Ten protokół opisuje model ortotopowego allotransplantacji lewego płuca u młodocianych świń, przeznaczony do wykorzystania w badaniach ESLP. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także na krytyczne kroki i rozwiązywanie problemów.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przeszczepienie ortotopowe lewego płuca w modelu młodocianych świń do ESLP
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Transplantacja płuc jest złotym standardem leczenia schyłkowej choroby płuc, z ponad 4,600 przeszczepami płuc wykonywanymi rocznie na całym świecie. Przeszczep płuc jest jednak ograniczony ze względu na brak dostępnych narządów od dawców. W związku z tym śmiertelność na listach oczekujących jest wysoka. Perfuzja płuc ex situ (ESLP) zwiększyła wskaźniki wykorzystania płuc dawcy w niektórych ośrodkach o 15%-20%. ESLP jest stosowana jako metoda oceny i regeneracji brzeżnych płuc dawcy i wykazała akceptowalne krótko- i długoterminowe wyniki po przeszczepieniu płuc dawcy o rozszerzonych kryteriach (ECD). Modele przeszczepów dużych zwierząt (in vivo) są niezbędne do walidacji wyników trwających badań in vitro. Różnice anatomiczne i fizjologiczne między ludźmi a świniami stanowią poważne wyzwanie techniczne i anestezjologiczne. Łatwy do odtworzenia model przeszczepu pozwoliłby na walidację in vivo obecnych strategii ESLP oraz przedkliniczną ocenę różnych interwencji mających na celu poprawę funkcji płuc dawcy. Protokół ten opisuje świński model ortotopowej allotransplantacji lewego płuca. Obejmuje to techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, dostosowaną chirurgiczną listę kontrolną, rozwiązywanie problemów, modyfikacje oraz korzyści i ograniczenia podejścia.
Wprowadzenie
Przeszczep płuc jest najlepszym długoterminowym sposobem leczenia schyłkowej choroby płuc. Rocznie na całym świecie przeprowadza się ponad 4 600 przeszczepów płuc1. Jednak przeszczep płuc ma obecnie znaczne ograniczenia. Po pierwsze, zapotrzebowanie na narządy nadal przyćmiewa dostępnych dawców. Pomimo tego, że od 2012 r. liczba przeszczepów płuc rośnie z roku na rok ze względu na łączne efekty umieszczania na liście kandydatów do przeszczepu, wzrostu liczby dawców i lepszego wykorzystania odzyskanych narządów, śmiertelność na listach oczekujących na przeszczep nie zmniejszyła się znacząco2. Obawy dotyczące jakości narządów stanowią kolejne poważne ograniczenie, przy zgłaszanych wskaźnikach wykorzystania narządów na poziomie zaledwie 20%-30%3,4,5. Wreszcie, trendy w pooperacyjnych wynikach przeszczepu płuc są mniej niż zadowalające, a długoterminowe wyniki przeszczepów i pacjentów nadal pozostają w tyle za innymi przeszczepami narządów litych2.
Rozwijająca się technologia, perfuzja płuc ex situ (ESLP), ma potencjał, aby złagodzić te ograniczenia. ESLP jest coraz częściej stosowana jako metoda oceny i regeneracji brzeżnych płuc dawcy i wykazała akceptowalne krótko- i długoterminowe wyniki po przeszczepieniu płuc dawcy o rozszerzonych kryteriach (ECD<) class="xref">6,7,8,9,10. W związku z tym ESLP zwiększyło wskaźniki wykorzystania w niektórych centrach o 15%-20%6,7,8,9,10,11.
