Artykuł metodologiczny

Badanie zachowań podobnych do migreny przy użyciu awersji do światła u myszy

DOI:

10.3791/62839

⸱

11 sierpnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience and Pharmacology, University of Iowa, 2School of Behavioral and Brain Sciences, University of Texas at Dallas, 3Center for the Prevention and Treatment of Visual Loss, Veterans Administration Health Center, Iowa City, IA, 4Department of Molecular Physiology and Biophysics, University of Iowa, 5Department of Neurology, University of Iowa

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gryzonie nie są w stanie zgłaszać objawów migreny. W tym miejscu opisujemy możliwy do opanowania paradygmat testowy (testy jasne/ciemne i otwartego pola) w celu zmierzenia awersji do światła, jednego z najczęstszych i najbardziej uciążliwych objawów u pacjentów z migrenami.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Migrena to złożone zaburzenie neurologiczne charakteryzujące się bólem głowy i nieprawidłowościami sensorycznymi, takimi jak nadwrażliwość na światło, obserwowana jako światłowstręt. Chociaż niemożliwe jest potwierdzenie, że mysz doświadcza migreny, awersja do światła może być wykorzystana jako behawioralny substytut objawu migreny światłowstrętu. Aby przetestować awersję do światła, wykorzystujemy test światła / ciemności do zmierzenia czasu, jaki myszy swobodnie spędzają w jasnym lub ciemnym środowisku. Test został udoskonalony poprzez wprowadzenie dwóch krytycznych modyfikacji: wstępnej ekspozycji na komorę przed rozpoczęciem procedury testowej oraz regulowanego oświetlenia komory, co pozwala na stosowanie zakresu natężeń światła od 55 luksów do 27 000 luksów. Ponieważ decyzja o spędzaniu większej ilości czasu w ciemności również wskazuje na lęk, wykorzystujemy również test lękowy niezależny od światła, test otwartego pola, aby odróżnić lęk od zachowania awersyjnego wobec światła. W tym miejscu opisujemy zmodyfikowany paradygmat testowy dla testów jasnego/ciemnego i otwartego pola. Zastosowanie tych testów opisano w przypadku dootrzewnowego wstrzyknięcia peptydu związanego z genem kalcytoniny (CGRP) w dwóch szczepach myszy oraz w badaniach optogenetycznej stymulacji mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Migrena jest powszechną chorobą neurologiczną, dotykającą około 17% Amerykanów1 i jest drugą najczęstszą przyczyną niepełnosprawności na świecie2,3. Pacjenci odczuwają ból głowy trwający od 4 do 72 godzin, któremu towarzyszy co najmniej jeden z następujących objawów: nudności i/lub wymioty lub światłowstręt i fonofobia4. Ostatnie postępy w rozwoju przeciwciał peptydu związanego z genem kalcytoniny (CGRP), które są obecnie zatwierdzone przez FDA, rozpoczęły nową erę w leczeniu migreny5,6,7. Przeciwciała te blokują CGRP lub jego receptor i zapobiegają objawom migreny u około 50% pacjentów z migreną7. W ciągu ostatniego roku dwa małocząsteczkowe antagonisty receptora CGRP zostały również zatwierdzone przez FDA do nieudanego leczenia migreny, a dwa kolejne są w przygotowaniu8. Pomimo tego postępu terapeutycznego, mechanizmy, za pomocą których dochodzi do napadów migreny, nadal pozostają nieuchwytne. Na przykład miejsca akcji CGRP nie są znane. Skuteczność przeciwciał terapeutycznych, które nie przekraczają znacząco bariery krew-mózg, sugeruje, że CGRP działa w miejscach obwodowych, takich jak opony mózgowe i/lub zwoje nerwu trójdzielnego. Nie możemy jednak wykluczyć działań ośrodkowych w narządach okołokomorowych, które nie mają bariery krew-mózg9. Przynajmniej w przypadku światłowstrętu uważamy, że jest to mniej prawdopodobne, biorąc pod uwagę nasze wyniki z awersją do światła przy użyciu transgenicznych myszy nestin/hRAMP1, u których hRAMP1 ulega nadekspresji w tkance nerwowej10. Zrozumienie mechanizmów patofizjologii migreny otworzy nowe możliwości rozwoju terapii migreny.

