Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62948

⸱

21 września 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje prostą i efektywną metodę przeszczepiania płatków zastawki aortalnej pod torebkę nerkową, aby umożliwić badanie alloreaktywności zastawek serca.

Streszczenie

Istnieje pilna kliniczna potrzeba wymiany zastawek serca, które mogą rozwinąć się u dzieci. Przeszczep zastawki serca jest proponowany jako nowy rodzaj przeszczepu, który może zapewnić trwałe zastawki serca zdolne do wzrostu somatycznego bez konieczności stosowania antykoagulacji. Jednak immunobiologia przeszczepów zastawek serca pozostaje niezbadana, co podkreśla potrzebę badań nad tym nowym typem przeszczepu na modelach zwierzęcych. Opisano wcześniejsze modele szczurów do heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej do aorty brzusznej, chociaż są one technicznie trudne i kosztowne. Aby sprostać temu wyzwaniu, opracowano model przeszczepu nerki podtorebkowej u gryzoni, który jest praktyczną i prostszą metodą badania immunobiologii przeszczepu zastawki serca. W tym modelu pobiera się pojedynczy płatek zastawki aortalnej i wprowadza go do przestrzeni podtorebkowej nerki. Nerka jest łatwo dostępna, a przeszczepiona tkanka jest bezpiecznie przechowywana w przestrzeni podtorebkowej, która jest dobrze unaczyniona i może pomieścić tkanki o różnych rozmiarach. Ponadto, ponieważ pojedynczy szczur może dostarczyć trzy płatki aorty dawcy, a pojedyncza nerka może zapewnić wiele miejsc dla przeszczepionej tkanki, do danego badania potrzeba mniej szczurów. W tym miejscu opisano technikę przeszczepiania, która stanowi znaczący krok naprzód w badaniu immunologii transplantacyjnej przeszczepu zastawki serca.

Wprowadzenie

Wrodzone wady serca są najczęstszą wrodzoną niepełnosprawnością u ludzi, dotykającą 7 na 1 000 żywo urodzonych dzieci każdego roku1. W przeciwieństwie do dorosłych pacjentów, u których rutynowo wszczepia się różne mechaniczne i bioprotetyczne zastawki, pacjenci pediatryczni nie mają obecnie dobrych możliwości wymiany zastawki. Te konwencjonalne implanty nie mają potencjału, aby rosnąć u dzieci biorców. W rezultacie, w miarę wzrostu dzieci, konieczne są chorobliwe reoperacje związane z wymianą implantów zastawek serca na coraz większe wersje, przy czym dzieci dotknięte chorobą często wymagają do pięciu lub więcej operacji na otwartym sercu w ciągu swojego życia2,3. Badania wykazały, że wolność od interwencji lub śmierci jest znacznie mniejsza dla niemowląt niż dla starszych dzieci, przy czym 60% niemowląt z protezami zastawek serca stoi w obliczu ponownej operacji lub śmierci w ciągu 3 lat od pierwszej operacji4. Dlatego istnieje pilna potrzeba dostarczenia zastawki serca, która może rosnąć i utrzymywać funkcję u pacjentów pediatrycznych.

Przez dziesięciolecia próby wprowadzenia coraz większej liczby zamienników zastawek serca koncentrowały się na inżynierii tkankowej i komórkach macierzystych. Jednak próby przetłumaczenia tych zastawek do kliniki nie powiodły się5,6,7,8. Aby rozwiązać ten problem, proponuje się przeszczep zastawki serca jako bardziej kreatywną operację dostarczania rosnących zamienników zastawek serca, które mają zdolność do samonaprawy i unikania trombogenezy. Zamiast przeszczepiać całe serce, przeszczepiana jest tylko zastawka serca, która następnie rośnie wraz z dzieckiem biorcy, podobnie jak w przypadku konwencjonalnych przeszczepów serca lub autografu płucnego Rossa9,10,11. Po operacji dzieci biorców będą otrzymywać immunosupresję do czasu, gdy przeszczepiona zastawka będzie mogła zostać wymieniona na mechaniczną protezę dla dorosłych, gdy wzrost zastawki nie jest już potrzebny. Jednak biologia transplantacji przeszczepów zastawek serca pozostaje niezbadana. Dlatego do zbadania tego nowego rodzaju przeszczepu potrzebne są modele zwierzęce.

