Artykuł metodologiczny

Model krwawienia z przecięcia żyły ogonowej u myszy z hemofilią A w pełni znieczuloną

DOI:

10.3791/62952

⸱

30 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Global Drug Discovery, Novo Nordisk A/S, 2Department of Veterinary and Animal Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 3Department of Biomedical Sciences, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 4Independent consultant, 5Catalyst Biosciences, 6Værløse Dyreklinik

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyrafinowany model krwawienia z przecięcia żyły ogonowej (TVT) u znieczulonych myszy jest czułą metodą in vivo do oceny krwawienia hemofilowego. Ten zoptymalizowany model krwawienia TVT wykorzystuje utratę krwi i czas krwawienia jako punkty końcowe, udoskonalając inne modele i unikając śmierci jako punkt końcowy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele krwawienia z ogona są ważnymi narzędziami w badaniach nad hemofilią, szczególnie do oceny efektów prokoagulantu. Model przeżycia przecięcia żyły ogonowej (TVT) jest preferowany w wielu sytuacjach ze względu na wrażliwość na klinicznie istotne dawki FVIII, podczas gdy inne uznane modele, takie jak model klipsa ogonowego, wymagają wyższych poziomów związków prokoagulantowych. Aby uniknąć wykorzystywania przeżycia jako punktu końcowego, opracowaliśmy model TVT, ustalając utratę krwi i czas krwawienia jako punkty końcowe i pełne znieczulenie podczas całego eksperymentu. Krótko mówiąc, znieczulone myszy umieszcza się z ogonem zanurzonym w roztworze soli fizjologicznej w temperaturze (37°C) i podaje się im badany związek w prawej bocznej żyle ogonowej. Po 5 minutach lewa boczna żyła ogonowa jest przecięta za pomocą szablonu, ogon jest zwracany do soli fizjologicznej, a wszystkie epizody krwawienia są monitorowane i rejestrowane przez 40 minut podczas pobierania krwi. Jeśli po 10 minutach, 20 lub 30 minutach od urazu nie wystąpi krwawienie, skrzep jest delikatnie usuwany, dwukrotnie przecierając ranę mokrym gazikiem. Po 40 minutach utratę krwi określa się ilościowo na podstawie ilości hemoglobiny wprowadzonej do soli fizjologicznej. Ta szybka i stosunkowo prosta procedura skutkuje stałymi i powtarzalnymi krwawieniami. W porównaniu z modelem przeżycia TVT zastosowano w nim bardziej humanitarną procedurę bez uszczerbku dla wrażliwości na interwencję farmakologiczną. Co więcej, możliwe jest użycie obu płci, zmniejszając całkowitą liczbę zwierząt, które muszą być hodowane, zgodnie z zasadami 3R. Potencjalnym ograniczeniem w modelach krwawienia jest stochastyczny charakter hemostazy, który może zmniejszyć odtwarzalność modelu. Aby temu przeciwdziałać, ręczne rozbijanie skrzepu zapewnia, że skrzep jest kwestionowany podczas monitorowania, zapobiegając zatrzymaniu krwawienia przez hemostazę pierwotną (płytkową). To uzupełnienie katalogu modeli urazów krwotocznych daje możliwość scharakteryzowania efektów prokoagulacji w ustandaryzowany i humanitarny sposób.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele zwierzęce są niezbędne do zrozumienia patogenezy hemofilii oraz opracowania i testowania schematów leczenia i terapii. Mysz z nokautem czynnika VIII (F8-KO) jest szeroko stosowanym modelem do badania hemofilii A1,2. Myszy te podsumowują kluczowe cechy choroby i są szeroko stosowane do opracowywania metod leczenia, takich jak rekombinowane produkty FVIII 3,4,5 i strategie terapii genowej6,7.

Istnieją różne modele urazów krwotocznych do oceny efektów farmakologicznych różnych związków hemostatycznych in vivo. Jednym z tych modeli krzepnięcia jest model przecięcia żyły ogonowej u myszy8,9,10,11,12,13,14, mierząc zdolność myszy hemofilnych do przetrwania wykrwawienia po przecięciu ogona. Ta metoda została wprowadzona ponad cztery dekady temu15 i jest nadal używana9,16,17. Jednak model wykorzystuje przeżycie jako punkt końcowy i wymaga obserwacji zwierząt przez okres do 24 godzin, podczas którego zwierzęta są przytomne, a zatem mogą odczuwać ból i niepokój.