Przedkliniczne modele zwierzęce są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów choroby i rozwoju nowych leków. Jednak ocena migreny u zwierząt jest trudna, ponieważ zwierzęta nie mogą werbalnie zgłaszać swoich odczuć bólu. Biorąc pod uwagę fakt, że 80-90% pacjentów z migreną wykazuje światłowstręt11, awersja do światła jest uważana za wskaźnik migreny w modelach zwierzęcych. Doprowadziło to do konieczności opracowania testu do oceny awersji do światła u myszy.

Test jasny/ciemny zawiera jasną strefę i ciemną strefę. Jest szeroko stosowany do pomiaru lęku u myszy w oparciu o ich spontaniczną eksplorację nowych środowisk, której przeciwdziała ich wrodzona awersja do światła12. Niektóre badania ustalają 1/3 komory jako ciemną strefę, podczas gdy inne ustalają 1/2 komory jako ciemną strefę. Poprzednie ustawienie jest często używane do wykrywania lęku13. Chociaż początkowo wybraliśmy jednakowe komory jasne/ciemne, nie porównaliśmy tych dwóch względnych rozmiarów. Możemy skomentować, że ogólny rozmiar obu komór nie jest głównym czynnikiem, ponieważ początkowa skrzynka testowa14 była znacznie większa niż późniejsza aparatura15, ale wyniki były zasadniczo takie same.

Dwie kluczowe modyfikacje tego testu jasnego/ciemnego do oceny awersji do światła to: warunki testowe i natężenie światła (Rysunek 1). Po pierwsze, myszy są wstępnie wystawione na działanie jasnej/ciemnej komory, aby zmniejszyć popęd eksploracyjny16 (Rysunek 1A). Konieczność i czas wstępnej ekspozycji zależą od szczepów i modeli myszy. Myszy Wildtype C57BL/6J zwykle wymagają dwóch wstępnych ekspozycji10, podczas gdy tylko jedna wstępna ekspozycja dla myszy CD1 jest wystarczająca17. W ten sposób zachowanie awersyjne wobec światła może zostać zdemaskowane w tych dwóch szczepach myszy. Po drugie, oświetlenie komory zostało dostosowane tak, aby obejmowało regulowany zakres natężenia światła od przyciemnionego (55 luksów) do jasnego (27 000 luksów), gdzie 55 luksów jest porównywalne z ciemnym, pochmurnym dniem, a 27 000 luksów jest porównywalne z jasnym słonecznym dniem w cieniu10. Odkryliśmy, że wymagane natężenie światła różni się w zależności od szczepu i modelu genetycznego. Z tego powodu osoby powinny najpierw ocenić minimalne natężenie światła dla swojego eksperymentalnego paradygmatu.

Nawet z tymi modyfikacjami testu, które mogą ujawnić fenotyp awersyjny wobec światła, konieczne jest przetestowanie zachowania podobnego do lęku, aby odróżnić awersję do światła spowodowaną samym światłem od awersji spowodowanej lękiem. Test otwartego pola jest tradycyjnym sposobem pomiaru lęku opartym na spontanicznej eksploracji nowych środowisk. Różni się od testu jasnego/ciemnego tym, że popęd eksploracyjny jest zwalczany przez wrodzoną niechęć do niechronionych otwartych przestrzeni. Zarówno środek, jak i krawędzie komory znajdują się w świetle, więc test otwartego pola jest niezależnym od światła testem lękowym. Tak więc połączenie testów jasnego/ciemnego i otwartego pola pozwala nam odróżnić awersję do światła spowodowaną unikaniem światła od ogólnego wzrostu lęku.

CGRP to wielofunkcyjny neuropeptyd, który reguluje rozszerzenie naczyń krwionośnych, nocycepcję i stan zapalny18. Jest szeroko wyrażany w obwodowym i ośrodkowym układzie nerwowym. Odgrywa ważną rolę w patofizjologii migreny18. Jednak mechanizm leżący u podstaw działania CGRP w migrenie jest niejasny. Wykorzystując testy jasnego/ciemnego i otwartego pola z tym zmodyfikowanym paradygmatem testowym, byliśmy w stanie zidentyfikować zachowania awersyjne wobec światła u myszy po peryferyjnym10,16 (Rysunek 2) i central14,15,16,19 Administracja CGRP. Oprócz neuropeptydów, identyfikacja regionów mózgu zaangażowanych w awersję do światła jest również ważna dla zrozumienia patofizjologii migreny. Jądra tylnego wzgórza są integracyjnym obszarem mózgu do przetwarzania bólu i światła19, a wzgórze jest aktywowane podczas migreny20. W związku z tym celowaliśmy w jądra tylnego wzgórza, wstrzykując wirusa związanego z adenowirusem (AAV) zawierającego rodopsynę kanałową-2 (ChR2) lub eYFP do tego regionu. Łącząc to podejście optogenetyczne z tymi dwoma testami, wykazaliśmy, że stymulacja optyczna neuronów wyrażających ekspresję ChR2 w jądrach tylnego wzgórza wywołała awersję do światła19 (Rysunek 3). W tym eksperymencie, biorąc pod uwagę dramatyczny wpływ na wywołaną awersję do światła u tych optogenetycznie manipulowanych myszy, pominięto wstępną ekspozycję na komorę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Iowa i przeprowadzone zgodnie ze standardami ustalonymi przez National Institutes of Health.

