zoptymalizować ustawienie cewnika PV w RV na podstawie zarejestrowanych sygnałów fazy i wielkości.
    UWAGA: W przypadku świń o wadze 60 kg w tym doświadczeniu używano dwóch lub trzech segmentów dla RV i najczęściej trzech segmentów dla LV. U mniejszych zwierząt wymagana będzie mniejsza liczba segmentów i na odwrót. Ustawienie cewnika początkowo opierało się na wielkości sygnałów; Kształt pętli ciśnienie-wielkość powinien wyglądać jak pożądana pętla ciśnienie-objętość. Amplituda wielkości powinna być jak najwyższa (5-10 mS). Kąt fazowy powinien mieścić się w granicach 1-3 o jak największej amplitudzie (około 1,5 o).

5. Wprowadzenie cewnika ciśnieniowo-objętościowego do lewej komory (Rysunek 5)

  1. Przeczytaj i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta. Pozwól cewnikowi PV zanurzyć się w soli fizjologicznej przez co najmniej 30 minut.
  2. Skalibruj ciśnienie do poziomu zerowego (krok 4.3).
  3. Wprowadzić cewnik PV do osłonki 8F w lewej tętnicy szyjnej.
  4. Podążaj za cewnikiem PV za pomocą fluoroskopii, gdy przechodzi przez osłonkę w kierunku zastawek aortalnych (Rysunek 5B). Opór jest odczuwalny, gdy cewnik PV jest zatrzymywany przez zastawki aortalne. Podczas fluoroskopii obserwuje się zginanie cewnika.
    UWAGA: Czasami cewnik PV zamienia się w aortę zstępującą. Jest to rozpoznawane przez fluoroskopię i mniej widoczne wcięcie aorty na krzywej ciśnienia cewnika PV.
  5. Cofnij cewniki PV około 1 cm powyżej zastawek aortalnych.
  6. Zsynchronizuj następny szybki postęp cewnika PV ze skurczową fazą cyklu sercowego. Stanie się to przez otwarte zastawki aortalne. O sukcesie może świadczyć zmiana sygnału ciśnienia z cewnika PV na klasyczny kształt komorowy.
  7. Jeśli próby przejścia przez zastawki nie powiodą się, obróć cewnik PV, aby uzyskać lepsze umiejscowienie w środku aorty wstępującej. W razie potrzeby ponów próbę.
  8. Po wejściu do LV zoptymalizuj ustawienie cewnika PV w lewej komorze na podstawie fluoroskopii, jak najbliżej wierzchołka lewej komory, ale nie pozwól, aby dotykał wsierdzia (Rysunek 5C). Zobacz krok 4.15.
    UWAGA: Czasami pływający cewnik może powodować przedwczesne skurcze serca. Jeśli tak, spróbuj go utrwalić bez zbytniego ściskania wsierdzia.
  9. Postępuj zgodnie z protokołem producenta, aby wybrać odpowiednią liczbę segmentów zapisu i zoptymalizować ustawienie cewnika PV w LV, w oparciu o zarejestrowane sygnały fazowe i wielkości (patrz krok 4.16).

6. Wprowadzenie balonu do żyły głównej dolnej

  1. Napełnij strzykawkę do napełniania solą fizjologiczną lub środkiem kontrastowym, zgodnie z preferencjami i upewnij się, że balon może być prawidłowo napompowany.
  2. Wprowadzić prowadnik w osłonie 12F w prawej żyle udowej.
  3. Przesuń prowadnik do IVC na poziomie membrany.
  4. Włóż balon na prowadnik i przesuń go do poziomu membrany po upływie wydechu ( Rysunek 5D).
  5. Cofnij prowadnik i przepłucz światło solą fizjologiczną, aby uniknąć krzepnięcia krwi.

