Artykuł metodologiczny

Akustoforeza mikroprzepływowa do przepływowego rozdzielania bakterii Gram-ujemnych za pomocą kulek powinowactwa aptamerowego

DOI:

10.3791/63300

⸱

17 października 2022

 ,  ,  , 
1Department of Digital Anti-Aging Health Care, Inje University, 2Micro device Lab Co., Ltd, 3Biohealth Products Research Center (BPRC), Inje University, 4Department of Biomedical Engineering, Inje University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje wytwarzanie i działanie mikroprzepływowych chipów akustoforetycznych przy użyciu techniki akustoforezy mikroprzepływowej i mikrogranulek modyfikowanych aptamerem, które mogą być używane do szybkiej, efektywnej izolacji bakterii Gram-ujemnych z pożywki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje wytwarzanie i działanie mikroprzepływowych chipów akustoforetycznych przy użyciu techniki akustoforezy mikroprzepływowej i mikrogranulek modyfikowanych aptamerami, które mogą być używane do szybkiej i efektywnej izolacji bakterii Gram-ujemnych z pożywki. Metoda ta zwiększa skuteczność separacji przy użyciu kombinacji długich, kwadratowych mikrokanałów. W tym systemie próbka i bufor są wstrzykiwane do portu wlotowego przez regulator przepływu. W celu centrowania kulek i separacji próbek, prąd przemienny jest doprowadzany do przetwornika piezoelektrycznego za pośrednictwem generatora funkcyjnego ze wzmacniaczem mocy w celu wytworzenia siły promieniowania akustycznego w mikrokanale. Zarówno na wlocie, jak i wylocie znajduje się rozwidlony kanał, który umożliwia jednoczesną separację, oczyszczanie i zagęszczanie. Urządzenie ma wskaźnik odzysku >98% i czystość 97,8% przy stężeniu dawki 10x. Badanie to wykazało wskaźnik odzysku i czystość wyższą niż istniejące metody separacji bakterii, co sugeruje, że urządzenie może skutecznie oddzielać bakterie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Platformy mikroprzepływowe są opracowywane do izolowania bakterii z próbek medycznych i środowiskowych, oprócz metod opartych na transferze dielektrycznym, magnetoforezie, ekstrakcji perełek, filtrowaniu, mikrofluidyce odśrodkowej i efektach inercjalnych oraz powierzchniowych falach akustycznych1,2. Wykrywanie bakterii chorobotwórczych jest kontynuowane za pomocą reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR), ale zwykle jest pracochłonne, złożone i czasochłonne3,4. Systemy akustoforezy mikroprzepływowej są alternatywą, aby rozwiązać ten problem poprzez rozsądną przepustowość i bezkontaktową izolację komórek5,6,7. Akustoforeza to technologia polegająca na oddzielaniu lub skupianiu koralików za pomocą zjawiska ruchu materiału przez falę dźwiękową. Kiedy fale dźwiękowe dostają się do mikrokanału, są sortowane według rozmiaru, gęstości itp. kulek, a komórki można rozdzielić zgodnie z właściwościami biochemicznymi i elektrycznymi podłoża zawiesinowego7,8. W związku z tym aktywnie prowadzono wiele badań akustoforetycznych 9,10,11, a ostatnio wprowadzono symulacje numeryczne 3D ruchu akustoforetycznego indukowanego przez sterowany granicami strumień akustyczny w mikrofluidyce fal akustycznych o stojącej powierzchni12.

Badania w różnych dziedzinach badają, jak zastąpić przeciwciała2,3. Aptamer jest materiałem docelowym o wysokiej selektywności i swoistości, a wiele badań jest obecnie prowadzonych2,9,10,13. Aptamery mają zalety takich jak niewielkie rozmiary, doskonała stabilność biologiczna, niski koszt i wysoka powtarzalność w porównaniu z przeciwciałami i są badane w zastosowaniach diagnostycznych i terapeutycznych2,3,14.