1. Test Jasny/Ciemny

  1. Ustawienie aparatury w jasnej/ciemnej komorze (patrz tabela materiałów). Cały sprzęt w tej sekcji jest dostępny na rynku.
    1. Na półce umieść kabinę wyciszającą (wnętrze: 59,7 x 38 x 35,6 cm w szer. x wys. x gł.) zawierającą wysuwaną szufladę ułatwiającą dostęp do komory oraz ciemny wkład.
    2. Podłącz zasilacz prądu stałego i zasilacz regulowany prądem stałym do szafy tłumiącej dźwięk
      3. .
    3. Umieść przezroczystą, bezszwową komorę polową (27.31 x 27.31 x 20.32 cm dł. x szer. x wys.) na wysuwanej szufladzie kabiny.
    4. Umieść czarną, przezroczystą w podczerwieni (IR) plastikową ciemną wkładkę (28.7 X 15 X 20.6 cm dł. x szer. x wys.) w komorze na otwartym polu. Upewnij się, że komora jest podzielona na dwie strefy o równej wielkości: ciemną strefę i jasną strefę.
    5. Podłącz trzy zestawy 16-wiązkowych matryc IR na osiach X, Y i Z komory otwartego pola do sterownika IR USB za pomocą.
    6. Podłącz kontroler podczerwieni USB do komputera.
    7. Zainstaluj na komputerze oprogramowanie śledzące, które może rejestrować i zbierać informacje o lokalizacji i aktywności myszy.
    8. Aby skonfigurować panel świetlny, najpierw wyjmij panel świetlny z diodą elektroluminescencyjną (LED) (27.70 x 27.70 cm dł. x szer.; 360 diod LED, kolor zrównoważony pod kątem światła dziennego, 5600 K, rozrzut wiązki powodzi 60°) z oryginalnej obudowy.
    9. Zamontuj panel świetlny ze sterownikiem LED, radiatorem i zasilaczem. Wiele paneli świetlnych LED można podłączyć do jednego zasilacza, radiatora i sterownika LED, aby uzyskać równomierne sterowanie panelem świetlnym.
    10. Zbuduj niestandardową platformę akrylową (29,77 x 27,70 x 8,10 cm dł. x szer. x wys.) składającą się z 7 identycznych półek w odstępach co 0,53 cm (Rysunek 1B). Przymocuj na stałe niestandardową akrylową półkę do sufitu wewnątrz kabiny nad komorą.
    11. Włóż panel świetlny LED do szczeliny między dwiema dolnymi półkami. Dostosuj panel świetlny do różnych wysokości (Rysunek 1B,C), jeśli to konieczne (np. jeśli używasz myszy optogenetycznych. Szczegóły omówiono w punkcie 3).
    12. Włącz radiator, sterownik LED i zasilacz. Upewnij się, że sterownik LED może dyktować natężenie światła LED, mierząc natężenie światła na podłodze komory i potwierdź, że podłoga jest oświetlona równomiernie.
  2. Procedura testu behawioralnego
    UWAGA: Myszy są trzymane w 12-godzinnym cyklu świetlnym. Wszystkie eksperymenty behawioralne są wykonywane podczas cyklu świetlnego. Wykorzystuje się myszy, w tym zarówno samce, jak i samice, w wieku 10-20 tygodni. W tym protokole naiwne myszy CD1 i C57BL / 6J typu dzikiego doświadczają dwóch wstępnych ekspozycji na komorę światło/ciemność, po których następuje ekspozycja z leczeniem i ekspozycja po leczeniu. Pomiędzy każdą ekspozycją występuje trzydniowy odstęp, aby umożliwić myszom powrót do zdrowia (dzień 1, 4, 7 i 10, jak opisano poniżej i Rysunek 1A). Jednak myszy CD1 nie wymagają drugiejdrugiej ekspozycji wstępnej i mogą być testowane w słabym świetle.
    1. W dniu 1 (zabieg wstępny 1) włącz aparat do oznaczania światła/ciemności i ustaw natężenie światła na 27 000 luksów.
    2. Otwórz oprogramowanie śledzące i skonfiguruj nowy protokół. W ustawieniu Nowy protokół ustaw Czas trwania na 30 minut. W ustawieniu Nowa analiza ustaw Pojemniki danych według czasu trwania na 300 s.
    3. W ustawieniu Nowa strefa wybierz opcję Wstępnie zdefiniowane strefy. Wybierz 2, a następnie Poziomo. Sprawdź, czy komora jest podzielona poziomo na dwie strefy o równej wielkości w celu nagrywania.
    4. Przyzwyczaj myszy do pokoju testowego na 1 godzinę przed badaniem. Podczas habituacji utrzymuj włączone światło w pomieszczeniu, aby nie zakłócać rytmu dobowego myszy. Upewnij się, że wszystkie urządzenia do testu jasnego/ciemnego są włączone, co pozwala myszom w pełni zaaklimatyzować się w środowisku pomieszczenia testowego.
    5. Wybierz pozycję Pobierz dane. Wprowadź identyfikatory myszy. Uruchom protokół.
    6. Wyciągnij szufladę na zewnątrz kabiny dźwiękochłonnej, aby uzyskać dostęp do jasnej/ciemnej komory i ciemnego wkładu. Delikatnie podnieś mysz za nasadę ogona, umieść ją w strefie światła komory i wsuń szufladę do wnętrza kabiny. Upewnij się, że oprogramowanie natychmiast wykryje mysz i zacznie rejestrować aktywność.
    7. Poczekaj, aż nagrywanie zostanie automatycznie zatrzymane po 30 minutach. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej.
    8. Wyczyść komorę i ciemny wkład za pomocą bakteriobójczych chusteczek jednorazowych o zapachu alkoholu zawierających 55,0% alkoholu izopropylowego, 0,25% alkilo C12-18 dimetylobenzyloamoniu i 0,25% alkilo C12-18 dimetylobenzyloamoniowego chlorku jako przeciwbakteryjne składniki aktywne, aby wyeliminować wszelkie sygnały węchowe pozostawione przez poprzednią mysz.
    9. W dniu 4 (2. zabieg wstępny) powtórzyć kroki od 1.2.1 do 1.2.8.
    10. W dniu 7 (dzień leczenia) powtórzyć kroki 1.2.1 i 1.2.4. Po habituacji należy podać CGRP (0,1 mg/kg, 10 μl/g w przeliczeniu na masę ciała myszy, wstrzyknięcie dootrzewnowe (i.p.)), przechylając głowę myszy do przodu i wstrzykując w prawy dolny kwadrant. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej.
    11. Po 30 minutach uruchom protokół i uruchom mysz w komorze jasnej/ciemnej, jak wspomniano w krokach od 1.2.5 do 1.2.7. Czas rekonwalescencji w klatkach domowych po iniekcjach może być skrócony lub wydłużony w zależności od zabiegu21.
    12. Wyczyść komorę i ciemny wkład zgodnie z opisem w kroku 1.2.8.
    13. W dniu 10 (dzień po podaniu zabiegu) powtórzyć kroki od 1.2.1 do 1.2.8. Eksperyment można wstrzymać na kroku 1.2.13 przed rozpoczęciem testu w otwartym polu.

