Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62929

⸱

17 sierpnia 2021

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of Virginia, 2UVA Brain Institute, University of Virginia

W tym artykule

Podsumowanie

Ten raport opisuje metody generowania modelu padaczki skroniowej na podstawie elektrycznego rozpalenia transgenicznych myszy VGAT-Cre. Rozpalone myszy VGAT-Cre mogą być przydatne w określaniu, co powoduje padaczkę i w badaniach przesiewowych nowych terapii.

Streszczenie

Odkryto, że elektryczne rozpałkowanie myszy VGAT-Cre doprowadziło do spontanicznych napadów motorycznych i elektrograficznych. Niedawny artykuł koncentrował się na tym, w jaki sposób unikalne myszy VGAT-Cre były wykorzystywane do rozwoju spontanicznych nawracających napadów padaczkowych (SRS) po rozpaleniu i prawdopodobnym mechanizmie - wstawieniu Cre do genu VGAT - zakłócił jego ekspresję i zmniejszył ton GABA-ergyczny. Niniejsze badanie rozszerza te obserwacje na większą kohortę myszy, koncentrując się na kluczowych kwestiach, takich jak czas trwania SRS po rozpaleniu oraz wpływ płci i wieku zwierzęcia. W niniejszym raporcie opisano protokoły następujących kluczowych kroków: wykonanie zestawów słuchawkowych z elektrodami głębokości hipokampa do stymulacji elektrycznej i do odczytu elektroencefalogramu; operacja polegająca na bezpiecznym przymocowaniu zestawu słuchawkowego do czaszki myszy, aby nie spadł; oraz kluczowe szczegóły protokołu elektrycznego rozpalania, takie jak czas trwania impulsu, częstotliwość pociągu, czas trwania pociągu i ilość wstrzykiwanego prądu. Protokół rozpalania jest solidny, ponieważ niezawodnie prowadzi do epilepsji u większości myszy VGAT-Cre, zapewniając nowy model do testowania nowych leków przeciwpadaczkowych.

Wprowadzenie

Epilepsja to poważne zaburzenie neurologiczne o znacznych obciążeniach ekonomicznych i ludzkich. NINDS szacuje, że 3 miliony Amerykanów cierpi na epilepsję. Około 0,6 miliona z tych pacjentów cierpi na padaczkę skroniową (TLE)1. Niestety, leczenie TLE kończy się niepowodzeniem u jednej trzeciej pacjentów z powodu nieskuteczności, rozwoju oporności na leki lub nietolerancji działań niepożądanych2. Nie ulega wątpliwości, że istnieje znacząca potrzeba opracowania nowych terapii dla TLE, a wniosek ten podzielają Komitet Nauk Podstawowych Amerykańskiego Towarzystwa Padaczkowego, Grupa Robocza Międzynarodowej Ligi Przeciwko Padaczce ds. Przedklinicznego Odkrywania Leków na Padaczkę oraz Krajowa Rada Doradcza ds. Zaburzeń Neurologicznych i Udaru Mózgu3,4.

Obecne modele zwierzęce padaczki płata skroniowego używają albo chemokonulsantów (np. kainian, pilokarpina), albo przedłużonej stymulacji elektrycznej w celu wywołania długotrwałego stanu padaczkowego5,6,7. Wiele zwierząt umiera podczas zabiegu (10%-30% u szczurów, do 90% u myszy8). Zwierzęta, które przeżyły i rozwinęła się padaczka, wykazują rozległą śmierć neuronów w całym mózgu9,10. Ta śmierć uruchamia kaskadę reakcji, zaczynając od aktywacji mikrogleju, astrocytów i naciekających monocytów. Reakcje neuronalne obejmują reorganizację obwodów (np. kiełkowanie włókien omszałych), narodziny nowych neuronów, które nie integrują się prawidłowo z obwodami (np. ektopowe komórki ziarniste) oraz wewnętrzne zmiany, które prowadzą do nadpobudliwości (np. regulacja w górę kanałów Na +). Model padaczki bez istotnej śmierci neuronów ułatwi poszukiwanie nowych leków przeciwpadaczkowych.