Kilka modeli szczurów zostało wcześniej opisanych do heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej do aorty brzusznej12,13,14,15,16,17,18. Jednak modele te są zbyt skomplikowane i często wymagają przeszkolonych chirurgów, aby skutecznie operować. Dodatkowo są kosztowne i czasochłonne19. Opracowano nowy model szczura w celu stworzenia prostszego modelu zwierzęcego do badania immunobiologii przeszczepów zastawek serca. Pojedyncze płatki zastawki aortalnej są wycinane i wprowadzane do przestrzeni podtorebkowej nerki. Nerka jest szczególnie przydatna do badania odrzucenia przeszczepu, ponieważ jest wysoce unaczyniona z dostępem do krążących komórek odpornościowych20,21. Podczas gdy kilka innych wykorzystało model podtorebkowy nerki do zbadania biologii przeszczepu innych przeszczepów allogenicznych, takich jak trzustka, wątroba, nerka i rogówka22,23,24,25,26,27, jest to pierwszy opis przeszczepu tkanki serca w tej pozycji. W tym miejscu opisano technikę przeszczepiania, która stanowi znaczący krok naprzód w badaniu immunologii transplantacyjnej przeszczepu zastawki serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.

1. Informacje o modelu zwierzęcym (Szczury)

  1. Do wszystkich zabiegów chirurgicznych należy używać mikroskopu operacyjnego (patrz tabela materiałów) o powiększeniu do 20x.
  2. W razie potrzeby w eksperymencie należy użyć szczepów syngenicznych (takich jak Lewis-Lewis) lub allogenicznych (takich jak Lewis-Brown Norway).
  3. Użyj szczurów w wieku od 5 do 7 tygodni i masie ciała 100-200 g, które są odpowiednie dla pytania eksperymentalnego.

2. Usuwanie sierści, przygotowanie skóry i znieczulenie

  1. Wszystkie operacje należy wykonywać w sterylnych warunkach.
    UWAGA: Krok ten jest wykonywany w dedykowanej przestrzeni operacyjnej i w sterylnych warunkach.
  2. Umieść szczury w anestezjologicznej komorze indukcyjnej i wywołaj znieczulenie 5% izofluranem w tlenie. Utrzymuj znieczulenie 3,5% izofluranem w tlenie przez cały czas trwania zabiegu.
  3. W przypadku operacji dawcy usuń futro szczura z pępka do wcięcia mostka za pomocą maszynki do strzyżenia futra. W przypadku operacji biorcy należy przyciąć włosy nad polem operacyjnym na tylnej linii pachowej od żeber do miednicy. Następnie przygotuj skórę za pomocą chirurgicznego środka dezynfekującego.
  4. Przed rozpoczęciem zabiegu należy uzyskać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, mocno ściskając palce u nóg szczura kleszczami. Jeśli szczur wycofa się z bólu, w razie potrzeby zwiększysz środek znieczulający.
  5. Monitoruj częstość oddechów i głębokość znieczulenia klinicznie przez cały czas trwania zabiegu; poziom izofluranu jest dostosowywany w razie potrzeby, aby utrzymać częstość oddechów na poziomie 55-65 oddechów/min.