Właściwe badania ESLP wymagają walidacji in vivo wyników in vitro; jednak istnieje ograniczona literatura na temat modeli przeszczepu płuc świń dla ESLP12,13,14,15. Ponadto dostępna literatura nie zawiera wystarczających szczegółów dotyczących postępowania anestezjologicznego u świń rasy Yorkshire do przeszczepu płuc, które mogą być wysoce niestabilne hemodynamicznie12,13,14,15. Stworzenie łatwego do odtworzenia modelu pozwoliłoby na walidację in vivo obecnych strategii ESLP oraz przedkliniczną ocenę różnych interwencji mających na celu zmniejszenie uszkodzenia spowodowanego niedokrwieniem płuc i reperfuzją. Celem niniejszego badania jest opisanie świńskiego modelu allotransplantacji ortotopowego lewego płuca do stosowania z ESLP. Protokół zawiera opisy technik anestezjologicznych i chirurgicznych, niestandardową chirurgiczną listę kontrolną oraz szczegółowe informacje dotyczące rozwiązywania problemów i modyfikacji protokołu. W niniejszej pracy omówiono również ograniczenia i korzyści płynące z modelu przeszczepu lewego płuca świni. Niniejszy manuskrypt nie opisuje procesu pobierania płuc świń u świń rasy Yorkshire o wadze 35-50 kg, ani nie obejmuje zakładania i zakończenia ESLP. Protokół ten dotyczy wyłącznie operacji przeszczepu biorcy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami oraz przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Protokoły zostały zatwierdzone przez instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami Uniwersytetu Alberty. Protokół ten zastosowano u młodych samic świń rasy Yorkshire o wadze 35-50 kg. Świnie są okazami wolnymi od patogenów, przeznaczonymi do kontaktu z żywnością. Są one kupowane w Centrum Badań i Technologii Trzody Chlewnej w Edmonton, AB, Kanada (https://srtc.ualberta.ca). Wszystkie osoby biorące udział w procedurach ESLP przeszły odpowiednie szkolenie w zakresie bezpieczeństwa biologicznego.
1. Przygotowania przedoperacyjne i znieczulenie
UWAGA: Świnie są poszczone przez noc przed operacją przez maksymalny okres 12 godzin.
- Podawać domięśniowo zastrzyki ketaminy (20 mg/kg) i atropiny (0,05 mg/kg) jako premedykację dla świni biorcy na sali operacyjnej.
- Umieść świnię na wznak na podgrzewanym stole operacyjnym, aby utrzymać normotermię i przystąp do indukcji maski.
- Miareczkowanie natężenia przepływu tlenu w zależności od masy ciała zwierzęcia i systemu znieczulającego.
UWAGA: Przepływ tlenu powinien wynosić 20-40 ml/kg. - Podawać izofluran w dawce 4%-5% i zmniejszać do 3% po 1-2 minutach.
- Oceń głębokość znieczulenia, upewnij się, że świnia nie ma odruchu odstawienia w odpowiedzi na szkodliwy bodziec. Powtarzaj co 5 minut.
UWAGA: Jeśli występuje reakcja bólowa, należy zwiększyć procentową dawkę izofluranu, aż do uzyskania odpowiedniej głębokości znieczulenia. Patrz krok 10 w tym rozdziale, aby uzyskać więcej informacji na temat leczenia podtrzymującego z użyciem ketaminy i hydromorfonu. Nie podaje się środków paraliżujących. Pozwala to na ocenę odruchu odstawienia. Szczypanie w nos jest używane jako szkodliwy bodziec. - Zaintubuj świnię, gdy potwierdzona zostanie prawidłowa głębokość znieczulenia. Użyj niestandardowego 10-calowego, płaskiego laryngoskopu i rurki dotchawiczej w rozmiarze 9 lub 10 dla świń o wadze 40-50 kg.
- Umieść sondę pulsoksymetru na języku (preferowane) lub uchu i celuj w nasycenie tlenem powyżej 90%.
UWAGA: Temperatura jest monitorowana za pomocą sondy nosowej. Poduszka grzewcza służy do utrzymania normotermii. - Aby utrzymać znieczulenie, dostosuj przepływ tlenu (20-40 ml/kg) i szybkość wdychania gazu (1%-3%).
- Utrzymuj częstość oddechów na poziomie 12-30 oddechów/min, TV 6-10 ml/kg, PEEP 5 cm H2O i ciśnienie szczytowe 20 cm H2O.