7. Kalibracja cewnika ciśnieniowo-objętościowego

  1. Przeczytaj i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Zapewnić stabilny rytm zatokowy na monitorze elektrokardiograficznym i stabilne zmienne krążeniowo-oddechowe przez 5-10 min.
  3. Użyj cewnika Swan Ganz, aby zmierzyć rzut serca (CO) metodą termorozcieńczenia. Stosować średnio trzy wstrzyknięcia po 10 ml izotonicznej glukozy o temperaturze 5 °C z różnicą mniejszą niż 10%. Obserwuj tętno zwierzęcia (HR) podczas pomiaru CO. Oblicz objętość wyrzutową (SV) jako SV = CO/HR (jednostka ml). Normalny CO wynosi 4-6 l/min dla świni o wadze 60 kg i objętości wyrzutowej 80-110 ml.
  4. Wprowadź SV do skrzynek fotowoltaicznych zarówno dla NN, jak i RV.
  5. Sprawdź, czy z obu komór odbierane są optymalne sygnały fazy i wielkości. Warto zauważyć, że obie skrzynki fotowoltaiczne muszą nagrywać na różnych częstotliwościach, aby uniknąć elektronicznych przesłuchów.
  6. W przypadku przejściowego bezdechu skalibruj ("zeskanuj") sygnały PV.
  7. Jeśli kalibracja jest zadowalająca, należy zapewnić prawidłowy kształt obu komorowych pętli PV, a także realistyczne ciśnienia i objętości. Jeśli nie, powtórz kalibrację.

8. Ocena linii bazowej

UWAGA: Eksperyment może być wstrzymany na tym poziomie w celu ustabilizowania hemodynamiki przed rozpoczęciem protokołu badawczego.

  1. Gdy pętle fotowoltaiczne mają być nagrywane, postępuj zgodnie z instrukcjami producenta. Naciśnij Start w oprogramowaniu do akwizycji danych. Upewnij się, że pętle fotowoltaiczne są nadal o akceptowalnym kształcie.
  2. Nagrywaj pętle fotowoltaiczne przez 30-60 s ciągłej wentylacji. Przeprowadź analizę, znajdując średnią np. z trzech cykli oddechowych. Alternatywnie, wykonaj przejściowe wstrzymanie oddechu na koniec wydechu na respiratorze i przeanalizuj te pętle z bezdechu. Rozważ posiadanie zaworu o niskim/zerowym dodatnim ciśnieniu wydechowym (PEEP) i minimalnym regulowanym ograniczeniu ciśnienia (APL).
    UWAGA: Na czynność komór, zwłaszcza RV, mają wpływ cykliczne zmiany ciśnienia w klatce piersiowej podczas wentylacji (lub spontanicznego oddychania). Co ważne, należy podać w artykule, czy pętle fotowoltaiczne zostały zarejestrowane podczas wentylacji lub w bezdechu.
  3. W przypadku zmiennych PV niezależnych od obciążenia, wstrzymaj oddech i poczekaj kilka uderzeń serca, zanim powoli napompujesz balon IVC wybranym płynem (krok 6.1). Balon stopniowo zmniejsza obciążenie wstępne serca.
  4. Obserwuj, jak pętle fotowoltaiczne RV stają się coraz mniejsze i przesuwane w lewo.
    UWAGA: Stopniowe zmniejszanie napięcia wstępnego RV spowoduje stopniowe zmniejszanie końcowej objętości rozkurczowej RV. Mniejsze objętości spowodują niższe ciśnienie i wydajność (mechanizm Starlinga). Aby uzyskać więcej informacji, zobacz references1,2,3.
  5. Co ważne, utrzymuj balon napompowany, utrzymując nacisk na powiązaną strzykawkę wystarczająco długo, aby zmniejszyć obciążenie wstępne nn (szeregowo połączone z RV). Obserwuj również postępujący spadek ciśnienia i objętości lewej komnacy. Przykłady można znaleźć w sekcji Reprezentatywne wyniki.
  6. Szybko opróżnij balon i włącz wentylację.
  7. Powtórz 8,3-8,7, jeśli odpowiedź nie była zadowalająca, tj. bez przedwczesnych kompleksów sercowych, bradykardii zatokowej lub podobnie zaburzonej czynności serca.
  8. Pozwól świni ustabilizować się przez 2-5 minut przed następną okluzją IVC.
    UWAGA: Na hemodynamikę przejściowo wpływa wstrzymanie oddechu i zmniejszenie obciążenia wstępnego, szczególnie w modelach upośledzenia układu krążenia.
  9. Rozważenie wykonania trzech zadowalających okluzji (patrz 8.7) w celu zwiększenia wiarygodności analiz statystycznych.

