Ten manuskrypt opisuje technikę chirurgiczną i eksperymentalne podejście do rozwoju ciężkiego przeciążenia ciśnienia w prawej komorze w celu modelowania ich adaptacyjnych i nieadaptacyjnych fenotypów.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Duży model zwierzęcy nadciśnienia płucnego i niewydolności prawej komory: podwiązanie lewej tętnicy płucnej i postępujące prążki głównej tętnicy płucnej u owiec
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niewyrównana niewydolność prawej komory (RVF) w nadciśnieniu płucnym (PH) jest śmiertelna, z ograniczonymi możliwościami leczenia. Opracowanie i przetestowanie nowych metod leczenia PH wymaga klinicznie istotnego dużego modelu zwierzęcego o zwiększonym oporze naczyniowym płuc i RVF. W niniejszym manuskrypcie omówiono najnowsze osiągnięcia wcześniej opublikowanego modelu PH-RVF owcy, który wykorzystuje podwiązanie lewej tętnicy płucnej (PA) i główną okluzję PA. Ten model PH-RVF jest wszechstronną platformą do kontrolowania nie tylko ciężkości choroby, ale także fenotypowej odpowiedzi RV.
Dorosłe owce (60-80 kg) przeszły podwiązanie lewego PA (LPA), założenie głównego mankietu PA i założenie monitora ciśnienia RV. Mankiet PA i ciśnieniomierz RV zostały podłączone do portów podskórnych. Pacjenci poddawani byli progresywnemu opaskiwaniu PA dwa razy w tygodniu przez 9 tygodni z sekwencyjnymi pomiarami ciśnienia RV, ciśnienia w mankietu PA i gazometrii krwi żylnej mieszanej (SvO2). Na początku i na końcu tego modelu oceniano czynność i wymiary komór za pomocą echokardiografii. W reprezentatywnej grupie 12 badanych zwierząt średnie RV i ciśnienie skurczowe wzrosły odpowiednio z 28 ± 5 i 57 ± 7 mmHg w 1. tygodniu do 44 ±. 7 i 93 ± 18 mmHg (średnia ± odchylenie standardowe) do 9. tygodnia. Echokardiografia wykazała charakterystyczne objawy PH-RVF, w szczególności rozszerzenie RV, zwiększoną grubość ścianek i zgięcie przegrody. Trend podłużny ciśnienia w mankietach SvO2 i PA pokazuje, że szybkość pasmowania PA można miareczkować w celu wywołania różnych fenotypów RV. Szybsza strategia pasmowania PA doprowadziła do gwałtownego spadku SvO2 < 65%, co wskazuje na dekompensację RV, podczas gdy wolniejsza, bardziej przyspieszona strategia doprowadziła do utrzymania fizjologicznego SvO2 na poziomie 70%-80%. Jedno zwierzę, które doświadczyło przyspieszonej strategii, rozwinęło kilka litrów wysięku opłucnowego i wodobrzusza do 9 tygodnia. Ten przewlekły model PH-RVF stanowi cenne narzędzie do badania mechanizmów molekularnych, opracowywania biomarkerów diagnostycznych i umożliwiania innowacji terapeutycznych w celu radzenia sobie z adaptacją i nieprzystosowaniem RV od PH.
Wprowadzenie
Niewyrównana niewydolność prawej komory (RV) jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności u pacjentów z nadciśnieniem płucnym (PH). Awaria RV jest odpowiedzialna za ponad 50% hospitalizacji u pacjentów z PH i jest częstą przyczyną zgonów w tej populacji pacjentów1,2. Chociaż obecne metody leczenia PH mogą zapewnić środki tymczasowe, nie cofają postępu choroby. W związku z tym jedynym długoterminowym leczeniem jest przeszczep płuc. Aby zbadać i przetestować nowatorskie metody leczenia i interwencji medycznych w przypadku PH i RVF, potrzebny jest klinicznie istotny model zwierzęcy, który odtworzy złożoną patofizjologię choroby. W szczególności istnieje ogromna potrzeba kliniczna opracowania terapii ukierunkowanych na RV dla pacjentów z PH w celu poprawy funkcji RV. Do tej pory większość opublikowanych badań na zwierzętach dotyczących dysfunkcji PH i RV opierała się na małych ssakach, takich jak myszy i szczury3. Z drugiej strony, istniało tylko kilka dużych modeli zwierzęcych do badania choroby i patofizjologii RV na podstawie nieprawidłowego obciążenia następczego4,5,6,7. Ponadto żaden z wcześniej opublikowanych dużych modeli zwierzęcych nie zawiera opisów procedur eksperymentalnych do kontrolowanego miareczkowania ciężkości choroby, która w różny sposób prowadzi do skompensowanych i nieskompensowanych fenotypów niepowodzenia RV. Zwierzęcy model PH, który można miareczkować w celu wywołania ostrej i przewlekłej niewydolności RV z różnym stopniem kompensacji, jest potrzebny do badania mechanizmów choroby oraz opracowywania, testowania i przekładania nowatorskich metod diagnostycznych i terapeutycznych dla PH i RVF do praktyki klinicznej. Taki model u dużego zwierzęcia jest szczególnie cenny dla rozwoju mechanicznych urządzeń wspomagających krążenie8.
Tutaj przedstawiono przewlekły, duży zwierzęcy model PH-RVF wykorzystujący podwiązanie lewej tętnicy płucnej (PA) i progresywne główne pasmo PA u dorosłych owiec9,10. Podwiązanie lewego PA (LPA) zwiększa opór naczyniowy płuc i zmniejsza pojemność PA11,12. Podejście oparte na progresywnym pasmowaniu PA pozwala na precyzyjne miareczkowanie ciężkości choroby i adaptację RV. Platforma ta może być również łatwo wykorzystana do podłużnego badania progresji choroby w kierunku dekompensacji RV. Procedury i procesy wymagane do wykonania tego modelu są prezentowane jako zasób dla badaczy zainteresowanych dużą platformą zwierzęcą w celu opracowania nowatorskich metod leczenia PH i RVF.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania w Centrum Medycznym Uniwersytetu Vanderbilt zatwierdził protokół. Opisane procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem Amerykańskiej Narodowej Rady ds. Badań Naukowych dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, wydanie 8. Przegląd i harmonogram procedury eksperymentalnej znajdują się w Rysunek 1. Tabela uzupełniająca 1 opisuje płeć owcy, wagę, rasę, pochodzenie owiec i inne istotne informacje, które mogą być pomocne do celów odtwarzalności.
1. Dzień przed operacją, przygotowanie zwierzęcia
- Wstrzymaj się z jedzeniem na 24-40 godzin przed zabiegiem chirurgicznym, aby odbarczyć żwacz zwierzęcia.
- Na 12 godzin przed zabiegiem należy nakleić plaster z fentanylem o stężeniu 50 μg/h na strzyżony obszar na grzbiecie owcy. Oczyść obszar chlorheksydyną, aby usunąć pozostałości oleju lanolinowego przed nałożeniem plastra. Przykryj i zabezpiecz plaster elastycznym opatrunkiem rurkowym.