UWAGA: Standardowy respirator nadciśnieniowy typu OIOM służy do tworzenia zamkniętego systemu do znieczulenia i wentylacji. Parametry życiowe są stale monitorowane i rejestrowane w odstępach 15-minutowych. ABG są losowane co 15-60 minut, w zależności od stabilności zwierzęcia. Chociaż telewizory są przeznaczone do 10 ml / kg, osiąga się 6-8 ml / kg. Rysunek 1 przedstawia schematyczny przegląd wentylacji podciśnieniowej (NPV)-ESLP dla protokołu przeszczepu stosowanego w laboratorium. - Ogolić, umyć i aseptycznie przygotować miejsce nacięcia za pomocą jodu powidonu.
UWAGA: Po sedacji ketaminą/atropiną, reżim przeciwbólowy polega na podawaniu 3 mg/kg ketaminy IV co 1 h (zakres 1-3 mg/kg w zależności od parametrów pacjenta) i Hydromorphonu 0,05 mg/kg domięśniowo co 2 godziny przez obwodowo wprowadzoną linię dożylną w żyle ucha. Każdy dłuższy czas między dawkami powoduje przełomową reakcję bólową, taką jak podwyższone tętno i nieprawidłowe wzorce oddychania / ruchy mięśni brzucha.
2. Wstawienie centralnych linii żylnych i tętniczych
- Wprowadzić centralny przewód do podawania płynów i heparyny.
UWAGA: Całkowite podawanie płynów dożylnie oblicza się na 1 ml/kg/h, a bolusy płynowe podaje się PRN w celu utrzymania MAP >60 mmHg. Linia centralna jest również używana do podawania sterydów, antybiotyków, leków wazopresyjnych i inotropów. Zobacz Rysunek 2A dla pozycjonowania linii.- Przygotuj skórę za pomocą roztworu jodu powidonu i pozostaw do całkowitego wyschnięcia. Użyj elektrokoagulacji, aby wykonać 5-8 cm nacięcie w linii środkowej wyśrodkowane nad tchawicą i rozciągające się czaszkowo od wcięcia mostka.
- Podziel skórę i podskórną tkankę tłuszczową za pomocą kauteryzacji.
- Podziel płaszczyznę linii środkowej między mięśniami paska, a następnie podziel warstwy tkanki łącznej, aby zidentyfikować lewy lub prawy pęczek wewnątrznaczyniowy tętnicy szyjnej po bokach tchawicy.
- Uzyskaj proksymalną i dystalną kontrolę żyły szyjnej za pomocą jedwabnych opasek (rozmiar 2-0) jako pętli naczyń.
- Zawiąż opaskę otaczającą czaszkę i cofnij się do góry na bliższym krawacie, aby kontrolować przepływ krwi.
- Wykonaj małe nacięcie w żyle za pomocą nożyczek Metzenbaum (patrz tabela materiałów), aby dostosować się do dwuportowej linii środkowej o długości 7 Fr (~1/3 obwodu naczynia).
- Jednocześnie zwolnij napięcie na pętli bliższego naczynia, kaniuluj żyłę, a następnie zawiąż, aby zabezpieczyć kaniulę w żyle na głębokości 10 cm.
- Przepłucz linię heparyną, podłącz do linii dożylnej z 0,9% normalną solą fizjologiczną i podaj płyn, jeśli świnia jest wyczerpana wewnątrznaczyniowo z powodu odwodnienia.
UWAGA: Heparyna blokuje wszystkie nieużywane porty. - Podawać 500 mg metyloprednizonu i 1 g cefazoliny dożylnie.
- Postępuj zgodnie z tymi samymi technikami, aby kaniulować wspólną tętnicę szyjną za pomocą linii tętniczej 7 Fr w celu dokładnego zarządzania ciśnieniem krwi.
3. Pobranie lewego płuca
- Ustaw świnię w prawej bocznej pozycji odleżynowa.
