Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Funkcja zróżnicowanych podzbiorów skórnych komórek dendrytycznych w celu indukowania odporności Th17 w śródskórnym zakażeniu Candida albicans

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62731

⸱

20 lipca 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Dermatology, Severance Hospital, Cutaneous Biology Research Institute, Yonsei University College of Medicine, 2Brain Korea 21 FOUR Project for Medical Science, Yonsei University College of Medicine, 3Institute for Immunology and Immunological Diseases, Yonsei University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj pokazujemy in vivo funkcję podzbiorów skórnych komórek dendrytycznych w odporności Th17 na głębokie zakażenie skórne Candida albicans.

Streszczenie

Skóra jest najbardziej zewnętrznym organem barierowym w ciele, który zawiera kilka typów komórek dendrytycznych (DC), grupę profesjonalnych komórek prezentujących antygen. Kiedy skóra napotyka atakujące patogeny, różne skórne DC inicjują wyraźną odpowiedź immunologiczną limfocytów T w celu ochrony organizmu. Wśród atakujących patogenów infekcja grzybicza specyficznie napędza ochronną odpowiedź immunologiczną Th17 wytwarzającą interleukinę-17. Opracowano protokół skutecznego różnicowania komórek Th17 przez śródskórne zakażenie Candida albicans w celu zbadania podzbioru skórnych DC odpowiedzialnych za indukowanie odporności Th17. Cytometria przepływowa i analizy ekspresji genów wykazały wyraźną indukcję odpowiedzi immunologicznej Th17 w węzłach chłonnych drenujących skórę i zakażonej skórze. Wykorzystując indukowane przez toksynę błoniczą szczepy myszy zubożające podzbiór DC, stwierdzono, że skórne DC CD301b + są odpowiedzialne za optymalne różnicowanie Th17 w tym modelu. W związku z tym protokół ten stanowi cenną metodę badania funkcji in vivo zróżnicowanych podzbiorów skórnych DC w celu określenia odporności Th17 na głęboką infekcję grzybiczą skóry.

Wprowadzenie

Skóra jest najbardziej zewnętrznym organem barierowym, który chroni ciało przed inwazją zewnętrznych patogenów i bodźców1. Skóra składa się z dwóch odrębnych warstw, w tym naskórka - warstwowego nabłonka keratynocytów - i leżącej poniżej skóry właściwej - gęstej sieci kolagenu i innych składników strukturalnych. Jako pierwotna tkanka bariery nabłonkowej, skóra zapewnia głównie bariery fizyczne i przyczynia się do dodatkowych barier immunologicznych, ponieważ zawiera liczne rezydujące komórki odpornościowe2,3. Wśród skórnych komórek odpornościowych, komórki dendrytyczne (DC) są rodzajem profesjonalnych komórek prezentujących antygen, które aktywnie pobierają własne i nie-własne antygeny i migrują do regionalnych węzłów chłonnych (LN) w celu zainicjowania odpowiedzi i tolerancji limfocytów T specyficznych dla antygenu zgodnie z naturą antygenów4.

Skóra zawiera komórki prezentujące antygen naskórka, a mianowicie komórki Langerhansa (LCs) i co najmniej dwa typy DCs, w tym konwencjonalne DC typu 1 (cDC1) i konwencjonalne DC typu 2 (cDC2)5. Naskórkowe LC są embrionalne pochodzenia monocytowego i utrzymują swoją liczbę komórek poprzez samoutrwalanie w warunkach homeostatycznych6. W przeciwieństwie do tego, skórne cDC1 i cDC2 pochodzą z hematopoetycznych komórek macierzystych i są stale uzupełniane przez genetorów zaangażowanych w DC5. Skórne DC charakteryzują się markerami powierzchniowymi, z grubsza podzielonymi na populacje Langerin+ (w tym LC i cDC1) i CD11b+Langerin- (głównie cDC2). Ponadto grupa ta ujawniła, że populacja CD11b+Langerin-DC jest dalej klasyfikowana do dwóch podzbiorów zgodnie z wyrażeniem CD301b7.