2. Test w otwartym polu

  1. Konfiguracja aparatury
    1. Konfiguracja komory w polu otwartym: Użyj tej samej kabiny tłumiącej dźwięk i komory pola otwartego, które są używane w teście światła/ciemności, bez użycia ciemnej wkładki.
    2. Konfiguracja jasnego panelu: Użyj tej samej konfiguracji, która jest używana w teście jasnym/ciemnym. Upewnij się, że natężenie światła jest takie samo, jak użyte w teście jasnym/ciemnym.
  2. Procedura testu behawioralnego
    1. Włącz urządzenie. Ustaw natężenie światła na 27 000 luksów.
    2. Otwórz oprogramowanie śledzące.
    3. Skonfiguruj nowy protokół, taki sam, jaki jest używany w teście jasnym/ciemnym, z wyjątkiem ustawień nowej strefy. Wybierz 1, a następnie środek w ustawieniach nowej strefy. Ustaw obwód na 3,97 cm od obwodu, a środek na 19,05 × 19,05 cm.
    4. Przyzwyczaj myszy do pomieszczenia testowego zgodnie z opisem w kroku 1.2.4.
    5. Podawać CGRP (0,1 mg/kg, 10 μl/g w przeliczeniu na masę ciała myszy, i.p.), przechylając głowę myszy do przodu i wstrzykując w prawy dolny ćwiartkę. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej.
    6. Po 30 minutach rozpocznij protokół. Wyciągnij wysuwaną szufladę na zewnątrz kabiny dźwiękochłonnej i delikatnie umieść mysz na środku komory na otwartym polu. Wsuń szufladę do wnętrza kabiny.
    7. Śledź zachowanie przez 30 minut. Następnie wróć myszy do ich domowych klatek.
    8. Wyczyść urządzenie zgodnie z opisem w kroku 1.2.8.

