Pokazujemy, jak ustanowić mysi model implantacji korzenia płucnego do aorty zstępującej, aby symulować procedurę Rossa. Model ten umożliwia średnio- i długoterminową ocenę przebudowy autoprzeszczepu płucnego w pozycji systemowej, stanowiąc podstawę do opracowania strategii terapeutycznych wspierających jego adaptację.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model operacji Rossa u gryzoni: implantacja syngenicznego przeszczepu tętnicy płucnej w pozycji ogólnoustrojowej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Operacja Rossa w chorobie zastawki aortalnej zyskała nowe zainteresowanie dzięki znakomitym długoterminowym wynikom. Niemniej jednak, w przypadku zastosowania jako samodzielnej wymiany korzeni, opisano możliwe rozszerzenie autoprzeszczepu płucnego i późniejszą niedomykalność zastawki aortalnej. Zaproponowano kilka modeli zwierzęcych. Są one jednak zwykle ograniczone do modeli ex-vivo lub eksperymentów in vivo na stosunkowo drogich dużych modelach zwierzęcych. W tym badaniu staraliśmy się ustalić model implantacji przeszczepu tętnicy płucnej (PAG) w pozycji systemowej u gryzoni. W sumie uwzględniono 39 dorosłych szczurów Lewisa. Bezpośrednio po eutanazji pobrano korzeń płucny od zwierzęcia dawcy (n=17). Szczury biorcze (n=17) i pozorowane (n=5) były uspokojone i wentylowane. W grupie biorców PAG wszczepiono zespolenie end-to-end w podnerkowym położeniu aorty brzusznej. Szczury operowane pozorowo przechodziły jedynie przecięcie i ponowne zespolenie aorty. Zwierzęta obserwowano seryjnymi badaniami ultrasonograficznymi przez dwa miesiące i pośmiertną analizą histologiczną. Mediana średnicy PAG w pozycji natywnej wynosiła 3,20 mm (IQR=3,18-3,23). W obserwacji mediana średnicy PAG wynosiła 4,03 mm (IQR=3,74-4,13) po 1 tygodniu, 4,07 mm (IQR=3,80-4,28) po 1 miesiącu i 4,27 mm (IQR=3,90-4,35) po 2 miesiącach (p<0,01). Szczytowa prędkość skurczowa wynosiła 220,07 mm/s (IQR=210,43-246,41) po 1 tygodniu, 430,88 mm/s (IQR=375,28-495,56) po 1 miesiącu i 373,68 mm/s (IQR=305,78-429,81) po 2 miesiącach (p=0,02) i nie różniła się od grupy operowanej pozorowanej pod koniec eksperymentu (p=0,5). Analiza histologiczna nie wykazała żadnych oznak zakrzepicy śródbłonka. Badanie to wykazało, że modele gryzoni mogą pozwolić na ocenę długotrwałej adaptacji korzenia płucnego do systemu wysokiego ciśnienia. Systemowo umiejscowiona implantacja syngenicznego PAG stanowi prostą i wykonalną platformę do opracowywania i oceny nowych technik chirurgicznych i terapii lekowych w celu dalszej poprawy wyników operacji Rossa.
Wprowadzenie
Wrodzone zwężenie zastawki aortalnej to podgrupa wrodzonych wad serca charakteryzujących się niedrożnością drogi lewej komory, w której zmiana znajduje się na poziomie zastawkowym. Wada rozwojowa występuje u około 0,04-0,38 na 1000 żywych urodzeń1.
Dostępne opcje korekty są liczne, a każda z nich ma swoje zalety i wady. Dla pacjentów kwalifikujących się do korekcji dwukomorowej2, podejście może być ukierunkowane na naprawę zastawki (przezskórna lub chirurgiczna walwulotomia) lub jej wymianę3. Ta ostatnia jest preferowana, gdy zastawka aortalna jest uważana za nie do uratowania; Jednak dostępne opcje są ograniczone dla pacjentów pediatrycznych. Rzeczywiście, bioprotezy zastawek nie są wskazane do wymiany aorty w młodej populacji ze względu na ich wczesne zwapnienie4. Z drugiej strony, zwyrodnienie zastawek mechanicznych jest znacznie wolniejsze, ale wymagają one terapii przeciwzakrzepowej przez całe życie5. Ponadto głównym ograniczeniem tych protez jest brak potencjału wzrostu, który predysponuje pacjentów do dodatkowych ponownych interwencji.