- Wykonaj torakotomię przednio-boczną lewej strony (Ryc. 2).
- Przygotuj skórę za pomocą roztworu jodu powidonu i pozostaw do całkowitego wyschnięcia. Zaznacz nacięcie torakotomii (20 cm) za pomocą następujących punktów orientacyjnych: użyj badania palpacyjnego, aby zidentyfikować końcówkę lewej łopatki; Podobnie zidentyfikuj wyrostek mieczykowaty poniżej mostka za pomocą badania palpacyjnego. Połącz te dwa elementy, jak pokazano na Rysunek 2B.
- Wstrzyknąć łącznie 10 ml 0,25% bupiwakainy w linię nacięcia i dwie przestrzenie żebrowe powyżej i poniżej nacięcia.
- Użyj elektrokoagulacji, aby wypreparować skórę, warstwy podskórne i warstwy mięśni. Najszerszy grzbietu musi być podzielony. Zidentyfikuj żebro bezpośrednio pod nacięciem i kauteryzuj na górze żebra, aby odsłonić mięśnie międzyżebrowe, unikając międzyżebrowego pęczka nerwowo-naczyniowego.
- Użyj hemostatu komara, aby nakłuć mięśnie międzyżebrowe bezpośrednio nad żebrem, a następnie poczuj wnętrze klatki piersiowej w poszukiwaniu zrostów za pomocą palca. Odepchnij płuco za pomocą ssaka Yankauer lub palca (patrz Tabela materiałów) podczas kauteryzacji wzdłuż górnej krawędzi żebra, aby przedłużyć torakotomię.
- Przedłuż torakotomię do przodu, aż do 1 cala od mostka. Przedłuż torakotomię z tyłu do mięśni przykręgosłupowych.
- Włóż retraktor mostka Cooleya (patrz Tabela materiałów), aby otworzyć torakotomię szeroko (10 cm) (Rysunek 2C). Cofnij płuco, aby odsłonić lewą żyłę półazygotyczną (Rysunek 2D).
- Obwodowo wypreparuj lewą żyłę hemiazygotyczną za pomocą nożyczek Metzenbaum i drobnego Lauera. Owiń naczynie jedwabnymi opaskami, a następnie podwiąż je i przetransekuj (Rysunek 2E). Trzymaj jedwabny krawat na bliższym kikutu, aby zwiększyć kontrolę.
UWAGA: Lauer to zacisk kątowy lub zacisk do celiakii używany do preparowania tkanek. - Wyciąć lewą tętnicę płucną (PA) i lewą żyłę płucną (PV). Owiń żyły jedwabnymi krawatami dla kontroli (Rysunek 2F).
UWAGA: Górne PV są bardzo małe i są podwiązane szwem w punktach rozgałęzień lub wspólnym pniu, w zależności od indywidualnej anatomii. Lewy główny oskrzel pnia jest głęboki do PA i LA (lewy przedsionek), więc czasami nie można go łatwo wypreparować, dopóki tętnica i żyły nie zostaną zaciśnięte i przecięte (Ryc. 2G). - Podawać 5000 jednostek heparyny IV na 5 minut przed zaciśnięciem PA.
UWAGA: Heparyna 5000 jednostek IV jest również podawana 5 minut przed odblokowaniem PA. Na każdą następną godzinę podaje się 1000 jednostek heparyny dożylnie. - Zacisnąć PA (zacisk krzyżowy DeBakey), lewą dolną żyłę płucną (zacisk Satinsky) i lewe oskrzele (zacisk Spoon Potts) indywidualnie (patrz tabela materiałów). Zmniejsz objętość oddechową do 5 ml/kg po zaciśnięciu lewego oskrzela.
- Przeciąć PA, lewą dolną żyłę płucną i lewe oskrzel. Pozostaw co najmniej 0,5 cm mankietu z bibuły do zszycia. Podziel lewe dolne więzadło płucne i usuń lewe płuco.
UWAGA: Lewe płuco można wyrzucić lub zachować do kontrolnej histologii.