3. Zmodyfikowany test jasny/ciemny dla myszy optogenetycznych

  1. Konfiguracja aparatury
    1. Wprowadź dwie modyfikacje ciemnej wkładki.
      1. Zmodyfikuj otwór ciemnej wkładki na 5,08 x 5,08 cm (szer. x wys.) z małą szczeliną 0,95 x 10,16 cm (szer. x wys.) między górą a otworem ciemnej wkładki (Rysunek 1D w lewym górnym rogu).
        UWAGA: Ta modyfikacja pozwala myszy bez trudu przejść do ciemnej strefy, gdy kaniula światłowodowa na główce myszy jest podłączona do krosowego.
      2. Rozciągnij górną część ciemnej wkładki nad jasnym obszarem jako trójkątny ganek (H=6,5 cm) (Rysunek 1D u góry po prawej i u dołu po lewej). Wytnij okrągły otwór (D=1,7 cm) z werandy i włóż uchwyt do otworu, aby umieścić i ustabilizować złącze obrotowe, które łączy laser i światłowodowe krosowe (Rysunek 1D u góry po lewej i na dole po lewej).
        UWAGA: Modyfikacje powodują niewielką zmianę natężenia światła docierającego do dna strefy ciemnej (17 luksów z modyfikacjami vs 14 luksów bez modyfikacji, mierzone w prawym tylnym rogu strefy ciemnej poniżej 27 000 luksów).
    2. Włóż złącze obrotowe do uchwytu na ciemnej wkładce.
    3. Podłącz patchcord światłowodowy o długości 30,5 cm do złącza obrotowego. Upewnij się, że złącze obrotowe może obracać się płynnie, aby krosowy mógł się obracać bez trudności, gdy mysz przechodzi przez komorę.
    4. W pozostałej części konfiguracji należy użyć tej samej konfiguracji aparatury, która została użyta w sekcji 1 (test jasny/ciemny).
  2. Procedura testu behawioralnego
    UWAGA: W przeciwieństwie do myszy typu dzikiego, myszy optogenetyczne nie otrzymują wstępnej ekspozycji (wstępne leczenie 1 i 2).
    1. W dniu testu włóż panel świetlny LED do drugiego najniższego gniazda (28.23 cm od podłogi pochylenia), aby zapewnić miejsce na podłączenie krosowego. Włącz aparat do oznaczania światła/ciemności i ustaw natężenie światła na 55 luksów.
    2. Użyj tej samej konfiguracji protokołu, co w wersjach 1.2.2 i 1.2.3, z tą różnicą, że opcja Pojemniki danych według czasu trwania jest ustawiona na 60 s w ustawieniu Nowa analiza, aby była zgodna z protokołem stymulacji laserowej w kroku 3.2.3.
    3. Włącz przycisk zasilania lasera. Ustaw regulator impulsów laserowych na stymulację przez 1 minutę, a następnie 1 minutę bez stymulacji przez 30 minut.
    4. Przyzwyczaj myszy do pomieszczenia testowego z włączonym światłem na 1 godzinę przed badaniem.
    5. Uruchom protokół. Wyciągnij wysuwaną szufladę na zewnątrz kabiny wyciszającej, aby uzyskać dostęp do komory jasnej/ciemnej i ciemnego wkładu.
    6. Delikatnie przytrzymaj mysz i połącz kaniulę światłowodową na głowie myszy z światłowodowym za pomocą pasującej tulei (Rysunek 1D w prawym dolnym rogu). Delikatnie umieść mysz w strefie światła i wsuń szufladę do wnętrza kabiny. Upewnij się, że protokół zacznie automatycznie rejestrować zachowanie myszy.
    7. Po 1 minucie włącz kontroler impulsów, a następnie przekręć kluczyk awaryjny do pozycji ON. Upewnij się, że stymulacja laserowa docelowego obszaru mózgu odbywa się co drugą minutę.
    8. Po 30 minutach, gdy protokół zatrzyma się automatycznie, przekręć kluczyk awaryjny do pozycji OFF. Następnie wyłącz kontroler impulsów.
    9. Odłącz mysz i światłowodowy. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej.
    10. Wyczyść komorę i ciemny wkład zgodnie z opisem w kroku 1.2.8.