Modele krwawienia o krótszym czasie trwania i w pełnym znieczuleniu zostały opisane wcześniej, takie jak model klipsa do ogona (znany również jako końcówka ogona)8,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28. Niemniej jednak, w celu pełnej normalizacji utraty krwi po prowokacji krwawienia, modele te wymagają dawek związków prokoagulantowych (np. FVIII) znacznie wyższych niż te podawane klinicznie29. Inny model uszkodzenia w znieczuleniu, metoda krwawienia z żyły sapheny, jest wrażliwy na niższe dawki związków prokoagulantowych30, ale wymaga wysokiego poziomu interwencji eksperymentatora, ponieważ skrzepy muszą być często przerywane (w przeciwieństwie do 3 razy w prezentowanym modelu).

Standaryzacja w kierunku wspólnego protokołu do testowania nowych związków prokoagulacyjnych znacznie ułatwiłaby porównywanie danych między laboratoriami31,32,33. W modelach TVT nie ma jeszcze wspólnej zgodności co do badanych punktów końcowych (utrata krwi7,26, czas krwawienia9,34 i wskaźnik przeżycia35,36), a długość eksperymentu różni się między badaniami13.

Naszym głównym celem jest opisanie i scharakteryzowanie zoptymalizowanego modelu o wysokiej odtwarzalności, możliwości badania na żądanie, jak również leczenia profilaktycznego, wrażliwości na interwencję farmakologiczną równoważnej modelowi przeżycia, ale bez użycia śmierci lub śmierci jako punktów końcowych. Aby zmniejszyć ból i niepokój, zwierzęta nie powinny być przytomne podczas krwawienia i należy wdrożyć bardziej etyczny punkt końcowy37.

Modele klipsów do ogona są zazwyczaj przeprowadzane w jednym z dwóch wariantów, albo amputacja końcówki ogona, np. amputacja 1-5 mm18,19,20,21,23,24 lub, w bardziej dotkliwym wariancie, transektowany przy średnicy ogona około 1-3 mm8,22,25. Powoduje to połączone krwawienie tętniczo-żylne, ponieważ żyły boczne i grzbietowe oraz tętnica brzuszna są zwykle przecinane, a ogólnie rzecz biorąc, im większa amputacja, tym mniejsza wrażliwość na związek prokoagulant. Ponadto, ponieważ końcówka ogona jest amputowana, uraz tętniczo-żylny jest odsłonięty bez żadnej przeciwstawnej tkanki; Tak więc, przynajmniej w teorii, jest niepodobny do najczęstszych krwawień hemofilowych.

Jak sama nazwa wskazuje, tylko żyła jest uszkodzona w modelach przecięcia żyły ogonowej, takich jak opisane w tym artykule, co skutkuje wyłącznie krwawieniem żylnym. Ponieważ naczynie nie jest całkowicie przecięte, oczekuje się, że uraz będzie mniejszy niż w modelach amputacji, a tkanka wokół cięcia, do której może przylegać skrzep, zostanie zachowana. Ponadto ciśnienie krwi w żyle jest niższe, a nie w tętnicy. Czynniki te przyczyniają się do zwiększonej czułości w stosunku do modeli amputacji, tak że normalizację krwawienia można osiągnąć za pomocą klinicznie istotnych dawek terapii zastępczej, np. rFVIII w hemofilii A, co jest przydatne do oceny wielkości i trwałości efektów leczenia prokoagulantem26,38,39.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez Organ ds. Opieki nad Zwierzętami w Novo Nordisk A/S oraz Duński Inspektorat Eksperymentów na Zwierzętach, Duńskie Ministerstwo Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa. Zoptymalizowana metoda 40 minut obejmuje w projekcie znieczulenie i czas dozowania (Rysunek 1). Do tej procedury wymagane są hemofilne myszy obu płci w wieku od 10 do 16 tygodni

.