Ważne cechy funkcjonalne skórnych DC są skoncentrowane na podziale pracy, determinowanym głównie przez wewnętrzną naturę każdego podzbioru DC, lokalizacje in situ DC, mikrośrodowisko tkanek i miejscowe sygnały zapalne8. Te cechy funkcjonalne skórnych DC wymagają zbadania roli określonych podzbiorów DC podczas niektórych typów odpowiedzi immunologicznej skóry. Po stymulacji antygenowej przez skórne DC w drenujących LN, naiwne limfocyty T CD4 + różnicują się w określone podzbiory pomocniczych limfocytów T, które wytwarzają zestaw zdefiniowanych cytokin do wywierania swojej funkcji efektorowej9. Wśród podzbiorów limfocytów T pomocniczych CD4 +, komórki Th17 wytwarzające interleukinę-17 (IL-17) odgrywają kluczową rolę w chorobach autoimmunologicznych i odporności przeciwgrzybiczej10. Pod tym względem infekcja grzybicza skóry jest solidnym modelem do badania odporności Th17 in vivo11,12,13. Kiedy skórki pozbawione taśmy są naskórkowo wystawione na działanie drożdży Candida albicans (C. albicans), naskórkowe LC odgrywają kluczową rolę w napędzaniu specyficznego dla antygenu różnicowania Th1714.

Odporność ochronna przed śródskórnym zakażeniem C. albicans wymaga odporności wrodzonej, takiej jak aktywność fibrynolityczną fibroblastów i fagocytów15. Jednak niewiele wiadomo na temat roli skórnych podzbiorów DC w ustanawianiu odporności Th17 w głębokim zakażeniu skórnym C. albicans. W pracy opisano metodę śródskórnego zakażenia skóry C. albicans, która wywołuje lokalną i regionalną odpowiedź immunologiczną Th17. Zastosowanie indukowanych toksyną błoniczą (DT) szczepów myszy zubożających podzbiór DC ujawniło, że skórne DC CD301b + mają kluczowe znaczenie dla odporności na Th17 w tym modelu. Opisane tutaj podejście pozwala na badanie odpowiedzi Th17 na głębokie inwazyjne zakażenie grzybicze skóry.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC, numer zatwierdzenia: 2019-0056, 2019-0055). Siedem W badaniu wykorzystano 9-tygodniowe samice myszy szczepu C57BL/6 typu dzikiego (WT) o masie od 18 do 24 g. Niektóre badania przeprowadzono z wykorzystaniem samic myszy Langerin-diphtheria toxin receptor (DTR) oraz CD301b-DTR w tym samym wieku i o tej samej masie. W każdej grupie eksperymentalnej wykorzystano od czterech do sześciu myszy, a przedstawione dane są reprezentatywne dla trzech niezależnych eksperymentów. Praca została przeprowadzona w warunkach poziomu bezpieczeństwa biologicznego 3 (Biosafety Level 3), przy czym zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi badania te można przeprowadzić również w warunkach poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (Biosafety Level 2) (temperatura pokojowa 23 °C ± 3 °C, wilgotność 50% ± 10%).

1. Przygotowanie Candida albicans

UWAGA: Eksperymenty w tej sekcji były przeprowadzane w komorze z laminarnym przepływem powietrza.