2. Dzień zabiegu, etapy przedoperacyjne w gabinecie przygotowawczym
- Podawać tiletaminę/zolazepam domięśniowo (2,2-5 mg/kg) i dostarczyć 1%-3% izofluranu zmieszanego z 80%-100% tlenu przez maskę na twarz w celu wywołania znieczulenia.
- Ustaw owcę na wznak na stole przygotowawczym i zabezpiecz jej nogi.
- Zaintubować rurką dotchawiczą o średnicy 10 mm i uruchomić wentylację mechaniczną w trybie kontroli objętości (objętość oddechowa, TV = 10 ml/kg, częstość oddechów, RR = 15 oddechów na minutę).
- Ogol pole operacyjne od szyi owcy do górnej części brzucha, jak opisano poniżej.
- Ogolić przednią część szyi owcy, aby odsłonić skórę pokrywającą żyły szyjne w celu cewnikowania żył centralnych (patrz krok 3.7).
- Ogolić przednio-boczną klatkę piersiową obustronnie w ramach przygotowań do torakotomii (patrz krok 4.1).
- Ogolić lewą stronę tułowia od klatki piersiowej do tyłu (tj. tak grzbietowo, jak pozwala na to stół, gdy pacjent znajduje się w pozycji leżącej) i od piersi do tylnego boku doogonowo, przygotowując się do implantacji portów podskórnych (patrz kroki 4.12-4.15).
- Wprowadzić angiocewnik 20 G do tętnicy usznej w celu monitorowania ciśnienia tętniczego i pobierania próbek krwi.
- Umieść silikonową rurkę o średnicy wewnętrznej 3/8"-1/2" do dekompresji żwacza. Zgłębnik ustno-żołądkowy pozostanie w żwaczu przez cały zabieg.
- Przetransportuj zwierzę z sali przygotowawczej do sali operacyjnej .
3. Dzień zabiegu, etapy przedoperacyjne na sali operacyjnej
- Ponownie podłączyć owce do respiratora na sali operacyjnej i kontynuować wentylację przy tym samym ustawieniu co w kroku 2.3 (izofluran 1%-3%, TV = 10 ml/kg, RR = 15 oddechów na minutę)
- Podłącz czujniki pulsoksymetrii (SpO2), ciśnienia tętniczego krwi, temperatury, kapnografu końca oddechu i elektrokardiogramu (EKG) do monitora anestezjologicznego.
- Podłącz czujniki parametrów życiowych do zwierzęcia.
- Umieść pulsoksymetr na języku zwierzęcia.
- Umieść sondę temperatury w odbytnicy.
- Podłącz 3-odprowadzeniowe sondy elektrokardiogramowe: Umieść czerwony przewód na lewej tylnej nodze, biały przewód na prawej przedniej nodze, a przewód na lewej przedniej nodze.
- Podłącz męski koniec luer trójdrożnego zaworu do angiocewnika tętnicy usznej i podłącz przeciwległy żeński koniec luer do przetwornika ciśnienia w celu monitorowania linii tętniczej za pomocą rurki ciśnieniowej o odpowiedniej wielkości.
- Dopasuj przetwornik do poziomu stołu operacyjnego.
- Otwórz trójdrożny kran na przetworniku.
- Przewiń główne pokrętło monitora parametrów życiowych, aby podświetlić kanał ciśnienia tętniczego krwi, a następnie naciśnij pokrętło, aby wybrać kanał.
- Wybierz ZERO IBP, aby wyzerować przetwornik.
- Podłącz męskie złącze luer linii monitora kapnograficznego do żeńskiego złącza luer na rurze respiratora, aby monitorować CO2 na końcu pływu.
- Ustaw pompy dożylne do ciągłego podawania płynów i wspomagania inotropowego lub wazopresyjnego.
- Wykonaj perforację przegrody na worku z solą fizjologiczną za pomocą zestawu do podawania dożylnego. Upewnij się, że rurka dożylna jest zaciśnięta przed perforacją worka, aby zapobiec rozlaniu.
- Wyrównać i zamontować rurkę zestawu do podawania dożylnego w pompie rolkowej do kroplówek i sprawdzić, czy kierunek określony na pompie odpowiada kierunkowi podawania płynów.
UWAGA: Upewnij się, że zestaw do podawania dożylnego jest kompatybilny z pompą dożylną. - Włącz pompę i wybierz PRIME, aby usunąć całe powietrze z przewodu.
- Ustaw owce do zabiegu operacyjnego.
- Z pozycji leżącej na plecach obróć owcę do częściowej prawej bocznej pozycji odleżynowa.
- Przymocuj prawą przednią stopę w dół i zabezpiecz lewą przednią stopę, chowając ją głową i bokiem za pomocą liny lub atraumatycznych pasków.
- Wykonaj echokardiografię przezklatkową w celu podstawowej oceny anatomii i funkcji komór. Ultrasonografia jest również przydatna do określenia optymalnej przestrzeni międzyżebrowej, która ułatwia chirurgiczny dostęp zarówno do głównej tętnicy płucnej, jak i lewej tętnicy płucnej.
- Oczyść pole operacyjne z brudu i innych zanieczyszczeń za pomocą mydła lub szczotki do szorowania. Przygotuj szyję i klatkę piersiową roztworem chlorheksydyny lub betadyny i ułóż pole operacyjne w sterylny sposób.
- Korzystając z kontroli ultrasonograficznej lub anatomicznych punktów orientacyjnych, uzyskaj dostęp do lewej lub prawej żyły szyjnej wewnętrznej za pomocą igły szukacza lub angiocath. Stosując technikę Seldingera, wprowadź 7-francuski trójkanałowy cewnik do żyły szyjnej wewnętrznej w celu dostępu dożylnego i monitorowania ciśnienia w żyle centralnej.
- Użyj portu proksymalnego do monitorowania ciśnienia i portu dystalnego do podawania płynów i leków.
- Podać dożylnie 20 mg/kg cefazoliny i 5 mg/kg enrofloksacyny. Dawkowanie cefazoliny należy powtarzać co 2-4 godziny w trakcie zabiegu.
- Podaj 500 ml bolusa zwykłego roztworu soli fizjologicznej w celu zwiększenia obciążenia wstępnego przed zabiegiem. Rozpocząć podtrzymujące dożylne podawanie płynów w tempie 15 ml/kg/h.
4. Procedura operacyjna
- Wykonaj oszczędzającą mięśnie mini-torakotomię (długość < 8 cm) w lewej czwartej przestrzeni międzyżebrowej, aby uzyskać odsłonięcie śródpiersia. Wybierz mini-torakotomię, aby przyspieszyć rekonwalescencję pooperacyjną.
- Po podzieleniu skóry rozłup leżący pod spodem mięsień piersiowy większy) wzdłużnie wzdłuż jego włókien, które biegną lekko ukośnie do przestrzeni międzyżebrowej. Umieść samozatrzymujący się retraktor, aby rozłożyć warstwę mięśniową i odsłonić ścianę klatki piersiowej.