4. Zmodyfikowany test otwartego pola dla myszy optogenetycznych

  1. Konfiguracja aparatury
    1. Ustabilizuj złącze obrotowe nad komorą za pomocą stojaka i zacisku (Rysunek 1E).
    2. Podłącz patchcord światłowodowy o długości 50 cm do złącza obrotowego. Sprawdź, czy przegub obrotowy może się płynnie obracać.
    3. Ustaw przegub obrotowy na odpowiedniej wysokości na stojaku: upewnij się, że patchcord światłowodowy może dotrzeć tylko do każdego zakątka komory, co pomoże uniknąć zakłóceń w ruchu myszy.
    4. W pozostałej części konfiguracji należy użyć tej samej konfiguracji aparatury, która została użyta w sekcji 1 (test jasny/ciemny), ale bez ciemnej wkładki.
  2. Procedura testu behawioralnego
    1. Włącz aparat do oznaczania światła/ciemności i ustaw natężenie światła na 55 luksów.
    2. Użyj tej samej konfiguracji protokołu, co w zmodyfikowanym teście jasnym/ciemnym (sekcja 3), z wyjątkiem ustawień nowej strefy. Wybierz 1 podążający za środkiem w ustawieniach nowej strefy. Ustaw obwód na 3,97 cm od obwodu, a środek na 19,05 × 19,05 cm.
    3. Włącz przycisk zasilania lasera. Ustaw regulator impulsów laserowych na stymulację przez 1 minutę, a następnie 1 minutę bez stymulacji przez 30 minut.
    4. Wykonaj habituację i pozostałą część testu zgodnie z opisem w krokach 3.2.4 do 3.2.10, z wyjątkiem dwóch zmian w kroku 3.2.6: delikatnie umieść mysz na środku komory zamiast w strefie światła; trzymaj wysuwaną szufladę na zewnątrz kabiny ze względu na krosowy łączący się z głową myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten paradygmat testów behawioralnych jest przeznaczony do testowania zachowań awersyjnych wobec światła. Można go przeprowadzić zarówno przy użyciu naiwnych myszy typu dzikiego, jak i myszy optogenetycznych w celu zbadania awersji do światła w czasie rzeczywistym podczas stymulacji docelowej populacji neuronów.

Ta procedura została wykorzystana do zbadania wpływu obwodowego leczenia CGRP u myszy CD1 i C57BL/6J10,16 i optycznej stymulac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test światła/ciemności jest szeroko stosowany do oceny zachowań podobnych do lęku12. Test opiera się na wrodzonej awersji myszy do światła i ich popędzie do eksploracji po umieszczeniu w nowym środowisku (strefie światła). Jednak, jak informujemy tutaj, test ten może być również używany do oceny zachowań awersyjnych wobec światła.

Bardzo ważne jest, aby wziąć pod uwagę liczbę i konieczność wstępnej ekspozycji przed badaniem. To zależy od odmiany lub modelu myszy. Na prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zgłaszania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez granty z NIH NS R01 NS075599 i RF1 NS113839. Treść nie reprezentuje poglądów VA ani rządu Stanów Zjednoczonych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Monitor aktywnościMed Assoc. IncOprogramowanie śledzące zachowanie myszy
Dostosowana akrylowa półkaDo regulacji wysokości panelu LED
Wkładka do ciemnego pudełkaMed Assoc. IncENV-511
Zasilacz DCMed Assoc. IncSG-500T
Zasilacz regulowany prądem stałymMed Assoc. IncSG-506
Kaniula światłowodowaDoricMFC_200/ 240-0.22_4.5mm_ZF1.25_FLT
Bakteriobójcze chusteczki jednorazoweSani-ClothSKU # Q55172
RadiatorWakefield490-6KPodłączanie do panelu LED
zasilający kontrolera IRMed Assoc. IncSG-520USB-1
IR Kontroler USBMed Assoc. IncENV-520USB
Tuleja współpracującaDoricSLEEVE_ZR_1.25
Zmodyfikowany panel świetlny LEDGenaray SpectroSP-E-360DKolor zrównoważony światłem dziennym (5600K)
ZasilaczMEAN WELL USASP-320-12Podłączanie do panelu LED
Bezszwowa studzienka otwartego polaMed Assoc. IncENV-510S Kabina
wyciszającaMed Assoc. IncENV-022MD-027
Stojak i zacisk
Trzy 16-wiązkowe matryce IRMed Assoc. IncENV-256