  1. Wykulturuj szczep C. albicans SC5314 na płytce z agarem yeast-peptone-dextrose-adenine (YPDA), używając pętli i igły do szczepienia.
  2. Inkubuj płytkę odwróconą do góry dnem przez 2 dni w temperaturze 30 °C.
    UWAGA: Płytkę z agarem YPDA z C. albicans można przechowywać w temperaturze 4 °C do 1 miesiąca.
  3. Za pomocą sterylnego końcówki do pipety wyizoluj z płytki pojedynczą kolonię w celu szczepienia w 10 mL podłoża YPDA w probówce o pojemności 50 mL.
  4. Inkubuj w temperaturze 30 °C przy wytrząsaniu z prędkością 230-250 rpm przez ok. 17 h.
  5. Przenieś zawiesinę drożdży do kuwety i mierz gęstość optyczną (OD) przy 600 nm co 30 min za pomocą spektrofotometru UV-VIS, aż OD600 osiągnie wartość 1,5-2,0.
    UWAGA: Ten krok może zająć 16-18 h.
  6. Wirować zawiesinę drożdży przy 1000 × g przez 5 min.
  7. Odrzuć nadsącz i resuspenduj komórki drożdży w odpowiedniej ilości sterylnego soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS).
  8. Policz komórki C. albicans za pomocą hemocytometru i wirować zawiesinę przy 1000 × g przez 5 min.
  9. Odrzuć nadsącz i resuspenduj komórki C. albicans w PBS do stężenia 1 × 107 komórek w 40 µL PBS na jedną poduszkę stopy.
  10. W celu przygotowania zabitych termicznie (HK) C. albicans, po ustaleniu liczby komórek, zabij komórki drożdży poprzez ogrzewanie w temperaturze 65 °C przez 60 min przy użyciu mieszadła grzejącego.

2. Infekcja podeszwy łapy myszy grzybem C. albicans

figure-protocol-1
Rycina 1: Schemat modelu infekcji śródskórnej Candida albicans. (A) Do poduszek tylnych łap myszy wstrzyknięto śródskórnie 1 × 107 C. albicans. Po 7 dniach poduszki łap myszy ponownie poddano działaniu 1 × 107 HK C. albicans poprzez wstrzyknięcie śródskórne, a odpowiedź nadwrażliwości opóźnionej zmierzono 24 h po podaniu antygenu. Miejscową odpowiedź immunologiczną podczas sensytyzacji na  C. albicans analizowano po 7 dniach w węzłach chłonnych (LNs) drenujących skórę. (B, C) Obrazy poduszek łap przed śródskórnym wstrzyknięciem C. albicans. (D, E) Wstrzykiwanie C. albicans do głębokiej skóry właściwej prawej poduszki łapy. (F, G) Kliniczne objawy zaczerwienienia i obrzęku po wstrzyknięciu do prawej poduszki łapy. (H) Szkic przedstawiający drogi limfatyczne z poduszki łapy do węzłów chłonnych podkolanowych po wstrzyknięciu C. albicans . (I) Odsłonięte węzły chłonne podkolanowe zlokalizowane za kolanem 7 dni po wstrzyknięciu C. albicans oraz (J) bez wstrzyknięcia. Skróty: HK = zabite termicznie (heat-killed); LNs = węzły chłonne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Zanurz myszy w izofluranie w komorze indukcyjnej do momentu spowolnienia częstości oddechów i braku reakcji wycofania na uciśnięcie palców stopy lub ogona.
    UWAGA: Podczas anestezji zaleca się stosowanie maści do oczu w celu zapobiegania wysychaniu rogówek, szczególnie w przypadku znieczulenia trwającego dłużej niż 5 min.
  2. Zdejmij nasadkę z igły 31 G i pobierz do strzykawki insulinowej o pojemności 0,3 mL przygotowane C. albicans z kroku 1.9 po wymieszaniu komórek.
  3. Wyjmij znieczuloną mysz z komory indukcyjnej i delikatnie wstrzyknij 40 µL zawiesiny komórek drożdży (1 × 107 komórek) w głąb skóry właściwej prawej poduszeczki stopy w celu sensytyzacji na C. albicans.
    UWAGA: Maksymalna objętość, jaką można wstrzyknąć w poduszeczkę stopy, wynosi 50 µL.
  4. Powoli wycofaj igłę strzykawki z miejsca wstrzyknięcia.
  5. Umieść każdą mysz osobno w klatce, aż do pełnego wybudzenia z narkozy, a następnie bezpiecznie przenieś ją z powrotem do klatki zbiorczej.
  6. Aby wywołać odpowiedź swoistą dla antygenu C. albicans, 7 dni po sensytyzacji poddaj prawą poduszeczkę stopy myszy ekspozycji na przygotowane HK C. albicans poprzez wstrzyknięcie śródskórne zgodnie z wcześniejszym opisem (1 × 107 komórek; 40 µL na poduszeczkę stopy; powtórz kroki 2.1-2.5).
  7. Po eutanazji w komorze z CO2 pobierz węzły chłonne (LNs) drenujące skórę 7 dni po sensytyzacji na C. albicans lub tkanki z objętej procesem chorobowym poduszeczki stopy 24 h po podaniu antygenu.