9. Protokół pocztowy

  1. W badaniach nad przeżyciem należy usunąć i wyczyścić cały sprzęt wewnątrznaczyniowy (cewniki PV, balon IVC i cewnik Swan Ganz).
    1. Przetnij szwy skórne, które utrzymywały osłonki na miejscu. Zdejmij każdą osłonę, pociągając ręcznie. Uciskaj każde miejsce dostępu żylnego przez kilka minut, aby uzyskać hemostazę.
    2. W przypadku tętnic usuń osłonkę i ściskaj dłużej (5-10 min), aby uzyskać hemostazę. Alternatywnie rozważ użycie urządzenia do zamykania naczyń krwionośnych.
    3. Zamknij nacięcia skóry od osłonek za pomocą jednego adaptacyjnego szwu skórnego (3,0, szew wchłanialny), aby uniknąć krwawienia i infekcji. Nałożyć 5 ml bupiwakainy (5 mg/ml) podskórnie wokół każdego nacięcia skóry w celu złagodzenia bólu.
  2. Po usunięciu wszystkich urządzeń i osiągnięciu hemostazy należy przerwać wlew znieczulenia. Uważnie obserwuj zwierzę w tej fazie.
  3. Zwierzę należy utrzymywać zaintubowane (początkowo z napompowanym mankietem) do momentu, gdy pojawią się odruchy gardłowe i zwierzę będzie wystarczająco przytomne do ekstubacji. Kontynuuj pomiar poziomu tlenu za pomocą pulsoksymetrii przed i po ekstubacji, aby zapewnić odpowiednią wentylację. W razie potrzeby zastosuj tlen.
  4. Nie należy zwracać zwierzęcia do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje w pełni.
  5. W przypadku operacji przetrwania należy zachować odpowiednie warunki sterylne. Zobacz kroki 2.2-2.5. Codziennie obserwuj nacięcia skóry i szwy pod kątem oznak infekcji, w tym pomiaru temperatury zwierzęcia.
  6. Po zakończeniu eksperymentu należy przeprowadzić eutanazję śmiertelną dawką pentobarbitalu (15 ml, 400 mg/ml).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne instrukcje opisują podejście do uzyskania opartych na wstępie zapisów PV zarówno z RV, jak i LV u dużego zwierzęcia.

Aby porównać nasze jednoczesne zapisy PV w RV i LV, przeprowadziliśmy regresję liniową dwukomorowych pomiarów CO z naszego największego badania18 z największą liczbą jednoczesnych pomiarów RV CO i LV CO (n=379 nagrań od 12 zwierząt). Stwierdziliśmy, że nachylenie wynosiło 1,03 (95% CI 0,90-1,15) z punktem przecięcia Y wynoszącym 695 (95% CI -2-1392...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano powtarzalne, małoinwazyjne, zamknięte podejście klatki piersiowej do zapisów dwukomorowej pętli ciśnieniowo-objętościowej.