Podczas testowania hipotezy GABA dotyczącej epilepsji, odkryto, że leczenie myszy VGAT-Cre łagodnym protokołem elektrycznego rozpalania doprowadziło do spontanicznych napadów motorycznych i elektrograficznych11. Ogólnie rzecz biorąc, elektryczne rozpalanie gryzoni nie prowadzi do spontanicznych napadów, które definiują epilepsję, chociaż może w przypadku nadmiernego rozpalania11. Myszy VGAT-Cre wyrażają rekombinazę Cre pod kontrolą genu pęcherzykowego transportera GABA (VGAT), który ulega ekspresji w neuronach hamujących GABA-ergiczne. Stwierdzono, że insercja Cre zaburzała ekspresję VGAT na poziomie mRNA i białka, upośledzając w ten sposób przekaźnictwo synaptyczne GABA-ergiczne w hipokampie. Stwierdzono, że rozpalone myszy VGAT-Cre mogą być przydatne do badania mechanizmów związanych z epileptogenezą i do badań przesiewowych nowych metod terapeutycznych11. Niniejszy raport zawiera szczegółowe informacje na temat metod wykorzystywanych do generowania modelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wykorzystanie zwierząt przebiegało zgodnie z wytycznymi ARRIVE12 i zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Wirginijskiego.

1. Wykonywanie zestawów słuchawkowych z dwiema elektrodami bipolarnymi (Rysunek 1)

Układ do elektroprzędzenia, różne konstrukcje igieł, proces wytwarzania włókien, schemat eksperymentu.
Rycina 1: Kluczowe etapy produkcji zestawu słuchawkowego EEG. (A) Wygląd elektrod na różnych etapach protokołu (numery po lewej odpowiadają poszczególnym krokom). (B) Zdjęcie gotowego produktu zamontowanego w wykonanym samodzielnie uchwycie pasującym do ramy stereotaktycznej. Należy zauważyć, że uchwyt kończy się zespołem kołnierza z pinem, który pasuje do podstawy zestawu słuchawkowego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Odetnij 3,5 cm stalowego drutu powlekanego politetrafluoroetylenem.
  2. Zdejmij około 1 mm izolacji z obu końców drutu. Nie usuwaj zbyt dużego fragmentu izolacji.
  3. Umieść dwa piny w uchwycie imadłowym tak, aby dolna część pinu z dłuższym nacięciem była skierowana w dół.
  4. Nałóż topnik na odsłonięte końce drutu oraz na górne części pinów.
  5. ZCynuj odsłoniętą część drutu, używając minimalnej ilości lutu potrzebnej do pokrycia powierzchni.
  6. Nałóż minimalną ilość lutu na górną część pinu, uważając, aby nie wypłynął on po bokach.
  7. Gdy lut jest w stanie stopionym, wprowadź jeden z odsłoniętych końców drutu do pinu tak głęboko, jak to możliwe.
    UWAGA: W pinie znajduje się boczny otwór, przez który drut może wypaść – nie dopuść do tego. Cała odsłonięta część drutu musi pozostać wewnątrz pinu.
  8. Powtórz kroki 1.6–1.7 dla drugiego pinu, wykorzystując drugi odsłonięty koniec drutu.
  9. Pozostaw piny na 30 s w celu zastygnięcia, wyjmij je z uchwytu imadłowego, a następnie pociągnij za nie, aby upewnić się, że połączenie między drutem a pinami jest mocne i stabilne.
  10. Opłucz piny w zimnej wodzie, a następnie osusz.
  11. Zweryfikuj przewodność między pinem 1 a pinem 2 za pomocą omomierza.
  12. Zbliż piny na końcach drutu; trzymaj je równolegle i blisko siebie. Zaciśnij kleszczyki hemostatyczne na środku drutu. Następnie obracaj kleszczyki, tak aby drut skręcił się ciasno wokół własnej osi. Usuń kleszczyki.
  13. Zaciśnij pęsetę na skręconym drucie 2 mm poniżej pinów i zegnij drut pod kątem 90˚.
  14. Zegnij ten sam drut ponownie o 90˚ w stronę przeciwną nad pęsetą, tworząc drugie zgięcie w odległości 1 mm od pierwszego.
  15. Odetnij skręcony drut pod kątem 45° poniżej zgięcia na wysokości 3,5 mm, używając małych, ostrych nożyczek.
  16. Przygotuj dwie takie elektrody bipolarne (skręcone z dwoma pinami) dla każdego zestawu słuchawkowego (opcjonalnie, druga służy jako zapasowa w przypadku problemów elektrycznych z pierwszą).
  17. Przygotuj jedną pojedynczą elektrodę referencyjną, przecinając na pół drut z przylutowanymi pinami na obu końcach (kroki 1.1–1.17, Rysunek 1A).
  18. Odetnij drut na długości 7 mm.
  19. Zegnij koniec 1 mm poniżej końcówki.
  20. Następnie przytrzymaj pęsetą zegniętą końcówkę drutu o długości 1 mm i mocno owiń drut wokół pęsety, aby utworzyć małą pętlę (o średnicy 1 mm).
  21. Zegnij pętlę prostopadle do prostej części drutu, tak aby końcówka drutu ponownie była skierowana na zewnątrz.
  22. Zamontuj dwie elektrody bipolarne i pojedynczą elektrodę referencyjną w sześciopinowym postumencie w taki sposób, aby elektrody bipolarne znajdowały się obok siebie w odległości 6 mm, a elektroda referencyjna była umieszczona w środkowym zewnętrznym otworze (Rysunek 1B).
    UWAGA: Metodą alternatywną jest implantacja elektrod, ich cementacja w miejscu docelowym, a następnie włożenie ich pinów do postumentu.