4. Zakończenie ESLP, podział lewego płuca i przepłukanie roztworem elektrolitu
- Zacisnąć rurkę wentylacyjną przy maksymalnym wdechu, zakończyć perfuzję i wentylację oraz odłączyć płuca od urządzenia ESLP.
- Zważ płuca, aby określić stopień powstania obrzęku.
UWAGA: Obrzęk to obrzęk tkanek spowodowany gromadzeniem się nadmiaru płynu. - Wykonaj biopsję tkanki płata dodatkowego, podziel go na trzy równe części i umieść po jednym kawałku w każdym z następujących: żel o optymalnej temperaturze cięcia (OCT), formalina i błyskawiczne zamrażanie w ciekłym azocie.
UWAGA: Ten krok jest zwykle wykonywany w laboratorium autora. Próbki są następnie przechowywane do przyszłej analizy: próbki OCT i zamrożone są przechowywane w zamrażarce o temperaturze -80 °C, a próbki przechowywane w formalinie są umieszczane w odpowiednio zamkniętym pojemniku i przechowywane w lodówkach o temperaturze 4 °C. Szczegółowe informacje na temat konkretnego protokołu ESLP i analizy tkanek są opublikowane w innym miejscu16. - Oddziel lewe płuco dawcy od prawego płuca. Pozostaw 1 cm PA dawcy, 1 cm oskrzela dawcy i odpowiedni mankiet LA dawcy (~0,5 cm obwodu) do przyszycia do biorcy LA (Ryc. 2H). Pozostaw lewe dolne PV i lewe górne PV w ciągłości ze ścianą LA dawcy, aby ułatwić późniejsze zespolenia.
- Zważ lewe płuco.
- Kankaniutuj dawcę pozostawionego PA za pomocą przyssawki kroplowej podłączonej do linii dożylnej i przepłucz 500 ml zewnątrzkomórkowego roztworu do konserwacji elektrolitów o niskiej zawartości potasu i dekstranu do przodu przez naczynia krwionośne płuc. Zabezpiecz kaniulę w PA jedwabną opaską podczas spłukiwania i zwolnij po zakończeniu spłukiwania.
UWAGA: Wymienione kroki odnoszą się do konkretnego urządzenia ESLP używanego do tej pracy i mogą nie mieć bezpośredniego zastosowania do innych urządzeń.
5. Przeszczep lewego płuca
- Włóż płuco dawcy do klatki piersiowej biorcy, zaczynając od dolnego płata. Nie wciskaj płuc na siłę.
UWAGA: Dolna klatka piersiowa może wymagać podniesienia do góry, aby pomieścić płuco dawcy poprzez dokręcenie retraktora mostka. Idealnie byłoby, gdyby biorca był o kilka kilogramów większy od dawcy, aby ułatwić dopasowanie rozmiaru. - Najpierw wykonaj zespolenie oskrzelowe za pomocą 4-0 prolenu na igle TF (Rysunek 2I).
UWAGA: Dobrze sprawdza się działające, kompleksowe zespolenie. Przed szyciem przytnij nadmiar długości z dwóch końców zespolenia, aby uniknąć załamań spowodowanych zbędną tkanką. - Wykonaj zespolenie LA jako drugie z 6-0 prolenem na igłach BV-1 za pomocą działającego, kompleksowego zespolenia. Ponownie odetnij nadmiar tkanki, aby uniknąć załamań.
UWAGA: LA jest kruchy i korzysta z małej igły BV-1. Zgryzy poziome u dawcy mogą być wymagane w celu zakupu odpowiedniej tkanki i skorygowania niedopasowania rozmiaru spowodowanego przyszyciem IPV i SPV dawcy do otworu IPV/LA biorcy. - Włączyć SPV dawcy do zespolenia dolnego PV i LA, aby umożliwić drenaż żylny lewego górnego płata płuca (Rysunek 2J).