Przejście cewnika PV z RA do RV jest najbardziej krytycznym krokiem w tym protokole. Złożony skład RV i sztywność cewnika komplikują wprowadzenie do łatwo rozdętego i wymagającego geometrycznie RV. Ta trudność może wyjaśniać, dlaczego często preferowane jest oprzyrządowanie z otwartą klatką piersiową. Podczas badań pilotażowych wypróbowano i odrzucono wi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żaden z autorów nie ma do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Laerdal Foundation for Acute Medicine (3374), Holger and Ruth Hesse's Memorial Foundation, Søster and Verner Lippert's Foundation, Novo Nordisk Foundation (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) oraz Fundację Alfreda Benzona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Sonda ultradźwiękowa
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Sonda ultradźwiękowa
Samoprzylepna serweta aperturowa (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (otwór: 6 x 8 cm)
Samoprzylepna serweta apertury (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (otwór: 6 x 8 cm)
Alaris GP Barierki ochronne plusCareFusion9002TIG01-GPompa infuzyjna
Alaris GP Barierki ochronne plusCareFusion9002TIG01-GPompa infuzyjna
Alaris Zestaw infuzyjny BDPlastipak60593
Alaris Zestaw infuzyjnyBD Plastipak60593
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% chlorheksydyna, dezynfekcja skóry
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% chlorheksydyna, dezynfekcja skóry
Amplatz Prowadnica drutu nośnego Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESśrednica: 0,025 cala, długość: 260 cm
Amplatz Prowadnica drutu nośnego Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESśrednica: 0,025 cala, długość: 260 cm
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD EmeraldBD307736strzykawka 10 ml
BD EmeraldBD307736strzykawka 10 ml
BD Luer-LockBD Plastipak300865 BD = Becton Dickinson, strzykawka 50 ml
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, strzykawka 50 ml
BD Strzykawka PlatipakBD30061320 ml
BD Strzykawka PlatipakBD30061320 ml Strzykawka
BD Venflon ProTerapia infuzyjna Becton Dickinson39320420G
BD Venflon ProTerapia infuzyjna Becton Dickinson39320420G
BD Venflon ProTerapia infuzyjna Becton Dickinson39320817G
BD Venflon ProTerapia infuzyjna Becton Dickinson39320817G
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/ml
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/ml
Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RBPokrowiec 16 F, długość 30 cm
Check-Flo Performer WprowadzającyCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RBOsłona 16 F, długość 30 cm
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandiaMonitor pomiaru ciśnienia
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandiaMonitor pomiaru ciśnienia
Durapore3M-Taśmaklejąca
DuraporeTaśma klejąca3M
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finlandia6152932Rurki do respiratorów
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finlandia6152932Rurki do respiratorów
Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/ml
Exagon weterynarzRichter Pharma AG427931400 mg/ml
Wprowadzenie do hemostazy Fast-Cath 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Wprowadzenie do hemostazy Fast-Cath 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Favorita IIAesculapTyp: GT104
Favorita IIAesculapTyp: GT104
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/ml
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/mL
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/ml
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/ml
LabChartADInstrumentsOprogramowanie do akwizycji
LabChartADInstrumentsOprogramowanie do akwizycji
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoskop
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoskop
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal żel pod oczyDechra, Wielka Brytania
Lubrithal żel pod oczyDechra, Wielka Brytania
MBH quforaMBH-International A/S13853401Worek na mocz
MBH quforaMBH-International A/S13853401Worek na mocz
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Sól fizjologiczna
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Sól fizjologiczna
PICO50 Radiometr do pobierania próbek krwi aterialnej956-5522 ml
PICO50 Radiometr do pobierania próbek krwi w eterze956-5522 mL
Rurka tchawica Portex SmithsMedical100/150/075"Mankiet Przezroczysty ustny/nosowy Murphy Eye"
Portex Rurka tchawicaSmiths Medical100/150/075"Mankietowany przezroczysty ustny/nosowy Murphy Eye"
PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Numer seryjny: 3516-1841
PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Numer seryjny: 3516-1841
Zestaw przedłużający ciśnienieCODAN7,14,020Rurka do środków znieczulających, długość 150 cm, średnica wewnętrzna 0,9 mm
Zestaw przedłużający ciśnienieCODAN7,14,020Rurka do środków znieczulających, długość 150 cm, średnica wewnętrzna 0,9 mm
PropolipidFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/ml
PropolipidFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/ml
PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Balon żyły głównej
dolnej PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Balon żyły głównej dolnej
Radiofocus Introducer IIOsłony Radiofocus/TerumoRS+B80N10MQ6+7+8F
Radiofocus Introducer IIOsłony Radiofocus/TerumoRS+B80N10MQ6+7+8F
Rompun VetBeyer86450917Xylazin, 20 mg/mL
Rompun VetBeyer86450917Xylazin, 20 mg/mL
R& UML; sch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Cewnik do pęcherza moczowego, rozmiar 14
Rü sch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Cewnik do pęcherza moczowego, rozmiar 14
S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Wentylatormechaniczny
S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Wentylatormechaniczny
Safersonic Conti Plus & SafergelSECMA innowacja medycznaSAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Sterylna osłona przetwornika Safersonic z częścią klejącą i Safergel)
Safersonic Conti Plus & SafergelSECMA innowacja medycznaSAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Safersonic Steryl Transdiod Cover with Adhesive Area and Safergel)
Cewnik ScisenseTransonic ScisenseFDH-5018B-E245BNumer seryjny: 50-533. Cewnik ciśnieniowo-objętościowy
Cewnik ScisenseTransonic ScisenseFDH-5018B-E245BNumer seryjny: 50-533. Cewnik ciśnieniowo-objętościowy
Scisense System pomiaru ciśnienia i objętościTransonic ScisenseADV500Model: FY097B. Skrzynka ciśnieniowo-objętościowa
System pomiaru ciśnienia i objętościScisense Transonic ScisenseADV500Model: FY097B. Skrzynka ciśnieniowo-objętościowa
Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
Zestaw do monitorowania ciśnienia TruWaveEdwards LifesciencesT434303A210 cm
Zestaw do monitorowania ciśnienia TruWaveEdwards LifesciencesT434303A210 cm
Vivid iqGE Systemy medyczne ChinyVivid iq
Vivid iqGE Medical Systems ChinaVivid iq
Zoletil 50 Vet (tyletamina 125 mg i zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix dla świń: 1 fiolka Zoletil 50 Vet (sucha masa); dodać 6,25 ml ksylozyny (20 mg / ml), 1,25 ml ketaminy (100 mg / ml) i 2,5 ml butorfanolu (10 mg / ml). Dawka do znieczulenia wstępnego: 10 ml/10 kg we wstrzyknięciu domięśniowym
Zoletil 50 Vet (tyletamina 125 mg i zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix dla świń: 1 fiolka Zoletil 50 Vet (sucha masa); dodać 6,25 ml ksylozyny (20 mg/ml), 1,25 ml ketaminy (100 mg/ml) i 2,5 ml butorfanolu (10 mg/ml). Dawka do znieczulenia wstępnego: 10 ml/10 kg we wstrzyknięciu domięśniowym
danych danych