2. Stereotaktyczna implantacja elektrod

  1. Przed operacją należy wysterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne oraz zespół elektrod sześciopinowych w autoklawie. Podczas operacji należy zachować sterylne pole operacyjne i używać sterylnych rękawiczek chirurgicznych. Zaleca się stosowanie sterylnych obłożeń (np. Press n’ Seal) do przykrycia zwierzęcia z wyłączeniem obszaru operacyjnego.
  2. Do zabiegów chirurgicznych należy wykorzystać 8-tygodniowe myszy VGAT-Cre (dobrane pod względem wieku, obu płci), 4 tygodnie po odsadzeniu. Przed operacją należy zapisać masę ciała zwierzęcia, aby umożliwić pomiar utraty masy ciała po zabiegu.
  3. Należy użyć certyfikowanego parownika izofluranu lub niskoprzepływowego systemu anestezjologicznego wyposażonego w precyzyjną pompę strzykawkową, zintegrowany cyfrowy parownik oraz podkładkę grzewczą z systemem sprzężenia zwrotnego.
    UWAGA: Systemy niskoprzepływowe umożliwiają podawanie znieczulenia z niskim natężeniem przepływu, proporcjonalnym do wielkości zwierzęcia, do komory indukcyjnej lub poprzez lejek nosowy zamocowany na ramie stereotaktycznej (70 ml/min, stężenie izofluranu w powietrzu wynosi 4% podczas indukcji i 2% podczas operacji). Zastosowanie mniejszej ilości środka znieczulającego jest korzystne nie tylko dla zwierzęcia podczas zabiegów operacyjnych, ale także zmniejsza ryzyko narażenia personelu laboratoryjnego na działanie izofluranu.
  4. Umieść znieczulone zwierzę na podgrzewanej podkładce rozgrzanej do 37 °C aby utrzymać ciepłotę ciała zwierzęcia podczas operacji. W przypadku zastosowania systemu regulacji temperatury z pętlą sprzężenia zwrotnego, lekko nasmarowaną sondę temperaturową należy wprowadzić do odbytnicy zwierzęcia w celu monitorowania temperatury w trakcie zabiegu.
  5. Zamocuj zwierzę w ramie stereotaktycznej, delikatnie wprowadzając pręty uszne do uszu, a przednie górne zęby do uchwytu siekaczy. Nałóż stożek na nos w celu zapewnienia prawidłowego podawania anestetyku. Upewnij się, że głowa jest wypoziomowana, wycentrowana i nie przesuwa się podczas lekkiego sprawdzania stabilności.
  6. Wstrzyknąć podskórnie 0,5 ml roztworu normosol w celu nawodnienia.
  7. Należy zastosować środek nawilżający do oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
  8. Głębokość znieczulenia monitorowano, sprawdzając brak odruchu wycofania po uciśnięciu palca kończyny tylnej, a następnie w trakcie operacji obniżono stężenie izofluranu do 1,5%–2,0%.
  9. Usuń owłosienie w obrębie i wokół pola operacyjnego poprzez wyrywanie, użycie strzyżarki (golenie) lub kremu do depilacji, a następnie zdezynfekuj skórę, stosując trzy cykle naprzemiennego nakładania jodyny i etanolu, kończąc jodyną. Usuwanie owłosienia poza bezpośrednie miejsce operacji jest zalecane tylko wtedy, gdy istnieją możliwości utrzymania znieczulenia w tej lokalizacji. W razie potrzeby użyj nasączonych alkoholem patyczków bawełnianych, aby usunąć owłosienie z obszaru bezpośrednio otaczającego głowę. Podaj podskórnie 0,05 ml miejscowego środka przeciwbólowego – bupiwakainy (0,25%).
  10. Wykonaj nacięcie czaszki za pomocą skalpela, a następnie wytnij fragment skóry ostrymi nożyczkami chirurgicznymi, odsłaniając kości czaszki. Odsuwając skórę, za pomocą patyczka higienicznego oczyść czaszkę ze wszystkich mięśni i tkanek podskórnych zasłaniających widok.
    UWAGA: Aby zatrzymać przypadkowe krwawienie, należy uciskać miejsce krwawienia sterylnym patyczkiem bawełnianym aż do momentu ustania krwawienia.
  11. Oczyścić czaszkę nadtlenkiem wodoru za pomocą sterylnych patyczków bawełnianych, aby uczynić widocznymi szwy czaszkowe oraz punkty bregma i lambda.