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Loder, S., Sheikh, H. U., Loder, E. The prevalence, burden, and treatment of severe, frequent, and migraine headaches in US minority populations: statistics from National Survey studies. Headache. 55 (2), 214-228 (2015).
  2. Collaborators, G. B. D. H. Global, regional, and national burden of migraine and tension-type headache, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet Neurology. 17 (11), 954-976 (2018).
  3. GBD 2017 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
  4. international headache society. Headache classification committee of the international headache society (IHS). The international classification of headache disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1(2018).
  5. Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K., Krause, D. N. CGRP as the target of new migraine therapies - successful translation from bench to clinic. Nature Reviews Neurology. 14 (6), 338-350 (2018).
  6. Rapoport, A. M., McAllister, P. The headache pipeline: Excitement and uncertainty. Headache. 60 (1), 190-199 (2020).
  7. Maasumi, K., Michael, R. L., Rapoport, A. M. CGRP and Migraine: The role of blocking calcitonin gene-related peptide ligand and receptor in the management of Migraine. Drugs. 78 (9), 913-928 (2018).
  8. Caronna, E., Starling, A. J. Update on calcitonin gene-related peptide antagonism in the treatment of migraine. Neurologic Clinics. 39 (1), 1-19 (2021).
  9. Eftekhari, S., Edvinsson, L. Possible sites of action of the new calcitonin gene-related peptide receptor antagonists. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 3 (6), 369-378 (2010).
  10. Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central cgrp mechanisms. Journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
  11. Russell, M. B., Rasmussen, B. K., Fenger, K., Olesen, J. Migraine without aura and migraine with aura are distinct clinical entities: A study of four hundred and eighty-four male and female migraineurs from the general population. Cephalalgia. 16 (4), 239-245 (1996).
  12. Crawley, J. N. Exploratory behavior models of anxiety in mice. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 9 (1), 37-44 (1985).
  13. Crawley, J., Goodwin, F. K. Preliminary report of a simple animal behavior model for the anxiolytic effects of benzodiazepines. Pharmacology, Biochemistry and Behavior. 13 (2), 167-170 (1980).
  14. Recober, A., et al. Role of calcitonin gene-related peptide in light-aversive behavior: implications for migraine. Journal of Neuroscience. 29 (27), 8798-8804 (2009).
  15. Recober, A., Kaiser, E. A., Kuburas, A., Russo, A. F. Induction of multiple photophobic behaviors in a transgenic mouse sensitized to CGRP. Neuropharmacology. 58 (1), 156-165 (2010).
  16. Kaiser, E. A., Kuburas, A., Recober, A., Russo, A. F. Modulation of CGRP-induced light aversion in wild-type mice by a 5-HT(1B/D) agonist. Journal of Neuroscience. 32 (44), 15439-15449 (2012).
  17. Kuburas, A., et al. PACAP induces light aversion in mice by an inheritable mechanism independent of CGRP. Journal of Neuroscience. , (2021).
  18. Russo, A. F. Calcitonin gene-related peptide (CGRP): a new target for migraine. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 533-552 (2015).
  19. Sowers, L. P., et al. Stimulation of Posterior Thalamic Nuclei Induces Photophobic Behavior in Mice. Headache. 60 (9), 1961-1981 (2020).
  20. Afridi, S. K., et al. A positron emission tomographic study in spontaneous migraine. Archives of Neurology. 62 (8), 1270-1275 (2005).
  21. Mason, B. N., et al. Vascular actions of peripheral CGRP in migraine-like photophobia in mice. Cephalalgia. 40 (14), 1585-1604 (2020).
  22. Guo, S., Vollesen, A. L. H., Olesen, J., Ashina, M. Premonitory and nonheadache symptoms induced by CGRP and PACAP38 in patients with migraine. Pain. 157 (12), 2773-2781 (2016).
  23. Christensen, C. E., et al. Migraine induction with calcitonin gene-related peptide in patients from erenumab trials. Journal of Headache and Pain. 19 (1), 105(2018).