Interesującą opcją terapeutyczną w populacji pediatrycznej jest przeniesienie autoprzeszczepu płucnego do pozycji aortalnej o nazwie "operacja Rossa". W takim przypadku zastawka płucna jest następnie zastępowana homoprzeszczepem (Rysunek 1)6. Procedura ta może stanowić najlepszy wybór chirurgiczny dla dzieci, ponieważ autoprzeszczep płucny zachowuje swój potencjał wzrostu i nie niesie ze sobą ryzyka związanego z terapią przeciwzakrzepową przez całe życie. Co więcej, procedura Rossa może być bardzo przydatna również u młodych dorosłych, aby uniknąć mechanicznej lub biologicznej zastawki, mając potencjał, aby stać się najlepszym rozwiązaniem chirurgicznym.
Wyniki po wymianie zastawki aortalnej na autoprzeszczep płucny są doskonałe, z przeżyciem większym niż 98% i dobrymi długoterminowymi wynikami7. Badania literaturowe wskazują na 93% i 90% brak konieczności wymiany homograftu płucnego odpowiednio w wieku 4 i 12 lat8.
Głównym ograniczeniem tej procedury jest tendencja autoprzeszczepu do rozszerzania się w długim okresie, zwłaszcza gdy jest stosowany jako wolnostojący zamiennik korzenia. Może to spowodować niewydolność zastawkową, która może wymagać ponownej interwencji. Rzeczywiście, najdłuższe badanie kontrolne przeprowadzone do tej pory wykazało brak reoperacji w celu wymiany autoprzeszczepu na poziomie 88% po 10 latach i 75% po 20 latach9.
Możliwość odtworzenia operacji Rossa w warunkach eksperymentalnych stanowi podstawowy warunek wstępny do zbadania podstawowego mechanizmu adaptacji autoprzeszczepu płucnego do ciśnienia ogólnoustrojowego. W przeszłości zaproponowano kilka modeli. Są one jednak zwykle ograniczone do eksperymentów ex-vivo lub modeli zwierzęcych in vivo ze stosunkowo drogimi dużymi zwierzętami. W tym badaniu staraliśmy się ustalić model implantacji przeszczepu tętnicy płucnej (PAG) u gryzoni w pozycji ogólnoustrojowej, jako korzeń wolnostojący.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Padwie (OPBA, numer protokołu nr 55/2017) i zatwierdzone przez włoskie Ministerstwo Zdrowia (Autoryzacja nr 700/2018-PR), zgodnie z Dyrektywą Unii Europejskiej 2010/63/UE i włoską ustawą 26/2014 o opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych.
1. Opieka nad zwierzętami i model eksperymentalny
- Upewnij się, że wszystkie szczury Lewisa pochodzą z jednej firmy (tabela materiałów). Utrzymuj szczury w konwencjonalnych obiektach ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody.
- Upewnij się, że waga szczurów waha się od 320-400 g dla grupy biorcy i 200-250 g dla grupy dawców.
2. Protokół przedoperacyjny
UWAGA: Wszystkie operacje muszą być wykonywane w czystych warunkach. Użyj samców i samic dorosłych szczurów Lewisa jako biorców i dawców, aby wykonać przeszczep syngeniczny.
- Wykonać dootrzewnowe wstrzyknięcie tramadolu (5 mg/kg) 15 minut przed zabiegiem.
- Pojedynczą dawkę gentamycyny należy podać domięśniowo (5 mg/kg) bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym.
- W celu indukcji znieczulenia należy dostarczyć 4% sewofluranu w 1 l/min tlenu do komory poli(metakrylanu metylu), w której umieszcza się zwierzę. Do podtrzymania znieczulenia należy stosować 2,0-2,5% sewofluranu w 1 l/min tlenu przez cały czas trwania zabiegu.
- Ogol zwierzę wzdłuż linii środkowej na szerokość 2 cm od mostka do 1 cm powyżej okolicy narządów płciowych za pomocą brzytwy. Następnie wysterylizuj skórę roztworem jodu.
- Aby zapobiec zamoczeniu zwierzęcia i zapobiec rozpraszaniu ciepła podczas zabiegu, należy przykryć zwierzę przezroczystą folią z tworzywa sztucznego.
- Oceń poziom znieczulenia przed wykonaniem zabiegu, oceniając brak reakcji na szkodliwy bodziec.
3. Operacja dawcy
- Preparat dla zwierząt i serca:
- Umieść znieczulone zwierzę na tacy korkowej stroną ogonową skierowaną w stronę chirurga. Wykonaj nacięcie xipho-łonowe o długości około 5-6 cm i cofnij na boki dwa płaty mięśniowo-skórne.