- Podziel mięsień zębaty przedni i leżący pod nim mięsień międzyżebrowy w wybranej przestrzeni międzyżebrowej, uważając, aby natychmiast pozostać głowowym do żebra.
- Wejdź do przestrzeni opłucnej, a następnie kontynuuj pełne uwalnianie mięśni międzyżebrowych z tyłu w kierunku kręgosłupa i przednio-przyśrodkowo w kierunku mostka, aby zapobiec przypadkowemu złamaniu żeber lub zwichnięciu mostka. Unikaj uszkodzenia naczyń sutkowych przyśrodkowo.
- Umieść samozabezpieczające się zwijacze, aby otworzyć przestrzeń żeber i leżącą nad nimi tkankę miękką. Użyj małego lub średniego retraktora Finochietto, aby oddzielić żebra i retraktora Tuffier (ostrze zwijacza 5 cm), aby usiąść prostopadle do Finochietto w przestrzeni międzyżebrowej, co cofa tkankę miękką w przestrzeni międzyżebrowej, aby poprawić ekspozycję.
- Naciąć osierdzie przed nerwem przeponowym bez uszkadzania go i utworzyć studzienkę osierdziową z jedwabnymi szwami 2-0, aby odsłonić główny PA i RV. Zidentyfikuj uszek lewego przedsionka w obrębie ekspozycji jako punkt orientacyjny dla poziomu rozwidlenia PA.
- Ocenić narażenie i upewnić się, czy wprowadzono odpowiednią przestrzeń międzyżebrową. Idealnie, proksymalny PA i uszek lewego przedsionka są łatwo widoczne bezpośrednio pod nacięciem, co sugeruje, że wybrano optymalną przestrzeń międzyżebrową, aby zapewnić ekspozycję zarówno na główny PA, jak i LPA.
- Jeśli ekspozycja zostanie uznana za niewystarczającą, aby bezpiecznie dotrzeć zarówno do głównego PA, jak i LPA, nie wahaj się otworzyć dodatkowej przestrzeni międzyżebrowej, aby wykonać wszystkie niezbędne kroki operacji; jednak nie będzie to konieczne przy odpowiednim doborze nacięcia.
- Rozetnij wokół głównego PA i odizoluj go taśmą pępowinową. Zapewnić odpowiednią tylną sekcję w celu ewentualnego umieszczenia okludera i sondy przepływu PA tak dystalnie, jak to możliwe na głównym PA.
- Umieść sterylną sondę przepływu w misce z wodą lub solą fizjologiczną na sterylnym polu, aby skalibrować oprogramowanie do akwizycji danych. Przekaż wtyczkę elektryczną na drugim końcu osobie wyznaczonej do niejałowania, aby podłączyć sondę do miernika.
- Zapoznaj się z dokumentami dodatkowymi, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat podłączania i kalibracji sondy przepływu PA i miernika.
- Nałóż dużą ilość sterylnego żelu ultradźwiękowego w rowek sondy przepływu PA.
- Zamontuj silikonową wkładkę w rowku sondy przepływu PA i nałóż dodatkową warstwę żelu ultradźwiękowego na wkładkę.
- Umieść sondę przepływu PA na PA i uzyskaj odczyty przepływu PA na przepływomierzu i interfejsie akwizycji danych.
- Umieszczenie sondy przepływu PA może spowodować częściowe zamknięcie PA, co może zmniejszyć obciążenie wstępne lewej komory i średnie ciśnienie tętnicze. Zwróć szczególną uwagę na hemodynamikę podczas akwizycji przepływu PA.
- Sprawdź na ekranie przepływomierza, czy siła sygnału przepływu PA wynosi 5 barów. Jeśli miernik wyświetla mniej niż 5 barów, należy zapewnić odpowiedni kontakt między sondą przepływu a głównym PA. W razie potrzeby nałóż dodatkowy żel do ultradźwięków.
- Umieść sterylną sondę przepływu w misce z wodą lub solą fizjologiczną na sterylnym polu, aby skalibrować oprogramowanie do akwizycji danych. Przekaż wtyczkę elektryczną na drugim końcu osobie wyznaczonej do niejałowania, aby podłączyć sondę do miernika.
- Zakończ dosierdziowe rozwarstwienie LPA i owiń je taśmą pępowinową.
- Użyj małego patyczka gąbkowego lub cienkiego retraktora z plastycznego tworzywa sztucznego do retrakcji ogonowej uszka lewego przedsionka.
UWAGA: Narażenie na LPA jest ułatwione przez ogonowe wycofanie uszka lewego przedsionka, cofnięcie głowowe głównego PA i boczne wycofanie osierdzia tuż przed miejscem, w którym LPA wychodzi z osierdzia.
- Użyj małego patyczka gąbkowego lub cienkiego retraktora z plastycznego tworzywa sztucznego do retrakcji ogonowej uszka lewego przedsionka.
- Umieść wytrzymały silikonowy okluder naczyniowy wokół głównego PA (Rysunek 2A, B, kółko). Rozmiar okludera można dostosować w zależności od średnicy PA; Upewnij się, że dopasowanie jest dopasowane. Użyj jedwabnego szwu 0 na igle Keitha, aby zabezpieczyć końce okludera naczyniowego razem ze ściegiem U. Po zamocowaniu wokół głównego PA, przesuń okluder dystalnie wzdłuż głównego PA.
- Otocz proksymalny główny PA drenem Penrose'a 1/2", aby ułatwić rozwarstwienie i zarezerwować miejsce na umieszczenie sondy przepływu podczas późniejszej operacji reoperacyjnej. Przytnij drenaż Penrose'a tak, aby luźno przylegał do PA i przymocuj Penrose'a do siebie za pomocą działającego szwu 4-0 Prolene (Rysunek 2B).
- Ustanowić przewód ciśnieniowy RV do monitorowania ciśnienia RV (Rysunek 2B, biała strzałka).
- Wybierz położenie przewodu ciśnieniowego RV w ścianie wolnej od przewodu odpływowego RV. Umieść monofilamentowy, niewchłanialny polipropylenowy szew sznurkowy z żyłką 5-0 z zastawami otaczającymi wybrane miejsce i osadź sidło naczyniowe. Wykonaj przyrzeczenia ze sterylnej rękawicy chirurgicznej.
- Przygotuj przewód ciśnieniowy RV: odetnij męski koniec sterylnego 36-calowego przewodu ciśnieniowego pod kątem 30°, aby ułatwić wprowadzenie przez mięsień sercowy. Użyj jedwabnego krawata 2-0, aby oznaczyć linię ciśnieniową na optymalnej głębokości do umieszczenia w kamperze.
- Za pomocą skalpela z 11 ostrzami wykonaj małą kardiotomię w wolnej ścianie RVOT w obrębie wcześniej założonego szwu ze sznurka torebkowego. Tamować krwawienie za pomocą ręcznego ucisku lub poprzez zaciśnięcie werbla na sznurku torebki.