UWAGA: Żyły płucne górne gałęzi (SPV) mają średnicę mniejszą niż 0,5 cm. Wspólny pień SPV ma zmienną długość i nie występuje rutynowo, co sprawia, że bezpośrednie zespolenie między SPV dawcy i biorcy jest złą opcją. - Uzupełnij zespolenie PA za pomocą 6-0 prolenu na igłach BV-1 za pomocą biegnącego, kompleksowego zespolenia. Ponownie przytnij nadmiar tkanki, aby uniknąć załamań.
- Usuń zacisk oskrzelowy i zwiększ liczbę telewizorów do docelowych 10 ml / kg.
- Potwierdź heparynizację, podaj przesunięcie potasu (40 mg furosemidu, 10 jednostek insuliny, 100 ml 25% roztworu dekstrozy), częściowo otwórz zacisk PA, odwietrz i zawiąż szew PA. Całkowicie zwolnij PA clamp po 10 minutach.
- W międzyczasie odwietrz LA, zawiąż szwy i zdejmij zacisk LA.
- Pobrać gazometrię krwi reperfuzyjnej z linii centralnej i biopsję tkanki reperfuzyjnej z lewego środkowego płata.
UWAGA: Aby wykonać biopsję tkanki, użyj jedwabnego krawata w rozmiarze 0, aby otoczyć 1 cm część wierzchołka środkowego płata, przywiąż, aby usidlić tkankę, a następnie odetnij izolowaną część nożyczkami Metzenbauma. Podziel biopsję na trzy równe części i postępuj zgodnie z wcześniejszym opisem. - Wykonaj bronchoskopię lewego i prawego płuca w celu oceny zespolenia oskrzeli i odessania wydzieliny. Włożyć bronchoskop do rurki dotchawiczej za pomocą adaptera.
- Podłącz lunetę do ssania. Przesuń bronchoskop do lewego oskrzela. Sprawdź zespolenie oskrzelowe (Rysunek 2N). Przesuń lunetę w dół oskrzelików i odessaj płyn. Powtórz po prawej stronie.
UWAGA: Nie pozwól, aby nasycenie tlenem spadło poniżej 90%. Jeśli nasycenie spadnie poniżej tego poziomu, zdejmij lunetę i pozwól świni na kilka minut nieprzerwanej wentylacji na regenerację.
- Podłącz lunetę do ssania. Przesuń bronchoskop do lewego oskrzela. Sprawdź zespolenie oskrzelowe (Rysunek 2N). Przesuń lunetę w dół oskrzelików i odessaj płyn. Powtórz po prawej stronie.
- Włóż rurkę do klatki piersiowej z tworzywa ciągliwego o stężeniu 20 Fr (Rysunek 2L), zamknij torakotomię w trzech warstwach ( Figura 2M) i połóż świnię, gdy tylko gazometria krwi tętniczej (ABG) ustabilizuje się (Rysunek 2O).
- Monitoruj świnię przez 4 godziny w pozycji leżącej. Wykonuj analizę ABG co 30 minut. Podawać 1000 jednostek heparyny co godzinę po reperfuzji.
- Pobieraj 10 ml próbki krwi co godzinę do wirowania i analizy 16.
UWAGA: Parametry wirowania są szczegółowo opisane później.
- Pobieraj 10 ml próbki krwi co godzinę do wirowania i analizy 16.
6. Ocena izolowanego lewego płuca
- Ułóż świnię na plecach i ponownie przygotuj mostek za pomocą roztworu jodu powidonu. Wykonaj sternotomię w linii środkowej w celu końcowej oceny izolowanego lewego płuca (Rysunek 2P).
- Otworzyć lewą opłucną za pomocą nożyczek Metzenbauma i pobrać biopsję tkanki z lewego dolnego płata, jak opisano wcześniej (UWAGA do kroku 5.9).
- Otwórz płat dodatkowy opłucnej i wypreparuj żyłę wspólną za pomocą nożyczek Metzenbaum.
UWAGA: Zostanie to zaciśnięte później. - Pobrać próbkę krwi z zespolenia LA za pomocą igły 21 G. Skieruj igłę w stronę lewej żyły płucnej i z dala od wspólnego lewego przedsionka lub pnia płata dodatkowego.
