Ten protokół przedstawia nową technikę chirurgiczną przeszczepu nerki u myszy, koncentrując się na zmodyfikowanej strategii zespolenia tętniczego. Przedstawiono również technikę zakładania szwów naczyniowych, w tym prostą i bezpieczniejszą metodę zespolenia moczowód-pęcherz moczowy. Modyfikacje te skracają czas operacji i poprawiają wskaźnik powodzenia procedury przeszczepu nerki u myszy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przeszczep nerki u myszy to skomplikowana i wymagająca procedura chirurgiczna. Istnieje bardzo niewiele publikacji pokazujących kluczowe etapy tej operacji. Dlatego w tym artykule przedstawiono technikę i zwrócono uwagę na zastrzeżenia chirurgiczne związane z tą operacją. Ponadto wykazano istotne modyfikacje w porównaniu z konwencjonalną procedurą. Po pierwsze, plaster aorty brzusznej jest cięty i przygotowywany tak, aby proksymalne rozwidlenia tętnicy nerkowej, w tym tętnica moczowodowa, zostały przecięte wraz z nerką dawcy en bloc. Zmniejsza to ryzyko martwicy moczowodu i pozwala uniknąć rozwoju niedrożności dróg moczowych. Po drugie, zademonstrowano nową metodę zespolenia naczyniowego, która pozwala operatorowi na elastyczne zwiększanie lub zmniejszanie wielkości zespolenia po rozpoczęciu reperfuzji przeszczepu nerki. Pozwala to uniknąć rozwoju zwężeń naczyń krwionośnych i krwawień śródbrzusznych. Po trzecie, pokazano technikę, która umożliwia zespolenie delikatnego moczowodu dawcy i pęcherza biorcy, które nie powoduje urazu. Przyjęcie tego protokołu może skrócić czas operacji i zmniejszyć uszkodzenie pęcherza biorcy, zwiększając w ten sposób znacznie wskaźnik powodzenia operacji u myszy biorcy.
Wprowadzenie
Odkąd Sakowitz i in. po raz pierwszy opracowali mysie modele przeszczepu nerki w 1973 roku1, okazało się, że jest to ważne narzędzie eksperymentalne do badania mechanizmów uszkodzenia niedokrwiennego przeszczepu i odrzucenia alloimmunologicznego, a także do opracowywania nowych metod leczenia mających na celu przedłużenie przeżycia przeszczepu allogenicznego i być może osiągnięcie tolerancji immunologicznej. Jednak technika chirurgiczna okazała się złożona i bardzo wymagająca, czasami powodując powikłania, takie jak zwężenia zespolenia naczyniowego prowadzące do niewydolności przednerkowej nieimmunologicznego przeszczepu nerki2, niewydolność pozanerkowa spowodowana niedokrwieniem i następującą po niej martwicą przeszczepionego moczowodu, zwężenia zespolenia przeszczepionego moczowodu i/lub pęcherz moczowy biorcy prowadzący do zakłócenia odpływu moczu. Wszystko to są powody, dla których przeszczepianie nerki u myszy nie zostało dalej rozwinięte i dlatego nie jest szeroko stosowane. Ustanowienie skutecznego i długoterminowego, stabilnego modelu przeszczepu nerki u myszy bez powikłań naczyniowych i dróg moczowych nadal ma niezastąpione znaczenie dla wielu badań w dziedzinie transplantacji, ze szczególnym uwzględnieniem chorób immunologicznych nerek, ale także chorób zakaźnych3. Ponadto, w porównaniu z innymi przeszczepami narządów w modelach mysich, takich jak przeszczep płuc, serca i jelit4,5, model przeszczepu nerki u myszy daje szansę na badanie długoterminowego przeżycia nawet w warunkach dużej rozbieżności antygenów zgodności tkankowej3,6. Wykazano również, że w tym samym otoczeniu kombinacji szczepów dawca-biorca różne przeszczepy narządów, takie jak serce lub nerka, charakteryzują się różną dynamiką i początkiem odrzucania przeszczepu allogenicznego3. Ponadto, z nefrologicznego punktu widzenia, jest to bardziej odpowiedni model do badania mechanizmów regulacji immunologicznej za pośrednictwem miąższu w kontekście ostrych i przewlekłych przypadków odrzucenia przeszczepu niż proste eksperymenty z przeszczepem skóry.