UWAGA: Na tym etapie należy uzyskać wyjściową biopsję ściany wolnej od RV, pobierając próbki tkanki RV w szwie sznurkowym. To miejsce biopsji może następnie służyć jako punkt wejścia dla przewodu ciśnieniowego RV. - Włóż i zabezpiecz odcięty koniec rurki ciśnieniowej do przewodu odpływowego RV (RVOT). Przywiąż sznurek torebki, a następnie przymocuj sznurek torebki do rurki ciśnieniowej, aby zabezpieczyć przewód ciśnieniowy.
- Przedłuż rurkę RVOT, podłączając dodatkowy przewód ciśnieniowy do przewodu ciśnieniowego RVOT.
- Przekaż dodatkowy przewód ciśnieniowy osobie niesterylnej, która podłączy rurkę do przetwornika ciśnienia i monitoruje pomiar podstawowego ciśnienia RV. Ustaw przetwornik ciśnienia w następujący sposób.
- Podłącz męską końcówkę luer zestawu do podawania dożylnego z żeńską końcówką luer przetwornika.
- Podłącz żeńską końcówkę luer rurki ciśnieniowej do męskiej końcówki luer przetwornika.
- Zwiększyć zestaw do podawania dożylnego w worku z solą fizjologiczną (2 j.m./ml).
- Włóż worek z solą fizjologiczną do worka ciśnieniowego i pompuj worek ciśnieniowy do 250-300 mmHg, jak wskazano na manometrze.
- Całkowicie zalać przewód, zwalniając zawór na przetworniku, zapewniając prawidłowe odpowietrzenie.
- Postępuj zgodnie z metodami uzupełniającymi do kalibracji przetwornika.
- Po dokładnym rozcięciu wokół LPA należy obtoczyć go taśmą pępowinową. Zwiąż LPA, wiążąc taśmę pępowinową. Należy zwrócić uwagę na hemodynamiczną odpowiedź zwierzęcia na podwiązanie, jeśli jest to istotne dla badania. Zwiększ wentylację minutową, aby skompensować zwiększoną wentylację martwej przestrzeni powstałej po podwiązaniu LPA. Te regulacje respiratora łagodzą kwasicę oddechową.
- Powoli wstrzyknij do 3 ml soli fizjologicznej do głównego okludera PA, aby upewnić się, że nie ma wycieków, jednocześnie monitorując ciśnienie RV z przewodu ciśnieniowego RVOT. Po potwierdzeniu odpowiedzi RV wycofaj zakroploną sól fizjologiczną.
- Wyprowadź przewód ciśnieniowy RVOT i rurkę okludera PA z klatki piersiowej o jedną przestrzeń międzyżebrową poniżej nacięcia torakotomii.
- Uformuj dwie kieszenie podskórne wzdłuż warstwy powięziowej na lewym grzbiecie owcy, jak najdalej do tyłu w kierunku kręgosłupa, jak to możliwe w sterylnym polu. Służą one jako miejsca dla zamieszkanych portów (Rysunek 2C).
- Za pomocą ściągacza rurki piersiowej przeprowadź tunel przewodu ciśnieniowego RVOT i rurki okludera od nacięcia klatki piersiowej do miejsc lewego portu grzbietowego.
- Przymocuj zarówno rurkę okludera, jak i przewód ciśnieniowy RV do połączeń kolczastych portu. Zakotwicz okluder i rurkę ciśnieniową wokół złączy portów za pomocą dodatkowych opasek. Użyj dostarczonej złączki z zadziorami, aby zabezpieczyć połączenie ( Rysunek 1C). Umieść porty we wstępnie uformowanych kieszeniach podskórnych.
- Zakotwicz porty w trzech miejscach wokół jego krawędzi do leżącej poniżej powięzi za pomocą szwów polipropylenowych 3-0, aby zapobiec migracji portów. Ponownie przybliżyć tkankę podskórną, skórę właściwą i skórę warstwami za pomocą szwów poliglaktyny 910. Ponownie potwierdź odczyty ciśnienia poprzez przezskórny dostęp do portów. Przepłukać port RVOT 5 ml (1000 j.m./ml, 5000 jednostek) heparyny sodu.
- Umieścić 16-francuski drenaż klatki piersiowej w lewej jamie opłucnowej przez osobne nacięcie, przymocować go do skóry, a następnie podłączyć do zamkniętego urządzenia do drenażu rurki piersiowej pod ciśnieniem -20 cm·H2O. Umieść rozwiązany ścieg w kształcie litery U wokół rurki, aby ułatwić zamknięcie po usunięciu rurki w klatce piersiowej.
- Podać blokadę nerwów międzyżebrowych (0,5-1 mg/kg bupiwakainy) w celu znieczulenia pooperacyjnego.
- Zamknij torakotomię za pomocą ósemek, #2 szwów poliglaktyny 910. Zamknij warstwę mięśnia piersiowego za pomocą poliglaktyny 910 #0. Zamknij tkankę podskórną warstwami ciągłych szwów poliglaktyny 910 #2-0 i zszyj skórę.
- Ustawić zwierzę w pozycji leżącej grzbietowej, usunąć zgłębnik ustno-żołądkowy, a następnie przerwać stosowanie izofluranu.
- Kontynuuj wentylację mechaniczną i leczenie wspomagające, aż pH krwi tętniczej > 7,35, apCO2 < 55 mmHg.
- Ekstubuj się, gdy zwierzę oddycha spontanicznie, podnosi głowę i żuje rurkę dotchawiczą. Wyjmij rurkę klatki piersiowej przed pełnym znieczuleniem. Zawiąż ścieg w kształcie litery U, aby zamknąć nacięcie rurki klatki piersiowej.
- Przenieś zwierzę do klatki, monitorując jego powrót do zdrowia po znieczuleniu. Upewnij się, że dodatkowy tlen (3-5 l/min przez maskę na twarz) jest dostępny przez cały czas, gdy owce pozostają nieruchome. Monitoruj parametry życiowe co godzinę przez pierwsze 4 godziny, co 8 godzin przez następne 24 godziny, a następnie raz dziennie.
5. Rekonwalescencja pooperacyjna
- Codziennie monitoruj torakotomię i miejsca implantacji portu pod kątem objawów infekcji. Antybiotyk długo działający (ceftiofur, 5 mg/kg domięśniowo) należy podawać w ciągu 24 godzin po zabiegu i co 3-4 dni po zabiegu przez 1 tydzień.
- Kontynuuj stosowanie plastra z fentanylem po operacji przez łącznie 72 godziny. Następnie należy podać dodatkowe środki przeciwbólowe (np. meloksykam, 1 mg/kg mc. raz dziennie domięśniowo), jeśli zwierzę nadal wykazuje oznaki bólu (np. zgrzytanie zębami, przyspieszone tętno).
- Szwy zewnętrzne i zszywki skórne należy usunąć 10-14 dni po zabiegu lub zgodnie z zaleceniami personelu weterynaryjnego.
- Zapewnić ochronę terenu portowego przed ocieraniem się o otaczające konstrukcje przez zwierzęta za pomocą opatrunku rurowego (Rysunek 2D).