3. Deplecja komórek dendrytycznych in vivo indukowana toksyną błoniczą

UWAGA: W niniejszym badaniu zarówno myszy Langerin-DTR, jak i CD301b-DTR otrzymywały DT na 1 dzień przed i po wewnątrzskórnej sensybilizacji na C. albicans.

  1. Przygotować roztwór DT o stężeniu 10 µg/mL w PBS.
  2. Zdjąć nasadkę z igły strzykawki insulinowej o pojemności 1 mL, wymieszać DT i napełnić strzykawkę roztworem DT.
  3. Odpowiednio unieruchomić myszy w pozycji z głową skierowaną w dół.
  4. Zdezynfekować stronę brzuszną myszy 70% etanolem.
  5. Powoli wstrzyknąć każdej myszy 100 µL 1 µg DT drogą dostępu dootrzewnowego w dolny lewy kwadrant brzucha, aby uszczuplić specyficzne podgrupy komórek dendrytycznych.
    UWAGA: Należy uważać, aby nie uszkodzić organów podczas wstrzykiwania.
  6. Odczekać 5 s, a następnie powoli wyciągnąć igłę.

4. Ilościowa polimeraza łańcuchowa w czasie rzeczywistym

  1. Umieść mysz w komorze z CO2 aż do ustania ruchów oddechowych.
  2. Zdezynfekuj mysz 70% etanolem, a następnie za pomocą pęsety i nożyczek wytnij zmianę ze skóry podeszwy tylnej łapy, dzieląc ją na małe fragmenty.
  3. Całkowicie zanurz pocięte tkanki w odczynie do izolacji RNA.
  4. Zhomogenizuj próbki za pomocą homogenizatora tkankowego zgodnie z instrukcją producenta (2 cykle po 3 min przy 30 Hz).
    UWAGA: W niniejszym badaniu do lizy tkankowej wykorzystano kulki ze stali nierdzewnej.
  5. Wiruj przy 10,000 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  6. Ostrożnie przenieś supernatant do nowej probówki.
  7. Wyizoluj całkowite RNA ze skóry zmian przy użyciu zestawu do izolacji całkowitego RNA.
  8. Wyznacz stężenie RNA za pomocą spektrofotometru UV-Vis.
  9. Zsyntetyzuj cDNA przy użyciu zestawu do odwrotnej transkrypcji przeznaczonego do ilościowej reakcji łańcuchowej polimerazy w czasie rzeczywistym (qPCR).
  10. Przeprowadź qPCR w czasie rzeczywistym za pomocą systemu real-time PCR, monitorując syntezę dwuniciowego DNA podczas cykli PCR przy użyciu zielonego barwnika fluorescencyjnego.
    ​UWAGA: W niniejszym badaniu wyniki znormalizowano do poziomu fosforobozylotransferazy hypoksantynowo-guaninowej (Hprt). Sekwencje starterów wymieniono w Tabeli 1, a protokół PCR jest następujący: denaturacja wstępna przy 95 °C przez 30 s, amplifikacja przez 42 cykle (95 °C przez 5 s, 60 °C przez 30 s).