3. Operacja dawcy

  1. Przygotuj i znieczul szczura, jak podano w kroku 2. Naciąć skórę od mieczykowatego do wcięcia mostka za pomocą nożyczek preparujących. Wykonaj sternektomię, przecinając żebra z każdej strony po stronie mostka, aż do uzyskania optymalnego dostępu do serca.
  2. Heparynizować szczura za pomocą wstrzyknięcia 100 j./100 g do lewego przedsionka.
  3. Złożyć ofiarę dawcy poprzez wykrwawienie.
  4. Wytnij grasicę, aby poprawić wizualizację wielkich naczyń. Następnie usuń serce en bloc z aortą wstępującą, aż do poziomu tętnicy bezimiennej.

4. Przygotowanie ulotek zastawki aortalnej

  1. Umieścić serce dawcy na sterylnej szalce Petriego bezpośrednio po kardiektomii. Wypreparuj serce dawcy w lodowato zimnym buforze do przechowywania w chłodni (patrz tabela materiałów).
  2. Za pomocą kleszczy i nożyczek sprężynowych Vannas wypreparuj serce dawcy, aż pozostanie tylko korzeń aorty z 1 mm mankietem komorowym proksymalnym do zastawki aortalnej.
  3. Otwórz zastawkę aortalną, wykonując podłużne cięcie, aby otworzyć zatokę Valsalvy między lewą a niewieńcową zatoką, aby uwidocznić wszystkie trzy listki.
    UWAGA: Nacięcie powinno sięgać całej długości zatoki Valsalvy. Rzeczywiste wymiary zależą od wielkości szczura.
  4. Wytnij każdą ulotkę zastawki aortalnej indywidualnie. W szczególności użyj kleszczy, aby chwycić krawędź ulotki i użyj nożyczek sprężynowych Vannas, aby wyciąć ulotkę, przecinając od jednego spoidła w dół do pierścienia, a następnie w kierunku następnego spoidła.
    UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby chwycić tylko krawędź ulotki, aby zminimalizować uszkodzenie komórek śródbłonka zastawkowego.
  5. Próbki po wycięciu ulotki należy przechowywać w lodowato zimnym roztworze buforowym do przechowywania, aż będą gotowe do wszczepienia szczurowi-biorcy. Wszczepić wszystkie ulotki w ciągu 4 godzin od przechowywania w chłodni.