6. Przewlekłe pasmo PA (9 - 10 tygodni)
- Przenieś owce do małego pomieszczenia. Odetnij nadmiar wełny wokół wszczepionych portów.
- Ogolone miejsca oczyść 70% alkoholem izopropylowym. Zastosuj miejscowo lidokainę w sprayu do znieczulenia miejscowego.
- Przygotuj dwa przetworniki ciśnienia do monitorowania ciśnienia w mankietach RV i okluderów (Rysunek 3A).
- Dla obu przetworników: Podłącz żeńską końcówkę luer rurki ciśnieniowej (36 cali lub dłuższą) do męskiej końcówki luer przetwornika. Podłącz męską końcówkę luer rurki ciśnieniowej do jednego z żeńskich połączeń luer na trójdrożnym kurku. Na koniec podłącz igłę Hubera 22 G do męskiego końca luer tego trójdrożnego kurka.
- W przypadku przetwornika ciśnienia RV: Zawieś heparynowy worek z solą fizjologiczną (2 j.m./ml), przekłuj worek zestawem do podawania dożylnego i podłącz męskie złącze luer zestawu do podawania dożylnego z żeńskim złączem luer przetwornika ciśnienia RV. Następnie zwiększ ciśnienie w worku z solą fizjologiczną (np. worku ciśnieniowym).
- W przypadku przetwornika okludera: Całkowicie zalać przetwornik i rurkę ciśnieniową. Umieść męską nasadkę luer na żeńskiej końcówce luer przetwornika ciśnienia, aby zapobiec wyciekaniu płynu z mankietu z powrotem do przetwornika.
- Podłącz oba przetworniki do sprzętu do akwizycji danych za pomocą odpowiedniego lub adaptera.
- Skalibrować przetworniki zgodnie z opisem w pliku uzupełniającym 1.
- Kliknij Start w prawym górnym rogu okna oprogramowania, aby rozpocząć nagrywanie oprogramowania do akwizycji danych w celu przechwycenia przebiegów ciśnienia mankietu RV i PA przy 400 Hz.
- Poproś asystenta, aby łagodny krępowanie zwierzęcia przed wejściem do portu. Włóż igłę Hubera z przetwornika ciśnienia RV do portu RV. Podłącz strzykawkę o pojemności 10 ml do trójdrożnego kranu i spróbuj pobrać krew z powrotem do strzykawki z portu RV (Rysunek 3B).
- Jeśli trudno jest odciągnąć strzykawkę, najpierw wstrzyknij 5-10 ml soli fizjologicznej do portu RV, aby usunąć źródło niedrożności.
- Jeśli zatkanie nie ustąpi, wlej 2 mg tkankowego aktywatora plazminogenu (tPA) do portu jako czynnika fibrynolitycznego i pozostaw na noc. Sprawdź następnego dnia, aby odessać tPA.
- Po ustanowieniu przewodu ciśnieniowego RV podłącz igłę Hubera do przetwornika mankietu PA.
- Uchwyć początkowe wartości ciśnienia w mankietach RV i PA (Rysunek 3C). Zwróć uwagę na wszelkie drastyczne zmiany w stosunku do poprzednich odczytów.
- Jeśli ciśnienie w mankiecie PA i/lub RV znacznie spadło w stosunku do poprzedniego odczytu, może to oznaczać, że mankiet PA przecieka.
- Obserwuj kolejną oczywistą oznakę nieszczelności mankietu PA, badając przebieg mankietu PA. Jeśli średnie ciśnienie w mankiecie PA spada w zauważalnym tempie, istnieje duże prawdopodobieństwo, że mankiet przecieka.
UWAGA: Ponownie sprawdź, czy wszystkie połączenia luer na przetworniku ciśnienia, rurkach i kurku są dokręcone. Płyn pod wysokim ciśnieniem z mankietu PA może spływać z powrotem i wyciekać z luźnych połączeń typu luer.- Jeśli mankiet PA przecieka, określ zakres wycieku. Jeśli tempo wycieku jest powolne, wówczas częstsza strategia pasmowania może przezwyciężyć wyciek, aby model choroby był nadal skuteczny.
- Powoli wstrzyknij 3% hipertonicznego roztworu soli fizjologicznej do portu okludera, zwracając uwagę na ciśnienie w RV i mankiecie.
- Dostosuj ilość wstrzyknięcia w zależności od pożądanego nasilenia choroby PH i fenotypu RV. Tygodniowy wzrost ciśnienia w mankiecie o 100-150 mmHg jest rozsądnym celem do opracowania adaptacyjnego fenotypu kompensacyjnego RV.
- Szybszy wzrost ciśnienia w mankiecie (>250 mmHg tygodniowo) prawdopodobnie spowoduje dekompensacyjny fenotyp RV.
- Gdy mankiet PA zostanie napompowany do żądanej ilości, wyjmij igłę Hubera z portu mankietu.
- Uzyskaj próbkę krwi z portu RV.
- Odessać 10 ml krwi z portu RV w sterylny sposób i odstawić na bok.
- Umieścić nową strzykawkę w miejscu strzykawki aspiracyjnej i odessać tyle krwi, ile potrzeba, nie przekraczając tygodniowego limitu pobierania krwi wynoszącego 7,5% całkowitej objętości krwi.
- Ponownie podłącz oryginalną strzykawkę z zasysaną krwią i zwróć ją przez port RV.
- Pociągnij za dźwignię zaworu przetwornika ciśnienia, aby przepłukać heparynizowaną sól fizjologiczną z worka soli fizjologicznej do portu RV. Kontynuuj spłukiwanie, aż cała linia stanie się czysta i bezbarwna.
- Przepłucz port RV 10 ml soli fizjologicznej. Następnie przepłucz port 5 ml 1000 U/ml heparyny sodowej.