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Burkhoff, D., Mirsky, I., Suga, H. Assessment of systolic and diastolic ventricular properties via pressure-volume analysis: a guide for clinical, translational, and basic researchers. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 501-512 (2005).
  2. Sagawa, K., Suga, H., Shoukas, A. A., Bakalar, K. M. End-systolic pressure/volume ratio: A new index of ventricular contractility. American Journal of Cardiology. 40 (5), 748-753 (1977).
  3. Chantler, P. D., Lakatta, E. G., Najjar, S. S. Arterial-ventricular coupling: mechanistic insights into cardiovascular performance at rest and during exercise. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1342-1351 (2008).
  4. Axell, R. G., et al. Ventriculo-arterial coupling detects occult RV dysfunction in chronic thromboembolic pulmonary vascular disease. Physiological Reports. 5 (7), 13227(2017).
  5. Houser, S. R., et al. Animal models of heart failure. Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).
  6. Lahm, T., et al. Assessment of right ventricular function in the research setting: knowledge gaps and pathways forward. An official american thoracic society research statement. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 198 (4), e15-e43 (2018).
  7. Morimont, P., et al. Effective arterial elastance as an index of pulmonary vascular load. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2736-2742 (2008).
  8. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Experimental Physiology. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  9. Bove, T., et al. Acute and chronic effects of dysfunction of right ventricular outflow tract components on right ventricular performance in a porcine model: Implications for primary repair of tetralogy of fallot. Journal of the American College of Cardiology. 60 (1), 64-71 (2012).
  10. Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).
  11. Belenkie, I., Smith, E. R., Tyberg, J. V. Ventricular interaction: From bench to bedside. Annals of Medicine. 33 (4), 236-241 (2009).
  12. LaCorte, J. C., et al. Correlation of the TIE index with invasive measurements of ventricular function in a porcine model. Journal of the American Society of Echocardiography. 16 (5), 442-447 (2003).
  13. Amà, R., Leather, H. A., Segers, P., Vandermeersch, E., Wouters, P. F. Acute pulmonary hypertension causes depression of left ventricular contractility and relaxation. European Journal of Anaesthesiology. 23 (10), 824-831 (2006).
  14. Missant, C., Rex, S., Segers, P., Wouters, P. F. Levosimendan improves right ventriculovascular coupling in a porcine model of right ventricular dysfunction. Critical Care Medicine. 35 (3), 707-715 (2007).
  15. Mortensen, C. S., et al. Impact of preload on right ventricular hemodynamics in acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. 48 (12), 1306-1312 (2020).
  16. Kramer, A., et al. Inhaled nitric oxide has pulmonary vasodilator efficacy both in the immediate and prolonged phase of acute pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262091871(2020).
  17. Lyhne, M. D., et al. Oxygen therapy lowers right ventricular afterload in experimental acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. , (2021).
  18. Lyhne, M. D., et al. Right ventricular adaptation in the critical phase after acute intermediate-risk pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262092525(2020).
  19. Dietrichs, E. S., Tveita, T., Smith, G. Hypothermia and cardiac electrophysiology: a systematic review of clinical and experimental data. Cardiovascular Research. 115 (3), 501-509 (2018).
  20. Boulate, D., et al. Early development of right ventricular ischemic lesions in a novel large animal model of acute right heart failure in chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Journal of Cardiac Failure. 23 (12), 876-886 (2017).
  21. Haney, M. F., et al. Myocardial systolic function increases during positive pressure lung inflation. Anesthesia and Analgesia. 101 (5), 1269-1274 (2005).
  22. Gorcsan, J., Strum, D. P., Mandarino, W. A., Gulati, V. K., Pinsky, M. R. Quantitative assessment of alterations in regional left ventricular contractility with color-coded tissue doppler echocardiography: Comparison with sonomicrometry and pressure-volume relations. Circulation. 95 (10), 2423-2433 (1997).
  23. Pinsky, M. R. Dynamic right and left ventricular interactions in the pig. Experimental Physiology. 105 (8), 1293-1315 (2020).
  24. Mitchell, J. R., et al. RV filling modulates LV function by direct ventricular interaction during mechanical ventilation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 549-557 (2005).
  25. Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the spatial sensitivity of conductance/admittance catheter ventricular volume estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
  26. Hout, G. P. J., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287(2014).
  27. Baker, A. E., Dani, R., Smith, E. R., Tyberg, J. V., Belenkie, I. Quantitative assessment of independent contributions of pericardium and septum to direct ventricular interaction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (2), 476-483 (1998).
  28. Sanz, J., Sánchez-Quintana, D., Bossone, E., Bogaard, H. J., Naeije, R. Anatomy, function, and dysfunction of the right ventricle. Journal of the American College of Cardiology. 73 (12), 1463-1482 (2019).
  29. Gavazzoni, M., et al. Prognostic value of right ventricular free wall longitudinal strain in a large cohort of outpatients with left-side heart disease. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 21 (9), 1013-1021 (2019).
  30. Berglund, F., Piña, P., Herrera, C. J. Right ventricle in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 106 (23), 1798-1804 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

P tle ci nienie obj toocena biventrykularnapodej cie bez otwierania klatki piersiowejprzeci enie prawej komorytechnika Seldingeraocena hemodynamicznaobci enie wst pne kom rprowadzenie fluoroskopowe

Powiązane artykuły