5. Izolacja komórek i analiza cytometryczna

  1. Po eutanazji za pomocą CO2, przeprowadzić sekcję myszy przy użyciu pęsety i nożyczek, ostrożnie odsłaniając i pobierając węzły chłonne (WCh) drenujące poduszkę stopy, zwane WCh podkolanowymi, znajdujące się za kolanem.
  2. Przygotować zawiesiny pojedynczych komórek z WCh drenujących poduszkę stopy każdej myszy, filtrując tkanki przez sito 70 µm po homogenizacji za pomocą tłoka strzykawki 3 mL.
  3. Przemyć komórki buforem PBS i wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  4. Odlać nadsącz i ponownie przemyć komórki buforem PBS.
  5. Wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  6. Odlać nadsącz i zawiesić komórki w pełnym medium RPMI-10 zawierającym 55 µM β-merkaptoetanolu, 50 ng/mL mirystanu 12 i octanu 13 forbolu (PMA) oraz 500 ng/mL jonomycyny w płytce 24-dołkowej w celu stymulacji limfocytów T.
  7. Po 1 h dodać do zawiesiny komórkowej 10 µg/mL brefeldyny A oraz monensynę w stężeniu 1000x i inkubować przez kolejne 5 h.
  8. Zebrać komórki i przemyć je buforem do sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS).
  9. Wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C i odlać nadsącz.
  10. Przebarwić martwe komórki za pomocą barwnika do martwych komórek typu fixable i inkubować przez 30 min w temperaturze 4 °C.
  11. Przemyć próbki buforem FACS i wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  12. Odlać nadsącz, a następnie inkubować komórki z przeciwciałami do markerów powierzchniowych sprzężonymi z fluorochromem oraz z blokerem receptorów Fc przez 30 min w temperaturze 4 °C.
  13. Przemyć próbki buforem FACS i wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  14. Odlać nadsącz i zawiesić osad komórkowy w roztworze do fiksacji i permeabilizacji na 15-20 min w temperaturze 4 °C w celu barwienia wewnątrzkomórkowego.
  15. Przemyć próbki 1x buforem do mycia i wirować przy 500 × g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  16. Odlać nadsącz i przeprowadzić wewnątrzkomórkowe barwienie cytokin przez 30 min w temperaturze 4 °C.
  17. Przemyć próbki 1x buforem do mycia i wirować przy 500 x g przez 5 min w temperaturze 4 °C.
  18. Zawiesić komórki w odpowiedniej objętości (200-300 µL) buforu FACS.
  19. Przeanalizować ekspresję białek za pomocą cytometrii przepływowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszej pracy zaprezentowano model zakażenia śródskórnego C. albicans w celu zbadania roli odpowiedzi immunologicznej Th17 zapośredniczonej przez skórne komórki DC in vivo. Po wstępnym wstrzyknięciu C. albicans do poduszeczki stopy, węzły chłonne (LNs) drenujące skórę uległy powiększeniu (Rysunek 2A). W okresie sensytyzacji stosunek efektorowych limfocytów T CD4+ do CD8+ uległ wyraźnemu zwiększeniu (Rysunek 2B