- Powtarzaj kroki 6.1-6.12 co 1-4 dni przez 9-10 tygodni.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Reprezentatywna grupa 12 owiec została wykorzystana do wykazania skuteczności tego modelu w wywoływaniu różnych stopni nadciśnienia płucnego z prawokomorową niewydolnością serca (PH-RVF). W tej grupie średnie ciśnienie w obręczy tętnicy płucnej (PA) wzrosło z 32 ± 20 mmHg w 1. tygodniu do 1002 ± 429 mmHg w 9. tygodniu. Doprowadziło to do zwiększenia średniego oraz skurczowego ciśnienia w prawej komorze (RV) z odpowiednio 28 ± 5 i 57 ± 7 mmHg w 1. tygodniu do 44 ± 7 i 93 ± 18 mmHg do 9. tygodnia. Ponadto profil ciśnienia ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Prezentowany model PH-RVF może niezawodnie indukować różne poziomy nasilenia choroby, aby dopasować je do celów badania. W celu wywołania tego modelu choroby stosuje się w połączeniu dwa różne podejścia. Po pierwsze, ligacja LPA służy zwiększeniu oporu naczyniowego płuc i zmniejszeniu pojemności PA11,12, ustanawiając w ten sposób punkt wyjścia modelu przewlekłego w już zwiększonym stanie obciążenia następczego RV. Następnie wszczepienie mankietu PA i jego postępu...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Ta praca została sfinansowana przez National Institutes of Health R01HL140231. Dziękujemy Zakładowi Opieki nad Zwierzętami za hodowlę zwierząt i opiekę weterynaryjną. Dziękujemy SR Light Laboratory i jego personelowi, Jamiemu Adcockowi, Susan Fultz, Codi VanRooyenowi i José Diazowi, za ich oddane wsparcie techniczne przy operacjach na dużych zwierzętach.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Butelka do nawadniania 0,9% chlorku sodu firmy Baxter Healthcare, 1000 ml | Medline | BHL2F7124 | Chirurgiczne jednorazowe |
| 0,25% Bupiwakaina | Hospira Inc | 0409-1160-18 | Leki, śródoperacyjne |
| 0,9% normalnej soli fizjologicznej, 1000 ml | Baxter Healthcare Corp | 0338-0049-04 | Leki, śródoperacyjne |
| 0,9% normalnej soli fizjologicznej, 500 ml | Baxter Healthcare Corp., | 0338-0049-03 | Leki, przewlekłe pH |
| 16 mm Heavy Duty Okluder z rurką uruchamiającą | Technologie dostępu | OC-16HD | Chirurgiczny jednorazowy |
| aplikator do przygotowania skóry o pojemności 3 ml | Medline | MDF260400 | Chirurgiczne jednorazowe |
| podkładki przygotowawcze z 70% alkoholem izopropylowym | Medline | MDS090670 | Jednorazowa, przewlekła |
| taśma bandażowa samoprzylepna | Patterson Veterinary | 07-835-7776 | Jednorazowe, przewlekłe |
| kleszcze Adson | V. Mueller | NL1400 | Instrument chirurgiczny |
| Allis Kleszcze do tkanek V | . Mueller | CH1560 | Instrument chirurgiczny |
| Zacisk aortalny, prosty (kleszcze Bainbridge'a) | V. Mueller | SU6001 | Instrument chirurgiczny |
| Kleszczyki do ręczników Backhaus Worki | narzędzia chirurgiczne | V. Mueller | SU2900 |
| napar: Niesterylny worek infuzyjny Novaplus, 500 ml | Medline | TCV4005H | Jednorazowe, przewlekłe PH |
| Uchwyt igły mostkowej Berry | V. Mueller | CH2540 | Instrument chirurgiczny |
| Ostrza, Elektroda: Ostrze elektrody, 6,5", z trzonkiem 0,24 cm | Medline | VALE15516 | Jednorazowe ostrza chirurgiczne |
| : sterylne ostrze chirurgiczne ze stali nierdzewnej, rozmiar #10 | Medline | Jednorazowe | chirurgiczne |
| : sterylne ostrze chirurgiczne ze stali nierdzewnej, rozmiar #11 | Medline | Jednorazowe | chirurgiczne |
| : sterylne ostrze chirurgiczne ze stali nierdzewnej, rozmiar #15 | Medline | B-D371215 | Chirurgiczny jednorazowy |
| BNC męski na męski BNC | Digi-Key | 415-0198-036 | Sprzęt |
| Uchwyt igły Castroviejo | V. Mueller | CH8589 | Instrument chirurgiczny |
| Cefazolin | Apotex Corp | 60505-6142-0 | Leki, śródoperacyjne |
| bezkrystaliczne Ceftiofur | Zoetis Inc | 54771-5223-1 | , Pooperacyjny |
| drenaż klatki piersiowej z suchym ssaniem, Medycyna dla dorosłych | DEKA6000LFH | Chirurgiczne jednorazowe | |
| rurki do klatki piersiowej | V. Mueller | CH04189 | Instrumenty chirurgiczne |
| Sondy przepływowe do badań (seria PAU) | Sprzęt Transonic | 24PAU | , sonda przepływu okołonaczyniowego |
| Zacisk okluzji stycznej Cooleya | V. Mueller | CH6572 | Instrumenty chirurgiczne |
| akwizycji danych Sprzęt | ADInstruments | & nbsp; PowerLab 16/30 | Sprzęt |
| DeBakey Zacisk aorty | V. Mueller | CH7247 | Instrument chirurgiczny |
| DeBakey zacisk uniwersalny | V. Mueller | CH7276 | Instrument chirurgiczny |
| Debakey kleszcze tkankowe, 12' ' | V. Mueller | CH5906 | Instrument chirurgiczny |
| Debakey kleszcze do tkanek naczyniowych 7 3/4 ' ' | V. Mueller | CH5902 | Instrument chirurgiczny |
| Debakey kleszcze do tkanek naczyniowych, 9' ' | V. Mueller | CH5904 | Generator elektrochirurgiczny do narzędzi chirurgicznych |
| Covidien | Sprzęt Force FX-C | ||
| Rurka dotchawicza, 10 mm | Patterson Veterinary | 07-882-9008 | Chirurgiczna jednorazowa |
| enrofloksacyna | Norbrook Laboratories Limited | 55529-152-05 | Leki, śródoperacyjny |
| plaster transdermalny z fentanylem | Apotex Corp | 60505-7007-2 | Leki, przedoperacyjne |
| kleszcze do tkanek Ferris Smith | V. Mueller | SU2510 | Instrument chirurgiczny |
| Rozpieracze żeber Finochietto, duże | V. Mueller | CH1220-1 | Narzędzie chirurgiczne |
| Rozpieracze żeber Finochietto, średnie | V. Mueller | CH1215-1 | Instrument chirurgiczny |
| Zwijacz wstęgowy Flexsteel, 1" x 13" | V. Mueller | SU3340 | Instrument chirurgiczny |
| Zwijacz wstęgowy Flexsteel, 2 "x 13" | V. Mueller | SU3346 | Instrument chirurgiczny |
| Kleszczyki gąbkowe Foerster, zakrzywione | instrumentów chirurgicznych | V. Mueller | GL660 |
| : Sterylne gąbki z gazy kompatybilne z promieniowaniem rentgenowskim, 16-warstwowe, 4" x 4" | Medline | PRM21430LFH | Chirurgiczne jednorazowe |
| kleszcze Geralda-DeBakeya | V. Mueller | CH04242 | Instrument chirurgiczny |
| Glassman Allis | V. Mueller | SU6152 | Instrument chirurgiczny |
| Kleszczyki do komarów Halsted | V. Mueller | SU2702 | Instrument chirurgiczny |