Tutaj ten artykuł opisuje protokół technologii akustoforezy mikroprzepływowej, który może być wykorzystany do szybkiego, skutecznego oddzielania bakterii Gram-ujemnych (GN) od podłoża za pomocą mikrogranulek modyfikowanych aptamerem. System ten generuje dwuwymiarową (2D) akustyczną falę stojącą poprzez pojedyncze uruchomienie piezoelektryczne, jednocześnie stymulując dwa ortogonalne rezonanse w długim prostokątnym mikrokanale w celu wyrównania i skupienia mikrokulek dołączonych do aptamera w punktach węzła i antywęzła w celu uzyskania skuteczności separacji2,11,15,16. Zarówno na wlocie, jak i wylocie znajduje się rozwidlony kanał, umożliwiający jednoczesną separację, oczyszczanie i zagęszczanie.

Ten protokół może być pomocny w dziedzinie wczesnej diagnostyki bakteryjnych chorób zakaźnych, a także szybkiej, selektywnej i czułej odpowiedzi na infekcje bakteryjne poprzez monitorowanie wody w czasie rzeczywistym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Mikroprzepływowa konstrukcja układu akustoforetycznego

UWAGA: Rysunek 1 pokazuje schemat separacji i pobierania docelowych mikrokulek z mikrokanałów za pomocą akustoforezy. Mikroprzepływowy chip do akustoforezy został zaprojektowany za pomocą programu CAD.

  1. Zaprojektuj mikroprzepływowy chip do akustoforezy, który wykorzystuje mieszaninę kulek modyfikowanych aptamerem i kulek polistyrenowych pokrytych streptawidyną (PS) odpowiadających wielkości bakterii do badania wydajności separacji urządzenia.
  2. Zaprojektuj mikroprzepływowy układ akustoforezy, który zbiera kulki PS na docelowym wylocie i wyrzuca resztę przez wylot po wstrzyknięciu mieszaniny próbki PS do wlotu próbki (patrz Rysunek 2 i Tabela 1).
    UWAGA: W tym celu zaprojektowano chip akustyczno-przepływowy składający się z dwóch wlotów do wstrzykiwania próbek i bufora, głównego kanału z dołączonym przetwornikiem piezoelektrycznym (PZT), który umożliwia centralne wyrównanie mikrogranulek, oraz dwóch wylotów, przez które zbierane są próbki i odprowadzane odpady (Rysunek 3A)
  3. Zaprojektuj mikroprzepływowy układ akustoforezowy, w którym mikrogranulki, bufor, bakterie i aptamery przechodzą przez główny kanał, z mikrokulkami ustawionymi centralnie za pomocą akustoforezy w chipie indukowanej przez PZT (Rysunek 3B, C)

2. Wytwarzanie chipów do akustoforezy mikroprzepływowej

UWAGA: Złóż cztery warstwy w następującej kolejności: warstwa szkła borokrzemianowego, warstwa krzemianu, warstwa szkła borokrzemianowego i warstwa PZT, jak pokazano w Rysunek 3A,B.