- Podać objętość 1 ml roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C zawierającego 500 j.m. heparyny przez żyłę główną jamy brzusznej.
- Po 1 minutach przetnij przeponę od lewej do prawej i wykonaj torakotomię przednią, aby odsłonić serce.
- Ostudzić bijące serce, skrapiając roztworem soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C.
- Wykonaj perikardiektomię i tymektomię, aby uzyskać pełny widok łuku aorty. Usuń pozostałe tkanki tłuszczowe otaczające aortę.
- Przeciąć na łuku, tuż nad początkiem tętnicy bezimiennej; przeciąć również tę ostatnią.
- Przeciąć żyłę główną piersiową dolną (IVC) i wprowadzić kaniulę 22 G, aby wstrzyknąć do serca 20-25 ml roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C, wywierając lekki nacisk. Przerwij perfuzję, gdy serce przestanie bić, a przepływ z aorty stanie się czysty.
- Eksplantat PAG:
UWAGA: Dokładne pobranie i delikatne obchodzenie się z PAG jest niezbędne do osiągnięcia optymalnej implantacji u biorcy. Nie dotykaj go bezpośrednio instrumentami, zamiast tego używaj bawełnianych wacików.- Wykonaj badanie ultrasonograficzne, aby ocenić średnicę PA w jej naturalnym położeniu.
- Włóż mikroszczypce pod tylną ścianę naczynia i przytnij je za pomocą mikronożyczek jak najbliżej jego rozwidlenia, aby zmaksymalizować długość PAG.
- Delikatnie przytrzymaj PA za pomocą mikrokleszczyków z pierścieniem i oddziel go od prawej komory za pomocą nożyczek z mikrosprężyną. Zbierz PAG, w tym trochę mięśnia prawej komory.
- Przygotowanie PAG:
- Umieść PAG na gazie zwilżonej zimną solą fizjologiczną na stole operacyjnym i sprawdź naczynie pod mikroskopem operacyjnym.
- Przetnij wszelkie obfite otaczające tkanki, pozostawiając tylko 1 mm mięśnia komorowego. Ustaw długość naczynia na 5 mm.
4. Implantacja przeszczepu tętnicy płucnej (PAG)
- Przygotowanie zwierzęcia biorcy:
- Umieść znieczulone zwierzę na tacy korkowej stroną ogonową skierowaną w stronę chirurga.
- Wykonaj środkowe nacięcie podłużne i użyj dwóch mini retraktorów, aby utrzymać brzuch otwarty.
- Pobrać jelita za pomocą dwóch wacików i przykryć je gazą nasączoną solą fizjologiczną o temperaturze 39 °C, co pozwala na uwidocznienie obszaru zaotrzewnowego z ekspozycją podnerkowej aorty brzusznej (AA).
UWAGA: Podczas zabiegu ważne jest, aby od czasu do czasu zwilżać jelita za pomocą strzykawki zawierającej sól fizjologiczną o temperaturze 39 °C, aby zapobiec hipotermii, krytycznemu stanowi powszechnemu u gryzoni .
- Usuń tylną otrzewną ciemieniową między dwiema tętnicami nerkowymi i rozwidleniem biodrowym za pomocą dwóch bawełnianych wacików i usuń tkankę tłuszczową wokół AA podnerkowego. Pozostawić tylko niewielką porcję tłuszczu powyżej AA, aby ułatwić obsługę na naczyniu.
- Oddziel AA od IVC. Aby wykonać tę procedurę, najpierw przełóż zakrzywione kleszcze za tylną ścianą aorty i użyj ich do otwarcia przejścia między AA i IVC. Następnie użyj jedwabnego szwu 2-0, aby utworzyć pętlę wokół AA, aby podnieść naczynie i oddzielić AA od IVC. Podwiązać dowolną tętnicę lędźwiową wychodzącą z podnerkowej AA za pomocą jedwabnego szwu 6/0 i podzielić ją.
- Obróć zwierzę o 90° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, kładąc głowę po lewej stronie operatora. AA leżało teraz poziomo w mikroskopijnym polu.
- Użyj dwóch klipsów Yasargil, aby zacisnąć podnerkowe AA i umieść je w odległości 1,5 cm od siebie. Przetransektuj AA w środku między dwoma klipami.
- Przepłukać dwa końce naczyń heparyną (1 UI/ml) w roztworze soli fizjologicznej, aby usunąć wszelkie skrzepy. Usuń wszelkie zanieczyszczenia przypadkowe z naczyń.