| Harken clamp | V. Mueller | CH6462 | Instrument chirurgiczny |
| do terapii cieplnej Pompa | Gaymar/Stryker | Sprzęt TP-400 | |
| Heparyna | Fresenius Kabi, | 63323-540-31 | Leki, przewlekłe |
| zestawy dożylne PH Hospira, 80" | Patterson Veterinary | 07-835-0123 | Chirurgiczna jednorazowa |
| sól hipertoniczna 3% | Baxter Healthcare Corp., | 0338-0054-03 | Leki, |
| igła podskórna do przewlekłego PH ze skosem i regularną ścianką, 20 G x 1 " | Medline | B-D305175Z | Jednorazowy, przewlekły |
| interfejsu PH, przetwornik Edwards LifeScience do ADInstruments Wzmacniacz mostkowy | Fogg System | 0395-2434 | Sprzęt |
| Pompa infuzyjna dożylna | Heska | Vet/IV 2.2 Wyposażenie pompy infuzyjnej | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | Leki, przedoperacyjny |
| zacisk piersiowy Kantrowitz, 9-1 / 2 " | V. Mueller | CH1722 | Instrument chirurgiczny |
| Kelly hemostats | V. Mueller | 88-0314 | Instrument chirurgiczny |
| Lidokaina HCl, 2,46% | PRN Pharmacal, | 49427-434-04 | Leki, przewlekłe |
| aplikatory wielozaciskowe PH Ligaclip firmy Ethicon | Medline | ETHMCS20 | Jednorazowa pętla chirurgiczna |
| , Naczynie, Mini, Czerwona, 2/pk, Sterylna | linia medyczna | DYNJVL12 | Chirurgiczne jednorazowe |
| kleszczyki do ręczników Lorna bez perforacji | V. Mueller | SU2937 | |
| Nożyczki preparacyjne Mayo | V. Mueller | SU1826 | |
| Nożyczki preparacyjne do narzędzi chirurgicznych Mayo, proste | V. Mueller | SU1821 | Instrument chirurgiczny |
| Medipore Dress-It Pre-Cut Osłony opatrunkowe firmy 3M | Medline | & nbsp; MMM2955Z | Chirurgiczny jednorazowy |
| meloksykam | Patterson Veterinary | 14043-909-10 | Leki, pooperacyjne |
| kleszcze piersiowe Mixter, 9 " | V. Mueller | CH1730-003 | Instrument chirurgiczny |
| Hemostatyki komarów | V. Mueller | 88-0301 | Instrument chirurgiczny |
| Wielokanałowe konsole badawcze | Sprzęt transsonic | T402 / T403 | , przepływomierz okołonaczyniowy |
| Wielokanałowe zestawy do cewnikowania żył centralnych | Medline | ARW45703XP1AH | Chirurgiczny |
| jednorazowy wieloparametrowy monitor parametrów życiowych | Smiths Medical | Igły do sprzętu SurgiVet Advisor 3 | |
| : Igła podskórna ze zwykłym skosem, sterylna, 18 G x 1,5 " | Medline | B-D305185Z | Chirurgiczna jednorazowa |
| rękojeść noża nr 3 | V. Mueller | SU1403-001 | Instrument chirurgiczny |
| nr 7 rękojeść noża | V. Mueller | SU1407 | Instrument chirurgiczny |
| Niewentylowana męska nasadka Luer | Qosina | 13614 | Jednorazowy, przewlekły |
| wzmacniacz mostka ósemkowego | ADInstruments | FE228 | Sprzęt |
| Maść okulistyczna | Akorn Animal Health | 59399-162-35 | Leki, przedoperacyjne |
| rurki Penrose'a, 6 mm x 46 cm, 11 mm płaskie | Medline | SWD514604H | Chirurgiczny jednorazowy |
| pleciony jedwab w kolorze trwałym: Igła Taperpoint 2-0 SH, uwalnianie kontrolne, 30 " | Medline | ETHD8552 | Chirurgiczny jednorazowy |
| szew do ręki, oplot, rozmiar 0, 6 x 30" | Medline | ETHA306H | Chirurgiczny jednorazowy |
| szew do ręki, pleciony, rozmiar 4-0, 12 x 30 " | Medline | ETHA303H | Chirurgiczne jednorazowe |
| fenylefryny | West-Ward | 0641-6142-25 | Leki, śródoperacyjne |
| wielozadaniowe bezprzewodowe elektrody zwrotne dla pacjenta, Adult | Medline | SWDE7509 | Chirurgiczna jednorazowa |
| igła Huber Port-A-Cath, prosta, 22 G x 1-1/2" | Medline | AAKM21200724 | Jednorazowy, przewlekły |
| szew monofilamentowy PH PROLENE, niebieski, rozmiar 4-0, 36", podwójne ramię, igła RB-1 | Medline | ETHD7143 | Chirurgiczny jednorazowy |
| szew monofilamentowy polipropylenowy PROLENE, niebieski, dwuramienny, igła RB-1, rozmiar 5-0, 24" | Medline | ETH8555H | Chirurgiczne |
| jednorazowe regionalne igły blokowe, Medline o rozmiarze 22 | B-D408348Z | Chirurgiczne jednorazowe | |
| kleszcze do tętnic migdałkowych Schnidta | V. Mueller | M01700 | Narzędzie chirurgiczne |
| Ekstraktor zszywek do skóry | Medline | CND3031 | Jednorazowy, przewlekły |
| PH Zszywacz do skóry 35 szeroki, z licznikiem | Medline | STAPLER35W | Chirurgiczny jednorazowy |
| ciśnieniomierz | Patterson Veterinary | 07-815-0464 | Sprzęt |
| Miska na gąbkę | V. Mueller | GE-75 | Gąbka do narzędzi chirurgicznych |
| , okrążenie: Wykrywalna przez promieniowanie rentgenowskie sterylna gąbka biodrowa, 18 "x 18", 5 sztuk | Medline | MDS241518HH | Chirurgiczna gąbka jednorazowa |
| , Peanut: Wykrywalna sterylna gąbka z orzeszków ziemnych wykrywana promieniami rentgenowskimi, mała, 3/8" | Medline | MDS72038 | Chirurgiczny jednorazowy |
| sterylny jednorazowy ręcznik operacyjny Deluxe, niebieski, 17'' x 27'', 2 sztuki | Medline | MDT2168202 | Chirurgiczna |
| jednorazowa sterylna strzykawka Luer-Lock, 3 ml | Medline | SYR103010Z | Jednorazowa, |
| sterylna strzykawka Luer-Lock | Medline | SYR105010Z | Jednorazowe, |
| sterylne osłony sond do sprzętu chirurgicznego | Medline | DYNJE5930 | Chirurgiczny jednorazowy |
| kran odcinający: 3-kierunkowy kran z uchwytem w pozycji OFF, obrotowy adapter męski do kołnierza, 45 PSI | Medline | DYNJSC301 Chirurgiczny jednorazowy | |
| kran Odcinacz: 3-kierunkowy kran z uchwytem w pozycji OFF, obrotowy adapter Męskie mocowanie kołnierza, 45 PSI | Medline | DYNJSC301 | Jednorazowy, przewlekły |
| port podskórny PH z 5-francuskim złączem i technologiami dostępu do niebieskiego bagażnika | CP2AC-5NC | Chirurgiczne jednorazowe | |
| nożyczki preparacyjne Metzenbaum Super cut | V. Mueller | CH2032-S | Chirurgiczny Instrument |
| Super cut nelson-metzenbaum nożyczki preparacyjne | V. Mueller | CH2025-S | do narzędzi chirurgicznych |
| : sterylna strzykawka Luer-Lock, 10 ml | Medline | SYR110010Z | Chirurgiczny jednorazowy |
| cewnik piersiowy, prosty, 28 Fr x 20" | Medline | SWD570549H | Chirurgiczna jednorazowa |
| serweta chirurgiczna w trzech czwartych | Medline | DYNJP2414H | Chirurgiczna |
| jednorazowa tiletamina + Zolazepam | Zoetis Inc | 54771-9050-1 | Leki, przedoperacyjny |