- Otwórz prawą opłucną, aby zrobić miejsce na prawe zaciski wnękowe (patrz Tabela materiałów). Wypreparuj prawe dolne więzadło płucne aż do wnęki. Upewnij się, że zacisk można umieścić wokół wnęki powyżej, niżej i z przodu.
UWAGA: Gwarantuje to, że wnęka jest niedrożna, a całe natlenienie jest zależne od lewego płuca. Prawe płuco nie będzie w tym czasie wentylowane, co powinno być widoczne po braku napompowania/opróżnienia przy oddychaniu respiratorem. W tym celu prawy dolny płat można podnieść z klatki piersiowej .
- Zacisnąć żyłę płata akcesorium za pomocą zacisku krzyżowego aorty DeBakeya (patrz Tabela materiałów), aby zablokować drenaż dodatkowego płata do LA (Rysunek 2Q).
- Zacisnąć prawą kość skokową i pobrać następujące seryjne próbki krwi z lewego zespolenia PV za pomocą igły 21 G skierowanej w stronę lewego płuca: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min i 10 min po zaciśnięciu.
UWAGA: Pobiera się pięć próbek w celu monitorowania dowolnego trendu ciśnienia parcjalnego tlenu (PaO2) (Rysunek 2R). PaO2 powinien pozostać względnie stabilny, aby reprezentować prawidłową czynność lewego płuca. Pięć próbek zapewnia również gwarancję oceny jakości, jeśli wystąpi problem z krzepnięciem jakichkolwiek próbek lub pojawi się problem z analizą ABG. - Przeciąć zespolenia i usunąć lewe płuco. Przetransektuj IVC, aby przyspieszyć eutanazję pod narkozą poprzez wykrwawienie.
UWAGA: Całkowity czas znieczulenia dla świni biorcy wynosi 8 godzin. - Zważ płuco dawcy, aby ocenić powstawanie obrzęku i sprawdź je pod kątem ogólnego wyglądu. Sprawdź PA, oskrzela i mankiet LA pod kątem oznak zakrzepu lub innej patologii w płucu dawcy i śródpiersiu biorcy.
- Przeprowadzić końcowe analizy gazów, odwirować próbki perfuzatu i przechowywać biopsje tkanek zgodnie z wcześniejszym opisem (UWAGA do kroku 4.3).
UWAGA: Ustawienia wirowania to: 112 x g, 9 przyspieszenie, 9 opóźnienie, 4 °C i czas trwania 15 minut.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wszystkie wyniki przedstawiono w kontekście 4 h reperfuzji po 12 h NPV-ESLP16. Podczas eksplantacji płuca można spodziewać się kilku wyników klinicznych (Rysunek 3). Zazwyczaj świnia pozostaje hemodynamicznie stabilna po pomyślnej eksplantacji lewego płuca, lecz może wymagać wlewu niskiej dawki fenylefryny (zakres dawkowania: 2-10 mg/h) ze względu na naczyniowo-rozszerzeniową odpowiedź na zabieg chirurgiczny. Docelowa częstość akcji serca powinna wynosić około 100-120...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W tym protokole zaangażowanych jest kilka krytycznych etapów chirurgicznych, a rozwiązywanie problemów jest konieczne, aby zapewnić pomyślny przeszczep i ocenę płuc. Płuca młodocianych świń są niezwykle delikatne w porównaniu z płucami dorosłego człowieka, dlatego chirurg operujący musi zachować ostrożność podczas obchodzenia się z płucami świń. Jest to szczególnie ważne po 12-godzinnym cyklu ESLP, ponieważ narząd nabierze objętości płynu i będzie podatny na urazy spowodowane nadmierną manipulacją. Każde nadmierne ciśnie...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
DHF posiada patenty na technologię i metody perfuzji narządów ex situ . DHF i JN są założycielami i głównymi udziałowcami Tevosol, Inc.