  1. Przygotuj szkło borokrzemianowe (najwyższa warstwa) z otworami o średnicy 2 mm za pomocą piaskowania17 na wlocie i wylocie do podłączenia rurek z polieteroeteroketonu (PEEK). Szkło borokrzemianowe ma wymiary 20 × 80 × 0,5 mm3.
  2. Przygotować warstwę kanału krzemowego o grubości 200 μm z mikrokanalikiem o polu przekroju poprzecznego 0,2 × 0,2mm2 uformowanym przy użyciu fotorezystu i wzoru krzemowego uzyskanego metodą głębokiego reaktywnego trawienia jonowego (RIE)18. Wywiercić otwory o średnicy 1 mm w kanałach wlotowych próbki i bufora oraz kanałach odbioru i odpływu podczas reaktywnego trawienia jonowego.
    UWAGA: W tym przypadku trawienie jonowe wykorzystuje proces RIE do tworzenia mikrokanałów. Na płytkę krzemową nałożono fotorezystor w kształcie kanału na płytkę krzemową dla warstwy kanału krzemowego. Płytka krzemowa pokryta powłoką PR została wytrawiona plazmą wygenerowaną przez zastosowanie częstotliwości 13,56 Mhz do fluoru18.
  3. Przygotuj chip z warstwami powyżej i poniżej warstwy krzemu (20 × 80 × 0,5 mm3) przygotowanymi w kroku 2.2 (20 × 80 × 0,5 mm3) połączonymi ze szkłem borokrzemianowym w kroku 2.1 i trzecią warstwą szkła borokrzemianowego za pomocą anodowania przy 1 000 V i 400 °C19.
  4. Przymocować PZT (20 × 40 mm2) do warstwy szkła borokrzemianowego wzdłuż kanału mikroprzepływowego za pomocą kleju cyjanoakrylowego (10 μl lub mniej).
    UWAGA: Nałóż klej jako bardzo cienką warstwę w kanale za pomocą bawełnianego wacika, aby zminimalizować zmianę wysokości. Rysunek 3C to zdjęcie urządzenia.

3. Szczepy i hodowle bakterii

UWAGA: Patrz Tabela 2, aby wybrać i inkubować bakterie GN i Gram-dodatnie (GP) do eksperymentów. Aby zapoznać się z metodą hodowli, zapoznaj się z krokami 3.1-3.4. Wszystkie bakterie powinny być inkubowane w warunkach tlenowych aż do uzyskania absorbancji 0,4 przy 600 nm (OD600).

  1. W przypadku bakterii GN, takich jak Escherichia coli DH5α, Escherichia coli KCTC2571, Sphingomonas insulae i Pseudomonas pictorum oraz bakterii GP, takich jak Staphylococcus epidermidis i Staphylococcus pasteuri, inkubować w pożywce Luria-Bertani w temperaturze 37 °C i 220 obr./min przez 16 godzin.
  2. Dla Enterobacter (GN) i Bacillus megaterium (GP; KCTC 1021), inkubować w pożywce bulionowej w temperaturze 37 °C i 220 obr./min przez 16 godzin.
  3. W przypadku Enterococcus thailandicus (GP) inkubować w pożywce de Mana, Rogosy i Sharpe'a (MRS) w temperaturze 37 °C i 220 obr./min przez 16 godzin.
  4. W przypadku Listeria grayi (GP) inkubować w pożywce do infuzji mózgu i serca w temperaturze 37 °C i 220 obr./min przez 16 godzin.
  5. Odwirować (9056 x g) wyhodowane bakterie przez 1 minutę w temperaturze pokojowej (RT), a następnie dwukrotnie przepłukać 1x buforem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS).
  6. Przygotować wybrane bakterie GN i GP do analizy poprzez ponowne zawieszenie w buforze PBS.

4. Mikrogranulki i unieruchomienie aptameru na mikrokulkach

  1. Mieszaninę mikrogranulek pokrytych streptawidyną (10 μm) (tabela materiałów) zawiesić przed użyciem (mieszać przez wirowanie przez 20 s).
  2. Przygotować aptamer, skażając go w temperaturze 95 °C przez 3 minuty, a następnie ponownie składając w temperaturze 0 °C przez 2 minuty.
  3. Przenieść 250 μl mieszaniny mikrogranulek pokrytych streptawidyną do probówki o pojemności 1,5 ml i przemyć buforem Tris-HCl (50 mM Tris, pH 7,4, 1 mM MgCl2, 5 mM KCL, 100 mM NaCl) w temperaturze pokojowej. Następnie dodaj 100 μl biotynylowanego aptameru DNA do probówki.
  4. Inkubować mieszaninę w temperaturze pokojowej przez 30 minut, obracając (25 obr./min).
  5. Po odwirowaniu (9056 x g) przemyć probówkę dwukrotnie 200 μl buforu Tris-HCl w temperaturze pokojowej
  6. Dodać 10 μl BSA (100 mg/ml) do przepłukanej probówki z próbką i inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej z rotacją (25 obr./min).
  7. Na koniec przepłukać mikrogranulki modyfikowane aptamerem dwukrotnie przez odwirowanie (9056 x g) w buforze Tris-HCl w temperaturze pokojowej.