- Implantacja PAG:
- Umieść PAG między dwoma końcami, tak aby koniec komory był skierowany w stronę części czaszki zwierzęcia.
- Użyj nici polipropylenowej 10-0, aby wykonać dwa charakterystyczne pojedyncze szwy łączące PG z AA. Zabieg należy wykonać na obu końcach PAG, zakładając szew po przeciwnych stronach obwodu naczynia.
- Wykonaj zespolenie end-to-end między PAG i AA, zaczynając od dystalnego końca. Użyj jednego z dwóch końców dystalnego szwu punktu orientacyjnego do zespolenia tylnego, używając sekwencji od biorcy do przeszczepu od wewnątrz/do przeszczepu, aby wykonać szew biegnący składający się z około sześciu szwów.
- Gdy szew dotrze do bliższego punktu orientacyjnego, wykonaj podwójny półzaczep zakończony kwadratowym węzłem za pomocą szwu i jednego z dwóch końców proksymalnego szwu punktu orientacyjnego. Zastosuj gumowe kleszczyki do komarów do szwów, aby zapewnić przyczepność.
- Wykonaj to samo zespolenie na przedniej ścianie. Całą procedurę należy przeprowadzić na bliższym końcu PAG. Zachowaj szczególną ostrożność podczas wykonywania zespolenia proksymalnego, aby uniknąć włączenia jakiejkolwiek ulotki do linii szwów.
- Najpierw zwolnij dystalny zacisk, aby PAG został wypełniony krwią wsteczną (przepływ pod niskim ciśnieniem) w celu sprawdzenia zespolenia. Napraw wyciek krwi za pomocą jednego szwu. Po ocenie zespolenia dystalnego należy wykonać tę samą procedurę na bliższym końcu.
- Końcowe etapy operacji na biorcy:
- Oceń drożność PAG i nałóż dwa paski gąbki żelatynowej na linie szwów po obu stronach PAG (jeśli to konieczne). Wywieraj delikatny nacisk przez kilka sekund za pomocą dwóch bawełnianych wacików, aby wspomóc hemostazę.
- Przenieś jelita do jamy brzusznej i zamknij ściany polipropylenowym szwem biegowym 4/0.
5. Procedura pozorowana
- Wykonać identyczne przygotowanie zwierzęcia, jak wcześniej zilustrowane dla szczurów biorców.
- Przeciąć podnerkowe AA, w połowie drogi między nerką a początkiem tętnic biodrowych.
- Ponownie przybliżyć dwa końce AA za pomocą zespolenia typu end-to-end, jak opisano wcześniej. Usuń dwa klipsy i wykonaj dokładną procedurę hemostazy.
- Zmień położenie jelit i zamknij ścianę brzucha warstwami, tak jak w przypadku zwierząt biorców.
6. Opieka pooperacyjna i obserwacja
- Podawać ciepły roztwór soli fizjologicznej (5 ml) do tkanki podskórnej grzbietu zwierzęcia w celu nawodnienia. Umieść szczura pod lampą grzewczą i monitoruj go wizualnie aż do przebudzenia, które zwykle trwa do 5 minut po zatrzymaniu znieczulenia. Umieścić zwierzę w klatce o temperaturze pokojowej 22–24 °C, z natychmiastowym i nieograniczonym dostępem do pożywienia i wody.
- Tramadol (5 mg/kg) należy podawać domięśniowo w celu znieczulenia pooperacyjnego dwa razy dziennie przez pierwsze 48 godzin po zabiegu. Następnie należy codziennie i regularnie monitorować stan zdrowia i masę ciała biorcy.
- Obserwacja: Podczas obserwacji należy wykonać seryjne badania ultrasonograficzne po tygodniu, miesiącu i dwóch miesiącach, aby ocenić funkcję PAG. Podczas tych badań zmierz średnicę naczynia, szczytową prędkość skurczową (PSV) i prędkość końcoworozkurczową. Zmierz te parametry wewnątrz PAG oraz na poziomie proksymalnego i dystalnego AA.
- Po dwóch miesiącach obserwacji należy poddać zwierzęta eutanazji poprzez zastosowanie CO2 przez kilka minut, a następnie eksplantację PAG, która zostanie poddana analizie histopatologicznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W badaniu wzięło udział łącznie 39 dorosłych szczurów szczepu Lewis: 17 zwierząt posłużyło jako dawcy PAG, 17 jako biorcy i 5 jako grupa operowana pozornie (grupa kontrolna) (Tabela 1). Samce stanowiły 22 osobniki (56%), a samice 17 (44%); te ostatnie zostały wykorzystane wyłącznie w grupie dawców.