Podziękowania
Te badania są finansowane w imieniu Fundacji Szpitala Uniwersyteckiego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| ABL 800 FLEX Analizator parametrów krytycznych | Radiometr | 989-963 | |
| Filtr elektrostatyczny dla dorosłych i dzieci HME - Mały | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Płuca Retraktor | Pilling | 341679 | |
| Filtr tętniczy | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Zacisk do ręczników Backhaus | Pilling | 454300 | |
| Surowica bydlęca Albumina | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoskopowe | |||
| opaski kablowe – Biały 12" | HUASU International | HS4830001 | |
| Chlorek wapnia | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Retracter mostkowy | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Kleszcze | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Preparowanie | Pilling | 342202 | |
| Nożyczki | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Zacisk naczyń obwodowych | Pilling | 353535 | |
| Debakey Proste kleszcze do tkanek naczyniowych | Pilling | 351808 | |
| D-glukoza | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| przyssawką | |||
| 9,0 mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Przetwornik | przepływuBIO-PROBE | TX 40 | |
| Pompa infuzyjna | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Natleniacz membranowy z pustych włókien | SORIN GRUPA | K190690 | |
| Złącze rurki przechwytującej 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Rurka przechwytująca 1/4" x 1/16" x 8'Medtronic | 3108 | ||
| Rurka przechwytująca 3/8" x 3/32" x 6'Medtronic | 3506 | ||
| Laryngoskop | N/A | N/A | Wykonany na zamówienie z 10-calowym ostrzem |
| Nożyczki preparacyjne Metzenbaum | Pilling | 460420 | |
| Medyczny zbiornik tlenu | Praxair | 2014408 | |
| Medyczny zbiornik azotu | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Rurka ssąca | do pillingu | 162212 | |
| Fosforan potasu | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Skala | TANITA | KD4063611 | |
| Silikonowa membrana nośna | Tevosol | ||
| Wodorowęglan sodu | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Chlorek sodu 0,9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Piła mostkowa | Stryker | 6207 | |
| Chirurgiczne urządzenie do elektrokoagulacji | Kls Martin | ME411 | |
| Przetwornik ciśnienia TruWave | Edwards | VSYPX272 | |
| Dwukanałowy cewnik do żyły centralnej 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Zacisk | do rurek VorsePilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retracting | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Rura ssąca | pillingu | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Zielony 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27" | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18" | Nici ETHICON | J702D | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" ETHICON | SA77G | ||
| 4-0 PROLENE Blue TF 1x24" | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blue BV 2x30" | ETHICON | M8776 | |
| o rozmiarze 21 |
Bibliografia
- Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
- Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
- Kotecha, S., et al. Continued successful evolution of extended criteria donor lungs for transplantation. The Annals of Thoracic Surgery. 104 (5), 1702-1709 (2017).
- Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-44 (2014).
- Sage, E., et al. Lung transplantation from initially rejected donors after ex vivo lung reconditioning: The french experience. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 46 (5), 794-799 (2014).
- Valenza, F., et al. Extracorporeal lung perfusion and ventilation to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transplantation Proceedings. 44 (7), 1826-1829 (2012).
- Fildes, J. E., et al. Clinical outcome of patients transplanted with marginal donor lungs via ex vivo lung perfusion compared to standard lung transplantation. Transplantation. 99 (5), 1078-1083 (2015).
- Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (5), 1200-1206 (2012).
- Clark, S. C., et al. A new porcine model of reperfusion injury after lung transplantation. Laboratory Animals. 33, 135-142 (1999).
- Karimi, A., et al. Technical pearls for swine lung transplantation. Journal of Surgical Research. 171, 107-111 (2011).
- Kruger, M., et al. Porcine pulmonary auto-transplantation for ex vivo therapy as a model for new treatment strategies. Interactive CardioVascular and Thoracic Surgery. 23, 358-366 (2016).
- Mariscal, A., et al. Pig lung transplant survival model. Nature Protocols. 13, 1814-1828 (2018).
- Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