  12. Dokładnie osusz czaszkę, a następnie za pomocą aplikatora nanieś jedną kroplę samotrawiącego adhesywu stomatologicznego. Wetrzeć go w czaszkę, odczekać 60 s i utwardzić za pomocą stomatologicznej lampy UV przez 40 s. Powierzchnia o połysku świadczy o tym, że adhesyw został skutecznie usieciowany z czaszką.
    UWAGA: Ten etap jest kluczowy dla zapewnienia stabilnego przymocowania zestawu nagłownego.
  13. Używając wiertła o średnicy 0,031" (0,79 mm), należy wywiercić po obu stronach dwa otwory trepanacyjne do implantacji głębokich elektrod hipokampalnych (prędkość obrotowa ok. 5000 obr./min). Należy wywiercić jeden dodatkowy otwór trepanacyjny dla elektrody referencyjnej nad móżdżkiem, za punkt lambda.
    UWAGA: Podczas wiercenia należy powoli opuszczać wiertło i unikać przedostania się do tkanki mózgowej.
  14. Współrzędne elektrod są następujące (od punktu bregma w mm): elektrody hipokampa: 3 mm tylnie, 3 mm bocznie i 3 mm głębokości; elektroda referencyjna w móżdżku: 6 mm tylnie, 0 mm bocznie i 0 mm głębokości (podtwardówkowo).
  15. Aby zwiększyć dokładność, należy użyć wiertarki zamontowanej w aparacie stereotaksycznym i wyzerować osie X/Y manipulatora stereotaksycznego w punkcie styku z bregmą – stanowi ona punkt odniesienia dla współrzędnych.
  16. Złóż zestaw słuchawkowy, wkładając wszystkie elektrody do sześciopinowego gniazda, upewniając się, że piny zostały całkowicie w nich osadzone. Zamontuj gniazdo w uchwycie elektrod na ramie stereotaktycznej (Rycina 1B).
  17. Ustaw elektrody nad odpowiadającymi im otworami trepanacyjnymi. Implantuj stereotaktycznie skręcone dwubiegunowe elektrody z drutu ze stali nierdzewnej w prawym i lewym hipokampie oraz elektrodę referencyjną w móżdżku, powoli opuszczając zestaw nagłówkowy i prowadząc elektrody do otworów trepanacyjnych.
  18. Gdy elektroda skręcana do hipokampa znajduje się bezpośrednio nad otworem, wyzeruj oś Z i powoli opuść ją do poziomu -3,0 mm.
  19. Przykryć powierzchnię czaszki i elektrody cementem stomatologicznym, wypełniając przestrzeń między powierzchnią czaszki a podstawą pedestalu. Brzegi skóry powinny przylegać do cementu stomatologicznego w taki sposób, aby żadna tkanka podskórna nie pozostała odsłonięta. Odczekać do wyschnięcia i utwardzenia cementu. Następnie odłączyć uchwyt elektrod od ramienia stereotaktycznego i zdjąć uchwyt z pedestalu.
  20. Wstrzyknąć 0,1 ml ketoprofenu (1 mg/ml, s.c.) w celu zapewnienia analizji oraz drugą dawkę 0,5 ml normosolu (s.c.) w celu nawodnienia, a następnie wyjąć zwierzę z uchwytu stereotaktycznego.
  21. Umieść izotermiczną podkładkę wstępnie podgrzaną do 37 °C wewnątrz pustej klatki w wiwariacie, przykrytej ręcznikiem papierowym. Gdy zwierzę całkowicie się obudzi, należy umieścić je w czystej klatce z podścieliskiem i miękkim pokarmem, a następnie przenieść z powrotem do wiariatu. Od tego momentu zwierzęta są utrzymywane pojedynczo, aby zapobiec przegryzaniu zestawów słuchawkowych. Nie stosuje się klatek z drucianymi prętami, aby uniknąć zaklinowania zestawów słuchawkowych; zamiast tego butelki z wodą są przywiązane do dolnej części wieka klatki, a karma znajduje się w podścielisku.
  22. Przez 7Would hours po operacji podawać zwierzęciu miękki pokarm oraz monitorować utratę masy ciała i ocenę kondycji ciała (BCS). W przypadku odwodnienia zwierząt (utrata masy ciała, zwiększony turgor skóry, zapadnięte oczy) można podać podskórnie 0,5 ml roztworu Normosol. Ketoprofen można podawać podskórnie raz dziennie przez kolejne 2 dni po operacji (należy stosować schemat analgezji zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC). Pozostawić zwierzęta w klatkach do pełnego powrotu do zdrowia na okres od 4 do 7 dni przed przeniesieniem do systemu rejestracji EEG.