1. Przygotowania przed badaniem

  1. Przygotuj roztwory dozujące w odpowiednich stężeniach.
  2. Rozpocząć łaźnię wodną i podgrzać do temperatury 37 °C. Napełnić probówki wirówkowe o pojemności 15 ml do pobierania krwi solą fizjologiczną (0,9% NaCl).
  3. Umieść 15 ml probówek z solą fizjologiczną w otworach w rozgrzanej płycie podstawy co najmniej 15 minut przed rozpoczęciem eksperymentu.
  4. Zidentyfikuj myszy i zapisz ich wagę. Unikaj dotykania myszy częściej niż to konieczne, ponieważ może to powodować stres i wpływać na badanie.
  5. Przed przystąpieniem do pracy przygotuj stanowisko pracy w dygestorium, aby wszystko było w zasięgu ręki: serwetki, uchwyt na ogon, gaza, strzykawki, skalpele, stopery i papier do notowania przepływu krwi.
  6. Umieść znak ogona i klocki tnące na płycie grzewczej - zimne bloki spowodują skurcz żył, a tym samym wpłyną na krwawienie.

2. Znieczulenie

  1. Zabieg znieczulenia izofluranem należy przeprowadzić w dygestorium.
  2. Ustawić parownik gazu na początkowo 5% izofluranu w 30% O2/70% N2O w komorze anestezjologicznej o przepływie 1 L/min. Odczekaj wystarczająco dużo czasu, aby komora anestezjologiczna się napełniła (około 5 minut w zależności od objętości komory i natężenia przepływu gazu). Zapewnij szybką indukcję (mniej niż jedną minutę).
  3. Umieść myszy w komorze anestezjologicznej, aż stracą przytomność.
    UWAGA: Powinno to nastąpić w ciągu minuty lub krócej, jeśli komora jest wystarczająco wypełniona.
  4. Zapewnij odpowiednie znieczulenie poprzez brak bolesnej reakcji na odruch pedałowania (mocne szczypanie palca).
  5. Umieść myszy na płycie grzewczej, upewniając się, że nos znajduje się w stożku nosowym.
  6. Zmniejsz znieczulenie do poziomu utrzymania 2% izofluranu w 30% O2/70% N2O i umieść plastikową osłonę nad myszami, aby zmniejszyć utratę ciepła. Zastosuj odpowiednią maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  7. Oznacz ogon o średnicy 2,5 mm za pomocą bloku znacznika ogona. Nie wciskaj ogona na siłę w szczelinę w bloku - musi ściśle przylegać (rysunek uzupełniający 1)
  8. Umieść ogon w probówce z solą fizjologiczną na co najmniej 5 minut, aby zapewnić ciepłą żyłę ogonową, która jest optymalna do dożylnego dawkowania.

3. Dozowanie roztworu testowego

  1. Umieść jedną mysz w uchwycie ogonowym z nosem w masce anestezjologicznej.
  2. Dozuj zwierzęciu interesujący go związek (w tym przypadku rFVIII) i natychmiast uruchom stoper (t = 0).
  3. Umieść mysz z powrotem na płycie grzewczej z ogonkiem w rurce z solą fizjologiczną. Powtórz procedurę z innymi myszami.

4. Wykonywanie przecięcia żył ogonowych

  1. Przecięcie żyły ogonowej należy wykonać dokładnie 5 minut po podaniu. Umieść ogon w bloku tnącym i obróć o 90°, aby odsłonić żyłę (rysunek uzupełniający 2).
  2. Wykonać nacięcie po przeciwnej stronie/żyle od miejsca, w którym podano roztwór badany.
  3. Przeciągnij ostrze skalpela #11 przez szczelinę bloku tnącego, przytrzymując ogon, aby wywołać krwawienie. Zresetuj stoper i natychmiast włóż ogon do soli fizjologicznej.

5. Czas obserwacji i wyzwania

  1. Obserwuj krwawienie i notuj początek i koniec krwawienia przez 40 minut; zapisz to na papierze do notowania przepływu krwi.
    UWAGA: Ta wizualna ocena krwawienia może się nieznacznie różnić ze względu na subiektywność.
  2. Pierwotne krwawienie musi ustąpić w ciągu 3 minut po wykonaniu cięcia. Jeśli tak nie jest, zdyskwalifikuj mysz, poddaj ją eutanazji i wymień (niezatrzymanie pierwotnego krwawienia może wskazywać na zbyt poważny uraz lub brak pierwotnej hemostazy, jak u myszy vWF KO).
  3. Jeśli nie ma krwawienia po 10, 20 i 30 minutach od urazu, zakwestionuj cięcie ogona zgodnie z opisem w krokach 4-5.
  4. Użyj wacika nasączonego ciepłą solą fizjologiczną z osobnej probówki przechowywanej w łaźni wodnej. Podnieś ogon z soli fizjologicznej i delikatnie przetrzyj dwukrotnie mokrą gazą w kierunku dystalnym nad nacięciem ogona.
  5. Po każdym wyzwaniu natychmiast ponownie zanurz ogon w rurce soli fizjologicznej.
  6. Po t=40 min zatrzymać pobieranie krwi, usuwając ogonek z probówki z solą fizjologiczną.