5. Operacja odbiorcy

  1. Przygotuj i znieczul szczura zgodnie z opisem w kroku 2. Do wykonania zabiegu należy użyć poduszki grzewczej utrzymywanej w temperaturze 36-38 °C.
  2. Buprenorfinę (0,03 mg/kg mc. należy podawać podskórnie) wszystkim szczurom-biorcom przed zabiegiem chirurgicznym i co 6-12 godzin po operacji, w razie potrzeby w celu złagodzenia bólu.
  3. Umieść szczura w prawej bocznej pozycji leżącej, aby uzyskać dostęp do lewej nerki.
    UWAGA: Lewa nerka jest preferowana ze względu na jej bardziej ogonowe położenie w stosunku do prawej nerki.
  4. Naciąć skórę na boku wzdłużnie na ponad 1 cal za pomocą nożyczek.
    UWAGA: Nacięcie musi pozostać mniejsze niż rozmiar nerki, aby zapewnić wystarczające napięcie, aby zapobiec cofaniu się nerki do jamy brzusznej podczas zabiegu.
  5. Podobnie naciąć leżącą poniżej ścianę brzucha.
  6. Eksternalizacja nerki
    1. Używając kciuka i palca wskazującego, wywieraj lekki nacisk grzbietowo i brzusznie, używając zakrzywionych kleszczy, aby podnieść ogonowy biegun nerki przez nacięcie brzucha i skóry. W podobny sposób eksternalizuj czaszkowy koniec nerki.
    2. Alternatywnie, nerka może być uzewnętrzniona poprzez uchwycenie tłuszczu okołonerkowego i pociągnięcie w górę z lekkim napięciem.
      UWAGA: Uważaj, aby nie chwytać bezpośrednio nerki ani naczyń nerkowych.
    3. Po uzewnętrznieniu nerki utrzymuj ją wilgotną z ciepłą solą fizjologiczną spływającą na nerkę.
  7. Utwórz kieszeń podtorebkową.
    1. Lekko uciskaj torebkę nerkową za pomocą jednego zestawu kleszczy, tak aby torebkę nerkową można było wyraźnie odróżnić od leżącego pod nią miąższu. Jednocześnie, używając innego zestawu kleszczy, ostrożnie chwyć kapsułkę i delikatnie pociągnij w górę, aby utworzyć otwór w kapsułce.
      UWAGA: Ze względu na delikatną naturę kapsułki, do wykonania tego nacięcia wymagana jest minimalna siła.
    2. Kontynuuj używanie kleszczy, aby przedłużyć nacięcie, aż zostanie utworzona przestrzeń ~2 mm, aby pomieścić ulotkę zastawki aortalnej.
    3. Rozwiń płytką kieszeń podtorebkową, która jest nieco większa niż ulotka zastawki, podnosząc krawędź nacięcia za pomocą jednego zestawu kleszczy i przesuwając sondę pod torebką nerkową.
  8. Przeszczep zastawkę aortalną do kieszonki podtorebkowej.
    1. Wyjmij ulotkę aorty z chłodni i umieść ją w polu operacyjnym.
    2. Unosząc brzeg torebki włóknistej, wsuń płatek aorty do kieszonki podtorebkowej kleszczami.
      UWAGA: Upewnij się, że tkanka jest wystarczająco daleko od nacięcia, aby była mocno zamocowana pod kapsułką. Należy zachować ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia leżącego pod spodem miąższu lub dalszego rozerwania torebki włóknistej.
    3. Nacięcie w torebce nerkowej można pozostawić otwarte.
  9. Delikatnie popchnij nerkę z powrotem do jej anatomicznej pozycji, używając przeciwbieżnego nacisku zastosowanego na krawędziach nacięcia.
  10. Zamknij nacięcie brzucha za pomocą sterylnego szwu chirurgicznego. Zamknij skórę zszywkami.
  11. Opieka pooperacyjna
    1. Po operacji umieść szczura w czystej klatce na poduszce grzewczej z dostępem do jedzenia i wody.
    2. Codziennie monitoruj zwierzę, aby ocenić rutynowe gojenie się ran i oznaki bólu lub niepokoju. Usuń zszywki po 7-10 dniach.

6. Pobieranie tkanek do analizy

  1. W wybranych punktach końcowych po przeszczepie należy poddać zwierzę eutanazji przez wykrwawienie. W szczególności należy wykonać laparotomię pośrodkową i przeciąć aortę brzuszną poniżej 5% izofluranu w tlenie.
  2. Zmobilizuj nerkę i wytnij ją, przecinając nożyczkami tętnicę nerkową, żyłę i moczowód.
    UWAGA: Uważaj, aby nie chwycić obszaru zawierającego przeszczepioną ulotkę.
  3. Umieść nerkę na noc w formalinie, zanurz ją w parafinie i podziel na sekcje w celu uzyskania pożądanego zabarwienia. Ustawić próbkę tak, aby torebka nerkowa była skierowana do przodu, a miąższ nerki był skierowany do tyłu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schematyczny rysunek projektu eksperymentalnego dla modelu szczurzego przedstawiono na Rysunku 1. Ponadto na Rysunku 2 pokazano wypreparowaną z serca dawcy nasadę aorty oraz pojedynczą płatkę zastawki aorty przygotowaną do implantacji. Następnie na Rysunku 3A przedstawiono reprezentacyjny obraz położenia płatki zastawki aorty pod torebką nerkową przed implantacją, a na Rysunkach 3B-