5. Konfiguracja i obsługa akustoforezy

  1. Podłącz rurki PEEK do dwóch wlotów do wstrzykiwania dwóch próbek i bufora oraz dwóch wylotów do zbierania i odprowadzania odpadów (Rysunek 4).
  2. Ręcznie napełnij kanał akustoforezy mikroprzepływowej demineralizowaną wodą bez pęcherzyków powietrza za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml.
  3. Przygotuj precyzyjny regulator ciśnienia z dwoma lub więcej kanałami wyjściowymi do sterowania przepływem płynu. Następnie napełnić fiolki do połowy próbką i buforem z dwoma otworami odpowiednio w ich nakrętkach i podłączyć do wlotu chipów.
    UWAGA: Precyzyjny regulator ciśnienia z dwoma lub więcej kanałami wyjściowymi można zastąpić wieloma precyzyjnymi regulatorami ciśnienia. Na wlocie buforu przez regulator przepływu wtryskiwany jest bufor zdolny do generowania przepływu laminarnego, który zapobiega przemieszczaniu się próbki do środka podczas wstrzykiwania próbki.
  4. Po przygotowaniu urządzenia wstrzyknąć próbkę i bufor, przykładając ciśnienie 2 kPa do wlotu próbki i 4 kPa do wlotu buforu za pomocą precyzyjnego urządzenia do kontroli ciśnienia.
    UWAGA: W tym czasie, aby zapewnić płynny przepływ laminarny, ciśnienie wtrysku buforu powinno być wyższe niż ciśnienie wtrysku próbki. Przepływ jest kontrolowany przez regulator przepływu zamontowany na aspiratorze podłączonym do kanału doprowadzającego.
  5. Skoncentruj się na koraliku, aby przesunąć go do środka kanału mikroprzepływowego za pomocą PZT, sprawdzając przez mikroskop.
    UWAGA: Im większy ścieg, tym większy wpływ na przebieg, dzięki czemu łatwiej jest wyrównać się z punktem węzła. Generator funkcyjny ze wzmacniaczem dostarcza moc do PZT w celu wygenerowania fali sinusoidalnej w mikrokanale. Ponieważ górna i dolna część mikrokanału są wykonane ze szkła, wygenerowana fala sinusoidalna jest odbijana i tworzy węzeł point7.
  6. Wygeneruj częstotliwość rezonansową 3,66 MHz za pomocą jednokanałowego generatora funkcyjnego i wzmocnij typowy sygnał o 16 dB (około dziewięciokrotnie) za pomocą wzmacniacza mocy (Rysunek 4).
    UWAGA: Częstotliwość rezonansowa siłownika musi być dopasowana do rozmiaru kanału; ponieważ kanał jest kwadratowy, PZT działa z dokładną częstotliwością, aby utworzyć pojedynczy węzeł.
  7. Obserwuj procesy separacji i wzbogacania na chipie akustofluidycznym za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego i szybkiej kamery działającej z prędkością 1 200 kl./s.
  8. Określ ilościowo i przeanalizuj obecność lub brak bakterii GN i bakterii GP, sprawdzając obrazy wykonane kamerą mikroskopu fluorescencyjnego kulek i bakterii związanych z bakteriami uwalnianych przez próbki do zbierania i wylotu odpadów.