6. Pobieranie próbek krwi

  1. Po t = 40 min pobrać próbki krwi z żyły nadoczodołowej.

7. Eutanazja

  1. Poddaj myszy eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy, będąc jeszcze w pełnej narkozy.

8. Traktowanie próbek

  1. Odwirować 15 ml probówek do pobierania krwi z solą fizjologiczną o stężeniu 4000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  2. Wyrzuć supernatant z probówek o pojemności 15 ml, ponownie zawieś osad w 2-14 ml roztworu lizującego erytrocyty (RBC), a następnie rozcieńcz go, aż osiągnie jasny kolor kawy.
  3. Zwróć uwagę na całkowitą objętość (objętość krwi + objętość roztworu lizującego erytrocyty (RBC) dodanego za pomocą podziałki na probówce).
  4. Przenieść 2 ml rozcieńczenia do probówki z hemoglobiną i przechowywać w lodówce do czasu analizy hemoglobiny.
  5. Określ utratę krwi, mierząc stężenie hemoglobiny w soli fizjologicznej. Zmierzyć absorbancję przy długości fali 550 nm na czytniku mikropłytek (tabela materiałów).
  6. Przeliczyć absorbancję na hemoglobinę nmol za pomocą krzywej wzorcowej przygotowanej z hemoglobiny ludzkiej (tabela materiałów) i skorygować rozcieńczenie roztworem lizy RBC.

9. Analizy statystyczne

  1. Analizuj dane za pomocą odpowiedniego oprogramowania. Tutaj wykorzystano oprogramowanie GraphPad Prism. W szeregu badań stwierdzono, że następujące metody statystyczne są skuteczne.
    UWAGA: Do analizy utraty krwi, czasu krwawienia, ekspozycji, liczby płytek krwi i hematokrytu; Zastosowano test ANOVA Browna-Forsythe'a i Welcha (ponieważ dane były ciągłe, ale bez jednorodności wariancji reszt), stosując test Dunnetta w celu dostosowania do wielokrotnych porównań. Test Pearsona został użyty do zbadania korelacji między czasem krwawienia, utratą krwi i dawkami. Aby określić wartości ED50, do danych dotyczących krwawienia i utraty krwi dopasowano czteroparametrowe równanie odpowiedzi odwrotnej logarytmu (dawki). Aby przeanalizować efekt płci, zastosowano dwukierunkowy test ANOVA, stosując poprawkę Bonferroniego w celu dostosowania do wielokrotnych porównań. Poziom istotności określono jako P < 0,05. Dane są wyświetlane jako ± SEM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić możliwość zastosowania zoptymalizowanego modelu, przeprowadzono badanie na myszach F8-KO (C57BL genetyczne tło), którym podawano komercyjnie dostępną rekombinowaną terapię zastępczą czynnikiem VIII (rFVIII); przetestowano cztery różne dawki: 1 IU/kg, 5 IU/kg, 10 IU/kg i 20 IU/kg. Ponadto przetestowaliśmy odpowiednią kontrolę nośnika (ujemną) u myszy F8-KO i grupy typu dzikiego (WT), używając myszy C57BL jako pozytywnej grupy kontrolnej w celu oceny zakresu odpowiedzi w modelu.