Podczas operacji nie wystąpiły żadne zdarzenia śmiertelne, a przeżywalność wyniosła 100%. W okresie obserwacji dwa zwierzęta z grupy przeszczepionej zginęły, odpowiednio w 12. i 51....
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Wymiana zastawki aortalnej na autologiczny korzeń płucny (operacja Rossa) stanowi atrakcyjną opcję naprawy wrodzonego zwężenia zastawki aortalnej ze względu na korzystny profil i potencjalny wzrost autoprzeszczepu10. Głównym ograniczeniem tej procedury jest potencjalne poszerzenie zastawki nowotworowej aorty, co predysponuje do rozwoju długotrwałej niedomykalności. Możliwość scharakteryzowania modyfikacji tętnicy płucnej po ekspozycji na ciśnienie ogólnoustrojowe może stanowić podstawę do zrozumie...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Badanie zostało sfinansowane ze zintegrowanego budżetu na badania międzywydziałowe (BIRD) 2019.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% Chlorek Sodu | Monico SpA | AIC 030805105 | Dwie butelki po 100 ml. Zimny (4° C) do płukania narządu do pobierania; Ciepły (39° C) do nawilżania i nawadniania biorcy |
| 7,5% Powidon-Jod | B Braun | AIC 032151211 | |
| Barraquer | Aesculap | FD 232R | Prosty uchwyt mikroigłowy do zespoleń naczyniowych |
| Uchwyt na igłę Castroviejo | Niedostępny | J 4065 | Aby zamknąć |
| zwierzę Kleszcze do nakładania klipsów | Rudolf Medical | RU 3994-05 | Do aplikacji klipsa |
| Waciki bawełniane | Johnson & Johnson Medical SpA | N/A | Produkt z supermarketu. Sterylizowane |
| Zakrzywione mikro kleszczyki jubilerskie | Rudolf Medical | RU 4240-06 | Służy do wprowadzania szwów pod wazonami. |
| Krem do depilacji | RB healthcare | N/A | Produkt z supermarketu |
| Maszyna do elektrokoagulacji | LED SpA | Surton 200 | |
| Cienkie nożyczki | Rudolf Medical | RU 2422-11 | Do otwierania brzucha (biorca) |
| Zakrzywione mikronożyczki Vannas z cienką końcówką | Aesculap | OC 497R | Tylko do przygotowania korzenia płucnego, wytnij wazony lędźwiowe i 10/0 Prolene |
| Fluovac Isoflurane/Halotane Scavanger unit | Harvard Apparatus Ltd | K 017041 | Kompletny zestaw składający się z urządzenia do znieczulenia, rurki anestezjologicznej, komory indukcyjnej i zgarniacza z filtrem wchłanialnym |
| Gentamycyna | MSD Italia Srl | AIC 020891014 | Antybiotyk. Pojedyncza dawka, 5 mg/kg domięśniowo, podawana podczas zabiegu chirurgicznego |
| Heparyna | Pharmatex Italia Srl | AIC 034692044 | 500 j.m. do żyły głównej biorcy |
| Cewnik dożylny | Smiths Medical Ltd | 4036 | 20G |
| Strzykawka insulinowa, 1 ml | Fisher Scientific | 14-841-33 | Do wstrzykiwania heparyny zwierzęciu zbierającemu i przepłukiwania podzielonej aorty u biorcy |
| Kleszczyki bipolarne jubilerskie | GIMA SpA | 30665 | końcówka 0,25 mm. Do elektrokoagulacji bardzo małych wazonów |
| Szczury Lewisa (LEW/HanHsd) | Envigo RMS SRL, San Pietro al Natisone, Udine, Włochy | 86104M | Samiec lub samica, o wadze 200-250 g (zwierzęta zbierające korzenie płucne) i 320-400 g (biorcy) |
| Micro-Mosquito | Rudolf Medical | RU 3121-10 | W liczbie czterech, z końcówkami pokrytymi silikonową rurką. Aby utrzymać przyczepność szwu Prolene podczas zespolenia |
| Mikroskop operacyjny | Leica Microsystems | M 400-E | Używany z wymiennymi powiększeniami 6x, 10x i 16x podczas procedury |
| Jedwab Perma-Hand 2-0 | Johnson & Johnson Medical SpA | C026D | Aby podnieść aortę |
| Wazelina maść okulistyczna | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Prolene 10-0 | Johnson & Johnson Medical SpA | W2790 | Bardzo cienki niewchłanialny szew, z okrągłą igłą BV75-3, do zespoleń naczyniowych |
| Retraktory | Nie | dotyczy Nie dotyczy | Dwa domowe zwijacze |
| Mikrokleszczyki z końcówką pierścieniową | Rudolf Medical | RU 4079-14 | Do delikatnej manipulacji |