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Znaczenie i potencjalne zastosowania
Podczas gdy mechaniczne i bioprotetyczne zastawki serca są rutynowo stosowane u dorosłych pacjentów wymagających wymiany zastawki, zastawki te nie mają potencjału do wzrostu i dlatego są nieoptymalne dla pacjentów pediatrycznych. Przeszczep zastawki serca jest eksperymentalną operacją mającą na celu dostarczenie rosnących zamienników zastawek serca dla noworodków i niemowląt z wrodzonymi wadami serca. Jednak w przeciwieństwie do immunobiologii transplantacyjnej k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

Rysunek 1 został utworzony za pomocą biorender.com. Praca ta była częściowo wspierana przez AATS Foundation Surgical Investigator Program dla TKR, Children's Excellence Fund prowadzony przez Wydział Pediatrii Uniwersytetu Medycznego w Południowej Karolinie dla TKR, grant Emerson Rose Heart Foundation dla TKR, filantropię senatora Paula Campbella dla TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) dla JHK i BG, oraz Fundusz Badawczy FLEX Uniwersytetu Medycznego w Południowej Karolinie (Medical University of South Carolina College of Medicine) do MAH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% chlorek sodu, USPBaxterNDC 0338-0048-04
4-0 Poliglaktyna 910EthiconJ415H
7,5% Powidon-jodCareFusion29904-004
70% ETOHFisher ScientificBP82031GAL
Komora indukcyjna anestezjologicznaAparat Harvard75-2030Hermetyczna komora indukcyjna do szczury
Maszyna anestezjologicznaAparat Harvarda75-0238Mobilny system anestezjologiczny z pasywną
maską anestezjologicznąAparat Harvard59-8255Maska anestezjologiczna dla szczurów
Brązowe szczury norweskie (BN / Crl)Charles RiverSzczep Code 091Samiec, 5-7 tygodni, 100-200 g
Chlorowodorek buprenorfiny, 0,3 mg / mlPAR FarmaceutycznyNDC 42023-179-050,03 mg/kg, podawane podskórnie
Elektryczne maszynki do strzyżenia włosówWAHL79434
Elektryczna poduszka grzewczaAparat Harvard72-0492Utrzymywane w temperaturze 36-38 ° C
HeparynaAgent PharmaceuticalsNDC 25021-400-10100U/100g wstrzyknięcie do lewego przedsionka
Strzykawka insulinowa, 1 mlFisher Scientific14-841-33
Kleszczyki do tęczówki zakrzywioneWorld Precision Instruments15917
Kleszczyki do tęczówki prosteWorld Precision Instruments15916
Izofluran, USPPiramal Intensywna terapiaNDC 66794-017-25Indukowany przy 5% izoflurancji tlenu i utrzymywany przy 3,5% izofluranu w tlenie
Lewis Rats (LEW/ Crl)Charles RiverSzczep Code 004Mężczyzna, 5-7 tygodni, 100-200 g
kleszczeWorld Precision Instruments500233Dumont #5
MikronożyczkiWorld Precision Instruments501930Nożyczki
Sterownik igiełWorld Precision Instruments500226Ryder Needle Driver
Mikroskop operacyjnyAmScopeSM-3BZ-80S3.5x - 90x Mikroskop stereoskopowy
Szalka PetriegoFisher ScientificFB0875714
Wazelina maść okulistycznaDechraNDC 17033-211-38
Zszywki do skóryEthiconPXR35Proximate 35
Sterylne waciki bawełnianePuritan25-806 1WC
Sterylne gąbki z gazyFisher Scientific22-037-902
Nożyczki chirurgiczneWorld Precision Instruments1962CNożyczki Metzenbaum
University of Wisconsin Buffer (Servator B)S.A.L.F S.p.A.6484A1Przechowywany w temperaturze 4 stopni; Z
Mikro sprężynowe Vannas

Bibliografia

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271(2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przeszczep heterotopowymodel podtorebkowy nerekpłatek zastawki aortymodel transplantacji u gryzoniimmunobiologia transplantacjiimplantacja płatka zastawkibarwienie histologiczneanaliza immunohistochemicznaaktyna mięśni gładkich
Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.