Zgodn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta zoptymalizowana metoda przecięcia żył ogonowych (TVT) ma kilka zalet w porównaniu z metodą przeżycia TVT. Zwierzęta są w pełni znieczulone przez cały czas trwania badania, co ułatwia obsługę myszy i zwiększa dobrostan zwierząt. Ponadto, w przeciwieństwie do modelu przeżycia TVT, obserwacja w nocy nie jest wymagana, a ten zoptymalizowany model oferuje możliwość pomiaru utraty krwi i obserwacji dokładnego czasu krwawienia powyżej 40 minut. Ponadto dłuższe okresy krwawienia u przytomnych zwierząt mogą powodować śmierć w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są lub byli pracownikami i/lub udziałowcami Novo Nordisk A/S w czasie przeprowadzania niniejszego badania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esther Bloem i Thomas Nygaard są wdzięczni za wsparcie w pomiarach FVIII w plazmie. Bo Alsted jest znany z rysowania i obróbki szablonów oraz bloków tnących.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#11 Ostrze skalpelaSwann-Morton503
15 mL probówki wirówkoweGreiner Bio-One, Austria188271
igłami 30 G podłączonymi do 300 &mikro; Precyzyjne strzykawki (insulinowe) L do dozowaniaStrzykawka insulinowa BD Micro-Fine + U-100320830
AdvateTakeda, JaponiaRekombinowany czynnik VIII terapia zastępcza (rFVIII)
Wkładki nasączone alkoholem 70% etanoluHartmann, Soft-Zellin999 979
WirówkaOmnifuge 2.0 RS, Heraus Sepatech
Szablon do cięcia (stal nierdzewna)Wyprodukowany samodzielnie, zapraszamy do kontaktu z autorami w celu uzyskania dokładnych rysunkówRysunek uzupełniający 2: Specyfikacje rozmiarów: 20 mm x 40 mm x 10 mm (dł. x szer. x wys.). Rufa: głębokość 3 mm i szerokość 3 mm; promień 1,5 mm
Roztwór lizujący erytrocyty (RBC)Lysebio, ABX Diagnostics906012
Gauze
Analizator hematologicznySysmexCT-2000iv
Lampa grzewcza na stojakuPhillipsIR250
Poduszka grzewcza z termostatemCMAmodel 150
Wzorce i kontrole hemoglobiny - 8,81 mmol / l zależne od partiiHemoCue, duńskikalibrator HemoCue, 707037Wzorce i kontrole są wykonane z 2 różnych szklanek kalibratora HemoCue. Wartość określa się w odniesieniu do Międzynarodowej Metody Referencyjnej dla hemoglobiny (ICSH).
System anestezjologiczny z izofluoranem w komplecie z rurkami, maskami i skrzynką indukcyjnąSigma Delta Dameca
IsofluraneBaxter26675-46-7
Lupa ze światłamiEschenbach
Szablon pomiarowy (aluminium)Własnej produkcji, zapraszamy do kontaktu z autorami w celu uzyskania dokładnych rysunkówRysunek uzupełniający 1: Specyfikacje rozmiarów: 20 mm x 40 mm x 10 mm (dł. x szer. x wys.). Rufa: głębokość 2,5 mm i szerokość 2,5 mm; promień 1,25 mm
Mikropipety + końcówkiFotometr Finnpipette
Molecular Devices Corporation, CA, USASpectraMax 340
Prism SoftwareGraphPad, San Diego, CA, USAWersja 9.0.1
Sól fizjologiczna 0,9% NaClFresenius Kabi, Szwecja883264
Specjalny blok znacznika ogona do cięciaogona TVT
Uchwyt
Próżniowe odsysanie cieczyVacusafe comfort, IBS
Łaźnia wodna i termostatTYP 3/8 Julabo
Fotometr tylny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bi, L., et al. Targeted disruption of the mouse factor VIII gene produces a model of haemophilia A. Nature Genetics. 10 (1), 119-121 (1995).
  2. Bi, L., et al. Further characterization of factor VIII-deficient mice created by gene targeting: RNA and protein studies. Blood. 88 (9), 3446-3450 (1996).
  3. Stennicke, H. R., et al. A novel B-domain O-glycoPEGylated FVIII (N8-GP) demonstrates full efficacy and prolonged effect in hemophilic mice models. Blood. 121 (11), 2108-2116 (2013).
  4. Shapiro, A. D. Anti-hemophilic factor (recombinant), plasma/albumin-free method (octocog-alpha; ADVATE) in the management of hemophilia A. Vascular Health and Risk Management. 3 (5), 555-565 (2007).
  5. Recht, M., et al. Clinical evaluation of moroctocog alfa (AF-CC), a new generation of B-domain deleted recombinant factor VIII (BDDrFVIII) for treatment of haemophilia A: demonstration of safety, efficacy, and pharmacokinetic equivalence to full-length recombinant factor VIII. Haemophilia. 15 (4), 869-880 (2009).
  6. Miao, C. H., et al. CD4+FOXP3+ regulatory T cells confer long-term regulation of factor VIII-specific immune responses in plasmid-mediated gene therapy-treated hemophilia mice. Blood. 114 (19), 4034-4044 (2009).