  24. Younis, S., et al. Investigation of distinct molecular pathways in migraine induction using calcitonin gene-related peptide and sildenafil. Cephalalgia. 39 (14), 1776-1788 (2019).
  25. Asghar, M. S., et al. Evidence for a vascular factor in migraine. Annals of Neurology. 69 (4), 635-645 (2011).
  26. Ueno, H., et al. Effects of repetitive gentle handling of male C57BL/6NCrl mice on comparative behavioural test results. Scientific Reports. 10 (1), 3509(2020).
  27. Campos, A. C., Fogaca, M. V., Aguiar, D. C., Guimaraes, F. S. Animal models of anxiety disorders and stress. Revista Brasileira De Psiquiatria. 35, 101-111 (2013).
  28. Kuburas, A., Thompson, S., Artemyev, N. O., Kardon, R. H., Russo, A. F. Photophobia and abnormally sustained pupil responses in a mouse model of bradyopsia. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (10), 6878-6885 (2014).
  29. Goadsby, P. J., Edvinsson, L., Ekman, R. Vasoactive peptide release in the extracerebral circulation of humans during migraine headache. Annals of Neurology. 28 (2), 183-187 (1990).
  30. Lassen, L. H., et al. CGRP may play a causative role in migraine. Cephalalgia. 22 (1), 54-61 (2002).
  31. Cernuda-Morollon, E., et al. Interictal increase of CGRP levels in peripheral blood as a biomarker for chronic migraine. Neurology. 81 (14), 1191-1196 (2013).
  32. Chanda, M. L., et al. Behavioral evidence for photophobia and stress-related ipsilateral head pain in transgenic Cacna1a mutant mice. Pain. 154 (8), 1254-1262 (2013).
  33. Mahmoudi, J., et al. Cerebrolysin attenuates hyperalgesia, photophobia, and neuroinflammation in a nitroglycerin-induced migraine model in rats. Brain Research Bulletin. 140, 197-204 (2018).
  34. Farajdokht, F., Babri, S., Karimi, P., Mohaddes, G. Ghrelin attenuates hyperalgesia and light aversion-induced by nitroglycerin in male rats. Neuroscience Letters. 630, 30-37 (2016).
  35. Jacob, W., et al. Endocannabinoids render exploratory behaviour largely independent of the test aversiveness: Role of glutamatergic transmission. Genes, Brain, and Behavior. 8 (7), 685-698 (2009).
  36. Thiels, E., Hoffman, E. K., Gorin, M. B. A reliable behavioral assay for the assessment of sustained photophobia in mice. Current Eye Research. 33 (5), 483-491 (2008).
  37. Ramachandran, R., et al. Role of Toll-like receptor 4 signaling in mast cell-mediated migraine pain pathway. Molecular Pain. 15, 1744806919867842(2019).
  38. Marek, V., et al. Implication of Melanopsin and Trigeminal Neural Pathways in Blue Light Photosensitivity in vivo. Frontiers in Neuroscience. 13, 497(2019).
  39. Christensen, S. L. T., Petersen, S., Sorensen, D. B., Olesena, J., Jansen-Olesen, I. Infusion of low dose glyceryl trinitrate has no consistent effect on burrowing behavior, running wheel activity and light sensitivity in female rats. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 80, 43-50 (2016).
  40. De Vera Mudry, M. C., Kronenberg, S., Komatsu, S., Aguirre, G. D. Blinded by the light: retinal phototoxicity in the context of safety studies. Toxicologic Pathology. 41 (6), 813-825 (2013).
  41. White, D. A., Fritz, J. J., Hauswirth, W. W., Kaushal, S., Lewin, A. S. Increased sensitivity to light-induced damage in a mouse model of autosomal dominant retinal disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (5), 1942-1951 (2007).
  42. Song, D., et al. Retinal pre-conditioning by CD59a knockout protects against light-induced photoreceptor degeneration. PloS One. 11 (11), 0166348(2016).
  43. Matynia, A., et al. Light aversion and corneal mechanical sensitivity are altered by intrinscally photosensitive retinal ganglion cells in a mouse model of corneal surface damage. Experimental Eye Research. 137, 57-62 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Light AversionMigraine Mouse ModelPhotophobia BehaviorLight Dark AssayOpen Field AssayCGRP InjectionOptogenetic StimulationPosterior Thalamic NucleiAnxiety AssessmentChannelrhodopsin 2 Mice

Powiązane artykuły