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W pracy opisano metodę śródskórnego zakażenia C. albicans , która pozwala na badanie roli skórnych DC w odpowiedzi immunologicznej Th17 in vivo. Stosując wieloparametryczną analizę cytometryczną przepływową ze szczepami myszy indukowanymi przez DT, stwierdziliśmy, że skórne DC CD301b + są kluczowym podzbiorem DC skóry do inicjowania odporności Th17 na głębokie zakażenie skórne C. albicans . Co więcej, wyniki wykazały, że odpowiedź limfocytów T wytwarzających IL-17 była wytwarzana głó...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez grant badawczy Wydziału Samjung-Dalim Yonsei University College of Medicine (6-2019-0125), przez Program Badań Podstawowych za pośrednictwem Narodowej Fundacji Badawczej Republiki Korei finansowany przez Ministerstwo Edukacji (2019R1A6A1A03032869) oraz Ministerstwo Nauki i Technologii Informacyjnych i Komunikacyjnych (2018R1A5A2025079, 2019M3A9E8022135 i 2020R1C1C1014513), oraz przez Koreańskie Centra Kontroli i Prewencji Chorób (KCDC, 2020-ER6714-00).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka insulinowa 0,3 ml (31 G)  BD328822
1x  Bufor do trwałej ondulacji/płukaniaBD554723
1 ml (30 G) strzykawka insulinowa strzykawka  BD328818
24-dołkowa Falcon353047
50 ml probówka stożkowaFalcon50050
70 μ m sitkoFalcon352350
70% etanol
ABI StepOnePlus system PCR w czasie rzeczywistymApplied Biosystems
Komora anestezjologicznaAparat
Brefeldin ABDBD
β-MerkaptoetanolGibco21985023
Candida Szczep albicans SC5314dostarczony przez Daniela Kaplana z Uniwersytetu w Pittsburghu
CD3BioLegend100216Klon 17A2
Myszydostarczone przez Akiko Iwasaki na Uniwersytecie Yale
CD4BioLegend100408Klon GK1.5
CD44eBioscience47-0441-80Klon IM7
CD8aBD Biosciences553031Clone 53.6.7
Wirówka
Licznik
KuwetaKartellKA.1938
Roztwór Cytofix/CytopermBD554722
Toksyna błonicza (DT)Sól fizjologiczna buforowana
Dulbecco (DPBS)WelgeneLB001-02
Bufor FACS (sortowanie komórek aktywowane fluorescencją)Wewnętrzny
bloker receptora FcBD553142
Surowica bydlęca płodu (FBS)WelgeneS101-07
KleszczeRobozdo pobierania próbki
HemocytometrFisher Scientific267110
Zestaw całkowitego RNA Hybrid-RGeneAll Biotechnology305-101
hydroksyetylopiperazyna, kwas etanosulfonowy (HEPES)Gibco15630-080
IL-17A (cytokina wewnątrzkomórkowa)BioLegend506912klon TC11-18H10.1
JonomycynaSigmaI0634
Izofluran
Langerin-DTRdostarczone przez Heung Kyu Lee w Koreańskim Zaawansowanym Instytucie Nauki i Technologii
LIVE/DEAD Zestaw do barwienia Aqua Dead CellInvitrogenL34957
Pętla i igłaSPL90010
MonenzynaBDBD554724
NanoDrop 2000Thermo Scientific
Penicylina  Gibco15140-122
szalka PetriegoSPL10090
Phorbol 12-mirystynian 13-octan (PMA)SigmaP8139
PrimeScript RT Master MixTakara BioRR360A
RPMI 1640Gibco11875-093
NożyczkiRobozdo pobierania próbek
Koraliki ze stali nierdzewnej, 5 mmQIAGEN69989
Sterylna końcówka
SYBR Green Premix Ex Taq IITakara BioRR820A
TCRβTermomikser BioLegend109228Clone H57-597
  CEppendorf
TissueLyserQIAGEN
UV-VIS spektrofotometrPerkinElmer
Wild-type C57BL/6  myszy Użyto myszy Orient Biow wieku od 7 do 9 tygodni
Pożywka drożdżowo-peptonowo-dekstrozo-adeninowa (YPDA), płynna, sterylna (1% ekstrakt drożdżowy, 2% pepton bakto, 2% dekstroza)
Płytka agarowa YPDA, sterylna (1% ekstrakt drożdżowy, 2% pepton bakto, 2% dekstroza, 2% agar bakto)
Harvarda 555029 CD301b-DTR klików fosforanami Sigma do pipet Myszy