    UWAGA: Mikrogranulki z buforem, bakteriami i aptamerami przechodzą przez kanał główny, a mikrogranulki są wyrównywane centralnie za pomocą akustoforezy w chipie indukowanej przez PZT. Na koniec mikrogranulki, które związały bakterie GN, są zbierane w punkcie zbiórki, a niezebrane bakterie są odprowadzane przez wylot odpadów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 5 pokazuje obraz przepływu koralików w funkcji napięcia PZT (OFF, 0.1 V, 0.5 V, 5 V). W przypadku wprowadzonego w tym badaniu chipa akustoforetycznego potwierdzono, że wraz ze wzrostem napięcia PZT wzrastało centralne stężenie kulek o wielkości 10 μm. Większość kulek o wielkości 10 μm była skoncentrowana w środku przy napięciu 5 V PZT. W ten sposób w jednokanałowym generatorze funkcyjnym wygenerowano częstotliwość rezonansową 3,66 MHz, a sygnał ogólny został wzmocniony o 16 dB (około...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowaliśmy urządzenie mikroprzepływowe z lewitacją soniczną do wychwytywania i przenoszenia bakterii GN z próbek hodowlanych z dużą prędkością, w oparciu o metodę ciągłego działania w zależności od ich wielkości i rodzaju, oraz mikrogranulki modyfikowane aptamerami. Długi, kwadratowy mikrokanał umożliwia prostszą konstrukcję i większą efektywność kosztową akustoforezy 2D niż wcześniej zgłaszano 20,21,22,23,24,25,26.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez grant Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) ufundowany przez rząd koreański (Ministerstwo Nauki i ICT). (Nie. NRF-2021R1A2C1011380)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 &mikro; m Mikrogranulki polistyrenoweBang LaboratoriesPS04001Koraliki wielkości komórek
10 i mikro; m Mikrogranulki pokryte streptawidynąBangLaboratories CP01007Koraliki powinowactwa do aptamerów
4-calowa forma wafla krzemowego / SU-84science29-03573-01Elementy chipa
AptamerZintegrowane technologie DNAGN3-6'RNAdo koniugacji bakterii
Szkło borokrzemianoweSchottBOROFLOAT 33do
chipówDaihanCF-10Marzystwo cząstek
Klej cyjanoakrylowy3MAD100Dołącz PZT do mikroczipa
Escherichia coli DH5αKCTCKCTC2571Bakterie docelowe
Generator funkcjonalnyGW InstekAFG-2225Generuj częstotliwość
Szybka kameraPhotronFASTCAM MiniObserwacja separacji
Płyta grzejnaJako jedenHI-1000Płyta grzewcza do utwardzania płynu PDMS
KOVAX-STRZYKAWKA 10 mlStrzykawka Koreavaccine22G-10MLNapełnij kanał akustoforezy mikroprzepływowej wodą demineralizowaną bez pęcherzyków powietrza.
Płynny polidimetylosiloksan, PDMSDow Corning Inc.Sylgard 184Składniki chipa
LB Bulion MillerBD Difco244620Hodowla komórkowa (podłoże Luria-Bertani)
MikroskopOlympus Corp.IX-81Obserwacja separacji
Bufor PBSKoziorożec naukowyPBS-1A Bakteriemarnujące
PEEK TubesSaint-Gobain Ppl Corp.AAD04103Wstrzykiwanie lub zbieranie cząstek
Przetwornik piezoelektrycznyFuji CeramicsC-213Generuj falę właściwą w kanale
Wzmacniacz mocyBadaniawzmacniacza 75A250AZwiększ częstotliwość
Regulator ciśnienia/μ fluconAMEDAMED-μ fluconSterowanie regulatorem ciśnienia/przepływu powietrza
Bufor Tris-HClinvitrogen15567027Marnowanie cząstek
Rotator rurowySeouLin BioscienceSLRM-3Modyfikujący aptamer i koralik
Elementy wirówki