  7. Milanov, P., et al. Engineered factor IX variants bypass FVIII and correct hemophilia A phenotype in mice. Blood. 119 (2), 602-611 (2012).
  8. Dumont, J. A., et al. Prolonged activity of a recombinant factor VIII-Fc fusion protein in hemophilia A mice and dogs. Blood. 119 (13), 3024-3030 (2012).
  9. Pan, J., et al. Enhanced efficacy of recombinant FVIII in noncovalent complex with PEGylated liposome in hemophilia A mice. Blood. 114 (13), 2802-2811 (2009).
  10. Liu, T., et al. Improved coagulation in bleeding disorders by Non-Anticoagulant Sulfated Polysaccharides (NASP). Journal of Thrombosis and Haemostasis. 95 (1), 68-76 (2006).
  11. Brooks, A. R., et al. Glycoengineered factor IX variants with improved pharmacokinetics and subcutaneous efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (9), 1699-1706 (2013).
  12. Baru, M., et al. Factor VIII efficient and specific non-covalent binding to PEGylated liposomes enables prolongation of its circulation time and haemostatic efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 93 (6), 1061-1068 (2005).
  13. Molina, E. S., Fujita, A., Sogayar, M. C., Demasi, M. A. A quantitative and humane tail bleeding assay for efficacy evaluation of antihaemophilic factors in haemophilia A mice. Haemophilia. 20 (6), 392-398 (2014).
  14. Broze, G. J., Yin, Z. F., Lasky, N. A tail vein bleeding time model and delayed bleeding in hemophiliac mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 85 (4), 747-748 (2001).
  15. Dejana, E., Callioni, A., Quintana, A., de Gaetano, G. Bleeding time in laboratory animals. II - A comparison of different assay conditions in rats. Thrombosis Research. 15 (1-2), 191-197 (1979).
  16. Girard, T. J., Lasky, N. M., Grunz, K., Broze, G. J. Suppressing protein Z-dependent inhibition of factor Xa improves coagulation in hemophilia A. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (1), 149-156 (2019).
  17. Zhang, J. P., et al. Curing hemophilia A by NHEJ-mediated ectopic F8 insertion in the mouse. Genome Biology. 20 (1), 276(2019).
  18. Sambrano, G. R., Weiss, E. J., Zheng, Y. W., Huang, W., Coughlin, S. R. Role of thrombin signalling in platelets in haemostasis and thrombosis. Nature. 413 (6851), 74-78 (2001).
  19. Tranholm, M., et al. Improved hemostasis with superactive analogs of factor VIIa in a mouse model of hemophilia A. Blood. 102 (10), 3615-3620 (2003).
  20. Mei, B., et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated factor VIII for hemophilia A treatment. Blood. 116 (2), 270-279 (2010).
  21. Karpf, D. M., et al. Prolonged half-life of glycoPEGylated rFVIIa variants compared to native rFVIIa. Thrombosis Research. 128 (2), 191-195 (2011).
  22. Ivanciu, L., et al. A zymogen-like factor Xa variant corrects the coagulation defect in hemophilia. Nature Biotechnology. 29 (11), 1028-1033 (2011).
  23. Ostergaard, H., et al. Prolonged half-life and preserved enzymatic properties of factor IX selectively PEGylated on native N-glycans in the activation peptide. Blood. 118 (8), 2333-2341 (2011).
  24. Maroney, S. A., et al. Absence of hematopoietic tissue factor pathway inhibitor mitigates bleeding in mice with hemophilia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3927-3931 (2012).
  25. Holmberg, H. L., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ezban, M. Faster onset of effect and greater efficacy of NN1731 compared with rFVIIa, aPCC and FVIII in tail bleeding in hemophilic mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 7 (9), 1517-1522 (2009).
  26. Johansen, P. B., Tranholm, M., Haaning, J., Knudsen, T. Development of a tail vein transection bleeding model in fully anaesthetized haemophilia A mice - characterization of two novel FVIII molecules. Haemophilia. 22 (4), 625-631 (2016).
  27. Ferrière, S., et al. A hemophilia A mouse model for the in vivo assessment of emicizumab function. Blood. 136 (6), 740-748 (2020).
  28. Elm, T., et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of a new recombinant FVIII (N8) in haemophilia A mice. Haemophilia. 18 (1), 139-145 (2012).
  29. Björkman, S. Prophylactic dosing of factor VIII and factor IX from a clinical pharmacokinetic perspective. Haemophilia. 9, Suppl 1 101-108 (2003).