Bibliografia

  1. Nestle, F. O., Di Meglio, P., Qin, J. Z., Nickoloff, B. J. Skin immune sentinels in health and disease. Nature Reviews Immunology. 9 (10), 679-691 (2009).
  2. Bouwstra, J. A., Ponec, M. The skin barrier in healthy and diseased state. Biochimica et Biophysica Acta. 1758 (12), 2080-2095 (2006).
  3. Kabashima, K., Honda, T., Ginhoux, F., Egawa, G. The immunological anatomy of the skin. Nature Reviews Immunology. 19 (1), 19-30 (2019).
  4. Banchereau, J., et al. Immunobiology of dendritic cells. Annual Review of Immunology. 18, 767-811 (2000).
  5. Kashem, S. W., Haniffa, M., Kaplan, D. H. Antigen-presenting cells in the skin. Annual Review of Immunology. 35, 469-499 (2017).
  6. Kaplan, D. H. Ontogeny and function of murine epidermal Langerhans cells. Nature Immunology. 18 (10), 1068-1075 (2017).
  7. Kim, T. G., et al. Skin-specific CD301b(+) dermal dendritic cells drive IL-17-mediated psoriasis-like immune response in mice. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 844-853 (2018).
  8. Durai, V., Murphy, K. M. Functions of murine dendritic cells. Immunity. 45 (4), 719-736 (2016).
  9. O'Shea, J. J., Paul, W. E. Mechanisms underlying lineage commitment and plasticity of helper CD4+ T cells. Science. 327 (5969), 1098-1102 (2010).
  10. Korn, T., Bettelli, E., Oukka, M., Kuchroo, V. K. IL-17 and Th17 cells. Annual Review of Immunology. 27, 485-517 (2009).
  11. Hernandez-Santos, N., Gaffen, S. L. Th17 cells in immunity to Candida albicans. Cell Host & Microbe. 11 (5), 425-435 (2012).
  12. Burstein, V. L., et al. IL-17-mediated immunity controls skin infection and T helper 1 response during experimental Microsporum canis dermatophytosis. Journal of Investivative Dermatology. 138 (8), 1744-1753 (2018).
  13. Sparber, F., et al. The skin commensal yeast Malassezia triggers a type 17 response that coordinates anti-fungal immunity and exacerbates skin inflammation. Cell Host & Microbe. 25 (3), 389-403 (2019).
  14. Igyarto, B. Z., et al. Skin-resident murine dendritic cell subsets promote distinct and opposing antigen-specific T helper cell responses. Immunity. 35 (2), 260-272 (2011).
  15. Santus, W., et al. Skin infections are eliminated by cooperation of the fibrinolytic and innate immune systems. Science Immunology. 2 (15), (2017).
  16. Kashem, S. W., et al. Candida albicans morphology and dendritic cell subsets determine T helper cell differentiation. Immunity. 42 (2), 356-366 (2015).
  17. Chen, H., Zhou, X., Ren, B., Cheng, L. The regulation of hyphae growth in Candida albicans. Virulence. 11 (1), 337-348 (2020).
  18. Santus, W., Mingozzi, F., Vai, M., Granucci, F., Zanoni, I. Deep dermal injection as a model of Candida albicans skin infection for histological analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (136), e57574(2018).
  19. Villablanca, E. J., Mora, J. R. A two-step model for Langerhans cell migration to skin-draining LN. European Journal of Immunology. 38 (11), 2975-2980 (2008).
  20. Persson, E. K., et al. IRF4 transcription-factor-dependent CD103(+)CD11b(+) dendritic cells drive mucosal T helper 17 cell differentiation. Immunity. 38 (5), 958-969 (2013).
  21. Marcoux, D., et al. Deep cutaneous fungal infections in immunocompromised children. Journal of the American Academy of Dermatology. 61 (5), 857-864 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

zakażenie śródskórnebariera skórnakomórki prezentujące antygencytometria przepływowaekspresja genówsubpopulacje komórek dendrytycznych skóry właściwejgrzybiczna infekcja skóry

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.