| zestaw opasek uciskowych TourniKwik z czterema 7,5-calowymi rurkami w kolorze brązu i 1 werblem, 12 francuskich | Medline | CVR79013 | Chirurgiczny jednorazowy |
| klips przetwornika | Edwards LifeScience | TCLIP05 | Equipment |
| Trigger Aneroid Gauge (ciśnieniomierz) | Patterson Veterinary | 07-815-0464 | Sprzęt |
| Zestawy jednorazowych przetworników ciśnienia TruWave firmy Edwards Lifesciences | Medline | VSYPX260 | Chirurgiczny jednorazowy i przewlekły |
| moduł przepływu okołonaczyniowego PH TS420 | Sprzęt Transonic | TS420 | przepływomierza okołonaczyniowego |
| , ssanie: Sterylne uniwersalne rurki ssące z prostymi żebrowanymi złączami, 1/4" x 12'Medline | Jednorazowe rurki chirurgiczne | ||
| : Rurka do monitorowania ciśnienia ze stałą męską blokadą Luer i złączką żeńską, niskociśnieniowa, 72 "L | Medline | DYNJPMTBG72MF | Jednorazowe |
| rurki chirurgiczne: Rurka monitorująca ciśnienie ze stałą męską blokadą Luer Lock i złączką żeńską, niskociśnieniowa, 72" L | Medline | DYNJPMTBG72MF | jednorazowa, przewlekła |
| elastyczna rurkowa rurka retencyjna | Medline | DERGL711 | Jednorazowy, przewlekły |
| zwijacz żeber PH Tuffier | V. Mueller | CD1101 | Instrument chirurgiczny |
| Tygon E-3603 Elastyczne rurki | Fisher Scientific | 14-171-227 | Chirurgiczny |
| jednorazowy zwijacz U.S.A | . V. Mueller | SU3660 | Taśma |
| pępowinowa do instrumentów chirurgicznych, bawełna, 3-splotowa, 1/8 x 36" | Medline | ETHU12TH | Chirurgiczny jednorazowy |
| przełącznik przycisków Valleylab Pencil | Medline | VALE2516H | Chirurgiczne jednorazowe |
| kleszcze do głębokich naczyń Vanderbilt | V. Mueller | CH1687 | Instrument chirurgiczny |
| Weterynaryjna maszyna do znieczulenia | Midmark | Matrx VMC | Equipment |
| Weterynaryjny respirator anestezjologiczny | Hallowell EMC | Model 2000 | Sprzęt |
| Vicryl: Niebarwiony powlekany Vicryl 0 CT-1 36" szew | Medline | ETHVCP946H | Chirurgiczny jednorazowy |
| Vicryl: Niebarwiony powlekany Vicryl 2 TP-1 stożek 54" szew | Medline | ETHVCP880T | Chirurgiczny jednorazowy |
| Vicryl: Niebarwiony powlekany Vicryl 2-0 CT-1 18" szew | Medline | ETHVCP739D | Chirurgiczny jednorazowy |
| uchwyt na igły z drewna crile, 10-3/8" | V. Mueller | CH2427 | Instrument chirurgiczny |
| Vital uchwyt na igły majonezowo-hegarowe, 7-1 / 4 " | V. Mueller | CH2417 | Narzędzie chirurgiczne |
| Vital nożyczki preparacyjne metzenbaum, 14' ' | V. Mueller | CH2009 | Instrument chirurgiczny |
| Vital nożyczki preparacyjne metzenbaum, 9" | V. Mueller | CH2006 | Instrument chirurgiczny |
| Vital ryder uchwyt na igły, 9" | V. Mueller | CH2510 | Instrument chirurgiczny |
| Yankauer, końcówka żarówki: sterylny sztywny Yankauer z końcówką żarówki, bez odpowietrznika | Medline | DYND50130 | chirurgiczne jednorazowe |
Bibliografia
- Campo, A., et al. Outcomes of hospitalization for right heart failure in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Journal. 38 (2), 359-367 (2011).
- Tonelli, A. R., et al. Causes and circumstances of death in pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 188 (3), 365-369 (2013).
- Urashima, T., et al. Molecular and physiological characterization of RV remodeling in a murine model of pulmonary stenosis. American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 295 (3), (2008).
- Sato, H., et al. Large animal model of chronic pulmonary hypertension. ASAIO Journal. 54 (4), 396-400 (2008).
- Pohlmann, J. R., et al. A low mortality model of chronic pulmonary hypertension in sheep. Journal of Surgical Research. 175 (1), 44-48 (2012).
- Noly, P. -E., Guihaire, J., Coblence, M., Dorfmuller, P., Fadel, E., Mercier, O. Chronic thromboembolic pulmonary hypertension and assessment of right ventricular function in the piglet. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (105), e53133(2015).
- Pereda, D., et al. Swine model of chronic postcapillary pulmonary hypertension with right ventricular remodeling: Long-term characterization by cardiac catheterization, magnetic resonance, and pathology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 7 (5), 494-506 (2014).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: A translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Ukita, R., et al. Left pulmonary artery ligation and chronic pulmonary artery banding model for inducing right ventricular - pulmonary hypertension in sheep. ASAIO Journal (American Society for Artificial Internal Organs: 1992. 67 (1), 44-48 (2020).
- Ukita, R., et al. Progression toward decompensated right ventricular failure in the ovine pulmonary hypertension model. ASAIO Journal (American Society for Artificial Internal Organs: 1992. , (2021).
- Mercier, O., et al. Piglet model of chronic pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 3 (4), 908-915 (2013).
- Guihaire, J., et al. Right ventricular plasticity in a porcine model of chronic pressure overload. Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 194-202 (2014).
- Tang, K. J., Robbins, I. M., Light, R. W. Incidence of pleural effusions in idiopathic and familial pulmonary arterial hypertension patients. Chest. 136 (3), 688-693 (2009).
- Luo, Y. F., et al. Frequency of pleural effusions in patients with pulmonary arterial hypertension associated with connective tissue diseases. Chest. 140 (1), 42-47 (2011).
- Brixey, A. G., Light, R. W. Pleural effusions occurring with right heart failure. Current Opinion in Pulmonary Medicine. 17 (4), 226-231 (2011).
- Holt, T. N. Bovine High-mountain Disease. Merck and the Merck Veterinary Manual. , Available from: https://www.merckvetmanual.com/circulatory-system/bovine-high-mountain-disease/bovine-high-mountain-disease (2019).
- Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. Journal of the American College of Cardiology. 58 (24), 2511-2519 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