3. Protokół elektrycznego wywoływania napadów (kindling)

  1. Podłącz myszy do systemu rejestracji EEG za pomocą elastycznego kabla pasującego do gniazd na głowie myszy i komutatora (patrz Tabela materiałów listy). Pozostaw zwierzęta na jedną dobę w celu aklimatyzacji przed przystąpieniem do poniższego protokołu stymulacji elektrycznej. Codziennie monitoruj ich ogólny stan zdrowia oraz proces aklimatyzacji; usuń zwierzęta z systemu w przypadku wystąpienia objawów choroby, stresu i/lub ciągłego spadku masy ciała przekraczającego 25%
  2. Podłącz oba przewody z elektrody stymulującej do wyjścia stymulatora prądu stałego.
    UWAGA: Bardzo pomocne jest zastosowanie płytki drukowanej, która umożliwia przełączanie tych elektrod z rejestratora EEG na stymulator.
  3. Ustaw stymulator tak, aby emitował impulsy o czasie trwania 1 ms z częstotliwością 50 Hz przez 2 s.
  4. Ustaw wyjście stymulatora na 20 mikroamperów (µA) i dostarczyć 1Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia. tętno
  5. Monitoruj EEG pod kątem charakterystycznego wyładowania następczego w postaci wysokonapięciowych iglic, które utrzymują się po ustąpieniu impulsu stymulacji elektrycznej.
  6. Jeśli nie zaobserwowano wyładowania, należy zwiększyć wartość wstrzykiwanego prądu w 20 µA przyrosty aż do wywołania wyładowania wtórnego. Ilość wymaganego prądu stanowi Próg Wyładowania Wtórnego (ADT).
  7. Typowe ADT mają wielkość 20-50 µAJeśli nie zaobserwowano wyładowań nawet po zwiększeniu do 200 µAnastępnie wymagana jest diagnostyka połączeń elektrycznych i okablowania zestawu słuchawkowego za pomocą omomierza o wysokiej czułości. Jeśli problem dotyczy elektrody stymulującej, należy spróbować przeprowadzić stymulację za pomocą pozostałych elektrod głębinowych.
  8. Zwierzęta poddawane są procesowi kindle’owania poprzez stymulację 2 lub 6 razy dziennie prądem o natężeniu stanowiącym 1,5-krotność wartości ADT dla danej myszy.
  9. Monitoruj odpowiedź behawioralną na stymulację, która narasta od zmiany stanu do obustronnych napadów toniczno-klonicznych z upadkiem. Ocenę przeprowadź z wykorzystaniem zmodyfikowanej skali Racine'a.11Aby uniknąć wywołania śmiertelnych napadów tonicznych, należy przerwać proces kindlingu, jeśli kolejne bodźce prowadzą do wzrostu nasilenia i czasu trwania napadów, aż do osiągnięcia 6 stopnia w zmodyfikowanej skali Racine'a (bieganie i skakanie).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zwierzęta
Model został pierwotnie opracowany z wykorzystaniem myszy VGAT-Cre (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 na zmieszanym tle genetycznym. Zastosowano go jednak również u szczepu VGAT-Cre, który jest kongeniczny z C57BL/6J. Nie zaobserwowano różnic w rozwoju epilepsji pomiędzy tymi szczepami. Oba szczepy wykazują ekspresję rekombinazy Cre pod kontrolą promotora pęcherzykowego transportera GABA. Myszy te zostały wygenerowane poprzez wprowadzenie kasety IRES-Cre (knock-in)...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Raport ten opisuje protokół, w którym elektryczne rozpalanie myszy prowadzi do epilepsji. Ponieważ elektroda stymulująca jest umieszczona w hipokampie, jest to ogniskowa padaczka limbiczna, która modeluje padaczkę skroniową (TLE) u pacjentów. Krytycznym krokiem w tym protokole jest użycie myszy VGAT-Cre, które ze względu na wprowadzenie kasety rekombinazy IRES-Cre do genu Vgat , wykazują upośledzone hamujące prądy GABA11. C57BL/6 nie rozwija padaczki po rozpaleniu za pomocą tego protokołu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Johnowi Williamsonowi za pomocne dyskusje na temat tego protokołu. Prace te były wspierane przez NS112549 grantowy NIH/NINDS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