  30. Pastoft, A. E., et al. A sensitive venous bleeding model in haemophilia A mice: effects of two recombinant FVIII products (N8 and Advate). Haemophilia. 18 (5), 782-788 (2012).
  31. Saito, M. S., et al. New approaches in tail-bleeding assay in mice: improving an important method for designing new anti-thrombotic agents. International Journal of Experimental Pathology. 97 (3), 285-292 (2016).
  32. Liu, Y., Jennings, N. L., Dart, A. M., Du, X. J. Standardizing a simpler, more sensitive and accurate tail bleeding assay in mice. World Journal of Experimental Medicine. 2 (2), 30-36 (2012).
  33. Greene, T. K., et al. Towards a standardization of the murine tail bleeding model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 8 (12), 2820-2822 (2010).
  34. Cerullo, V., et al. Correction of murine hemophilia A and immunological differences of factor VIII variants delivered by helper-dependent adenoviral vectors. Molecular Therapy. 15 (12), 2080-2087 (2007).
  35. Shi, Q., et al. Factor VIII ectopically targeted to platelets is therapeutic in hemophilia A with high-titer inhibitory antibodies. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1974-1982 (2006).
  36. Parker, E. T., Lollar, P. A quantitative measure of the efficacy of factor VIII in hemophilia A mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 89 (3), 480-485 (2003).
  37. Stokes, W. S. Reducing Unrelieved Pain and Distress in Laboratory Animals Using Humane Endpoints. ILAR Journal. 41 (2), 59-61 (2000).
  38. Stagaard, R., et al. Abrogating fibrinolysis does not improve bleeding or rFVIIa/rFVIII treatment in a non-mucosal venous injury model in haemophilic rodents. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (7), 1369-1382 (2018).
  39. Stagaard, R., et al. Absence of functional compensation between coagulation factor VIII and plasminogen in double-knockout mice. Blood Advances. 2 (22), 3126-3136 (2018).
  40. Bolton-Maggs, P. H., Pasi, K. J. Haemophilias A and B. Lancet. 361 (9371), 1801-1809 (2003).
  41. Lloyd Jones, M., Wight, J., Paisley, S., Knight, C. Control of bleeding in patients with haemophilia A with inhibitors: a systematic review. Haemophilia. 9 (4), 464-520 (2003).
  42. Sixma, J. J., vanden Berg, A. The haemostatic plug in haemophilia A: a morphological study of haemostatic plug formation in bleeding time skin wounds of patients with severe haemophilia A. British Journal of Haematology. 58 (4), 741-753 (1984).
  43. Proulle, V., et al. Recombinant activated factor VII-induced correction of bleeding tendency in genetically engineered von Willebrand disease type 2B mice evaluated using new tail transection bleeding models. International Society on Thrombosis and Haemostasis Congress. , (2017).
  44. Rode, F., et al. Preclinical pharmacokinetics and biodistribution of subcutaneously administered glycoPEGylated recombinant factor VIII (N8-GP) and development of a human pharmacokinetic prediction model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (6), 1141-1152 (2018).
  45. Holmberg, H., et al. GlycoPEGylated rFVIIa (N7-GP) has a prolonged hemostatic effect in hemophilic mice compared with rFVIIa. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 9 (5), 1070-1072 (2011).
  46. Kawecki, C., et al. Posters Abstracts - Thrombin-mediated Activation of Factor VIII is Insufficient to Produce All Necessary Cofactor Activity in vivo. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3, 1(2019).
  47. Johansen, P., et al. In vivo effect of recombinant FVIIA (NOVOSEVEN®) and RFIX in a refined tail vein transection bleeding model in mice with haemophilia A and B: PO147-MON. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 13, (2015).
  48. Enoksson, M., et al. Enhanced potency of recombinant factor VIIa with increased affinity to activated platelets. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 18 (1), 104-113 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model krwawienia z ogonapomiar utraty krwiczas krwawieniadzia anie prokoagulacyjnerekombinowany czynnik VIIIznieczulone myszyrozrywanie skrzepuanaliza hemoglobiny

Powiązane artykuły