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wu, M., et al. Acoustofluidic separation of cells and particles. Microsystem & Nanoengineering. 5 (1), 1-18 (2019).
  2. Lee, S. W., et al. Aptamer affinity-bead mediated capture and displacement of Gram-negative bacteria using acoustophoresis. Micromachines. 10 (11), 770(2019).
  3. Hirvonen, J. J., et al. One-step sample preparation of positive blood cultures for the direct detection of methicillin-sensitive and -resistant Staphylococcus aureus and methicillin-resistant coagulase-negative staphylococci within one hour using the automated GenomEra CDXTM PCR system. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases. 31 (10), 2835-2842 (2012).
  4. Swaminathan, B., Feng, P. Rapid detection of food-borne pathogenic bacteria. Annual Review of Microbiology. 48 (1), 401-426 (1994).
  5. Ding, X., et al. On-chip manipulation of single microparticles, cells, and organisms using surface acoustic waves. Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (28), 11105-11109 (2012).
  6. Karthick, S., et al. Acoustic impedance-based size independent isolation of circulating tumor cells from blood using acoustophoresis. Lab on a Chip. 18 (24), 2802(2018).
  7. Lenshof, A., et al. Acoustofluidics 8: Applications of acoustophoresis in continuous flow microsystems. Lab on a Chip. 12 (7), 1210-1223 (2012).
  8. Persson, J., et al. Acoustic microfluidic chip technology to facilitate automation of phage display selection. The FEBS journal. 275 (22), 5657-5666 (2008).
  9. Klussmann, S. The aptamer handbook: Functional oligonucleotides and their applications. , John Wiley & Sons. Hoboken, New Jersey. (2006).
  10. Ellington, A., Szostak, J. W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 346 (6287), 818-822 (1990).
  11. Tuerk, C., Gold, L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science. 249 (4968), 505-510 (1990).
  12. Namnabat, M. S., et al. 3D numerical simulation of acoustophoretic motion induced by boundary-driven acoustic streaming in standing surface acoustic wave microfluidics. Scientific Reports. 11 (1), 11326(2021).
  13. Nimjee, S. M., et al. Aptamer as therapeutics. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 57, 61-79 (2017).
  14. Zhang, Y., et al. Recent advances in aptamer discovery and application. Molecules. 24 (5), 941(2019).
  15. Park, J. W., et al. Acousto-microfluidics for screening of ssDNA aptamer. Scientific Reports. 6 (1), 1-9 (2016).
  16. Persson, J., et al. Acoustic microfluidic chip technology to facilitate automation of phage display selection. The FEBS Journal. 275 (22), 5657-5666 (2008).
  17. Van Toan, N., et al. An investigation of processes for glass micromachining. Micromachines. 7 (3), 51(2016).
  18. Jansen, H., et al. A survey on the reactive ion etching of silicon in microtechnology. Journal of Micromechanics and Microengineering. 6 (1), 14(1996).
  19. Hanneborg, A., et al. Silicon-to-silicon anodic bonding with a borosilicate glass layer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 1 (3), 139(1991).
  20. Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnology and bioengineering. 107 (2), 302-311 (2010).
  21. Wang, S., et al. Simple filter microchip for rapid separation of plasma and viruses from whole blood. International Journal of Nanomedicine. 7, 5019-5028 (2012).
  22. Ai, Y., et al. Separation of Escherichia coli bacteria from peripheral blood mononuclear cells using standing surface acoustic waves. Analytical Chemistry. 85 (19), 9126-9134 (2013).
  23. Ohlsson, P., et al. Acoustic impedance matched buffers enable separation of bacteria from blood cells at high cell concentrations. Scientific Reports. 8 (1), 1-11 (2018).
  24. Park, S., et al. Continuous dielectrophoretic bacterial separation and concentration from physiological media of high conductivity. Lab on a Chip. 11 (17), 2893-2900 (2011).
  25. Kim, U., Soh, H. T. Simultaneous sorting of multiple bacterial targets using integrated Dielectrophoretic-Magnetic Activated Cell Sorter. Lab on a Chip. 9 (16), 2313-2318 (2009).
  26. Cai, G., et al. A fluidic device for immunomagnetic separation of foodborne bacteria using self-assembled magnetic nanoparticle chains. Micromachines. 9 (12), 624(2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Separacja bakteriichip mikroprzep ywowysi a promieniowania akustycznegokulki pokryte streptawidynmikroskopia fluorescencyjnakontroler ci nieniadetekcja biomarker w bakteryjnych

Powiązane artykuły