16-kanałowy zewnątrzkomórkowy różnicowy wzmacniacz prądu przemiennego (115 V / 60 Hz)AD InstrumentsAM3500-115-60Alternatywny wzmacniacz EEG
363 / CP KOŁNIERZ WTYKOWY, TULEJA PINÓWP1 Technologies363SLEEVPIN0NLDo uchwytu elektrody
, 363-363 5CM - 100CM Z SIATKĄ 6TCMP1 Technologies363363XXXXCM004mysz do komutatora
Kamery CCTV Qcwox HD Sony IR LEDSonyQC-SP316
Komutator SL6C/SB (pojedyncza szczotka)P1 Technologies8BSL6CSBC0MTdawniej Plastics One, Inc.
Wzmacniacz prąduA-M SystemsModel 2100
Cement dentystycznyStoelting51459
Wiertła, #75, OD  0.310" LOC 130 PTKyocera105-0210.310
E363/0 STYK GNIAZDOWY SKOŚNYP1 Technologies8IE3630XXXXEpiny do złącza
iBond Klej samotrawiącyKulzerCE0197
MS363 COKÓŁ 2298 6 PIN BIAŁYP1 Technologies8K000229801FZłącze zestawu słuchawkowego EEG
OhomierzSimpson260Wysoka czułość
PowerLab 16/35 i LabChart ProAD InstrumentsPL3516/PAlternatywne oprogramowanie EEG
SomnoSuiteKent Scientific Corp.SS-01i Monitorowanie RightTemp
Wiertarka stereotaktyczna i zestaw mikrosilnikaForedom Electric Co.K.1070
Ramka stereotaktycznaDavid Kopf InstrumentsModel 940
Drut pokryty teflonem do elektrody głębokościowej, OD 0,008'A-MSystems791400
Myszy VGAT-Cre na tle kongenicznym C57BL/6JLaboratorium Jacksona000664
Jednostka anestezjologiczna

Bibliografia

  1. Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014. Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).
  2. Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences. Epilepsy Foundation of America. , (1990).
  3. Galanopoulou, A. S., et al. Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology. Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).
  4. Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP). Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).
  5. Buckmaster, P. S. Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy. Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).
  6. Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration. Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).
  7. Loscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
  8. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  9. Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining. Brain Research. 1241, 157-167 (2008).
  10. Dey, D., et al. A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus. Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).
  11. Straub, J., et al. Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 61 (10), 11(2020).
  12. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
  13. Vong, L., et al. Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons. Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).
  14. Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, (2016).
  15. Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics. Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).
  16. Lothman, E. W., Williamson, J. M. Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus. Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).
  17. Lewczuk, E., et al. Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus. Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).
  18. Wenker, I. C., et al. Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy. Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).
  19. Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain. Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Elektryczne wywo ywanie napad welektrody hipokampalnechirurgia stereotaktycznarejestracja EEGnapady spontanicznetonus GABA ergicznycement stomatologicznyterapia genowa
Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.