| Sevoflurane | AbbVie Srl | AIC 031841036 | Zmieszany z tlenem, do znieczulenia |
| wziewnegoMikronożyczki sprężynowe | Rudolf Medical | RU 2380-14 | Proste; 14 cm długości |
| Standardowe klipsy do tętniaków | Rudolf Medical | RU 3980-12 | Dwa klipsy (7,5 mm; 180 g; 1,77 N) do zamykania aorty |
| Sterylna gaza z włókniny | Luigi Salvadori SpA | 26161V | 7,5x7,5 cm, cztery warstwy |
| Nożyczki proste Doyen | Rudolf Medical | RU/1428-16 | Do użytku dawcy |
| Kleszczyki jubilerskie proste mikro | Rudolf Medical | RU 4240-04 | o długości 10,5 cm. Stosować przez całe zespolenie: |
| Strzykawki: | Artsana SpA | , N/A | 20 ml (dla zwierzęcia zbierającego) i 5 ml (dla biorcy). Do płukania i zanurzania soli fizjologicznej |
| TiCron 4-0 | Covidien | CV-331 | Do zamykania mięśni i skóry |
| Kleszcze do tkanek V. Mueller | McKesson | CH 6950-009 | Stosowany do skóry i mięśni |
| Tramadol | SALF SpA | AIC 044718029 | Przeciwbólowy. Pojedyncza dawka, 5 mg/kg domięśniowo |
| jedwab z pierwszego tłoczenia 8-0 | Johnson & Johnson Medical SpA | W818 | Do podwiązania gałęzi tętniczej |
Bibliografia
- Botto, L. D., Correa, A., Erickson, J. D. Racial and temporal variations in the prevalence of heart defects. Pediatrics. 107 (3), 32(2001).
- Vergnat, M., et al. Aortic stenosis of the neonate: A single-center experience. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (1), 318-326 (2019).
- Hraška, V., et al. The long-term outcome of open valvotomy for critical aortic stenosis in neonates. The Annals of Thoracic Surgery. 94 (5), 1519-1526 (2012).
- Kaza, A. K., Pigula, F. A. Are bioprosthetic valves appropriate for aortic valve replacement in young patients. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 19 (1), 63-67 (2016).
- Myers, P. O., et al. Outcomes after mechanical aortic valve replacement in children and young adults with congenital heart disease. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (1), 329-340 (2019).
- Donald, J. S., et al. Ross operation in children: 23-year experience from a single institution. The Annals of thoracic surgery. 109 (4), 1251-1259 (2020).
- Khwaja, S., Nigro, J. J., Starnes, V. A. The Ross procedure is an ideal aortic valve replacement operation for the teen patient. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. , 173-175 (2005).
- Elkins, R. C., Lane, M. M., McCue, C. Ross operation in children: late results. The Journal of Heart Valve Disease. 10 (6), 736-741 (2001).
- Chambers, J. C., Somerville, J., Stone, S., Ross, D. N. Pulmonary autograft procedure for aortic valve disease: long-term results of the pioneer series. Circulation. 96 (7), 2206-2214 (1997).
- Mazine, A., et al. Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).
- Sengupta, P. The laboratory rat: Relating its age with humans. International Journal of Preventive Medicine. 4 (6), 624-630 (2013).
- Ashfaq, A., Leeds, H., Shen, I., Muralidaran, A. Reinforced ross operation and intermediate to long term follow up. Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1219-1223 (2020).
- Vida, V. L., et al. Age is a risk factor for maladaptive changes of the pulmonary root in rats exposed to increased pressure loading. Cardiovascular Pathology: The Official Journal of the Society for Cardiovascular Pathology. 21 (3), 199-205 (2012).
- Nappi, F., et al. An experimental model of the Ross operation: Development of resorbable reinforcements for pulmonary autografts. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (4), 1134-1142 (2015).
- Vanderveken, E., et al. Mechano-biological adaptation of the pulmonary artery exposed to systemic conditions. Scientific Reports. 10 (1), 2724(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