Na podstawie wcześniejszych raportów na temat techniki chirurgicznej przeszczepu nerki u myszy3,7,8,9, prezentujemy tutaj następujące niezawodne ulepszenia, które zostały z powodzeniem zastosowane w ciągu ostatnich 10 lat w naszej grupie10,11,12: Po pierwsze, tętnica moczowodowa jest bezpiecznie konserwowana, ponieważ tętnica nerkowa jest wycinana en bloc wraz z odpowiednią częścią aorty brzusznej. Po drugie, nowa, prosta i szybka technika bezwęzłowego zespolenia naczyniowego, w której ostatni szew zespolenia nie jest wiązany z końcem górnego wiązania, jak w tradycyjnym podejściu, ale pozostaje wolny. Technika ta pozwala na zwiększenie lub zmniejszenie wielkości zespolenia po reperfuzji nerkowej, aby uniknąć zwężenia naczyń i krwawienia z jamy brzusznej. Po trzecie, igły strzykawkowe 21 G i 30 G zostały użyte jako pomocnicze narzędzie do prowadzenia nakłucia w celu wszczepienia moczowodu dawcy w ścianę pęcherza biorcy, zmniejszając uszkodzenia pęcherza biorcy i ułatwiając tworzenie zespoleń wolnych od zwężeń.
W tym raporcie porównaliśmy również tradycyjną, powszechnie stosowaną technikę z zmodyfikowaną, która została opracowana w naszym laboratorium i nie znaleźliśmy znaczącej różnicy w stopniu zaniku kanalików nerkowych i zwłóknienia tkanki śródmiąższowej po przeszczepie nerki. W poprzednich badaniach dodatkowo porównaliśmy wyniki tej nowej techniki z metodą konwencjonalną pod względem miejscowego krwawienia, zakrzepicy, czasu wykonania zespolenia naczyniowego oraz przeżywalności. Stwierdziliśmy poprawę, taką jak znaczne zmniejszenie liczby miejscowych zdarzeń zakrzepicy (1,1% w porównaniu z 6,6%), skrócenie czasu zabiegu zespolenia oraz wysoce powtarzalne długoterminowe przeżycie syngenicznego przeszczepu nerki (95% w porównaniu z 84% przy podejściu klasycznym)10.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dyrektywy Parlamentu Europejskiego 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych (Karta etyki zwierząt: Ministerstwo Bezpieczeństwa Żywności i Leków Dolnej Saksonii, #33.9-42502-04-11/0492). Zabiegi należy przeprowadzać przy użyciu sterylnych narzędzi chirurgicznych i materiałów eksploatacyjnych (autoklawowanych) i starać się, aby obszar operacyjny był jak najbardziej sterylny.
UWAGA: Samce myszy C57BL/6J służyły jako dawcy i biorcy (model przeszczepu syngenicznego), podczas gdy myszy Balb/c służyły jako biorcy alloprzeszczepu nerki (model do badania modelu ostrego odrzucenia przeszczepu allogenicznego9). Myszy były w wieku od 8 do 12 tygodni, ważyły ~ 25-30 g w momencie przeszczepu i były trzymane w standardowych warunkach. Dane przedstawione w tym manuskrypcie zostały wygenerowane przez czterech chirurgów doświadczonych w chirurgii na myszach.
1. Kroki przygotowawcze
- Do operacji użyj zestawu mikroskopijnych narzędzi, w tym mikronożyczek, mikrokleszczy, uchwytu na igłę, mikro zacisków hemostatycznych i długopisu elektrochirurgicznego. Wykonaj szwy za pomocą żyłki nylonowej 7/0er, 10/0er lub 4/0er.
- W celu znieczulenia umieść mysz w pudełku do inhalacji izofluranu (2%) przez około 40-60 s w celu wywołania utraty przytomności.
- Gdy mysz zostanie znieczulona, zważ mysz.
- W zależności od wagi myszy należy zastosować dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg/kg) + ksylazyny (10 mg/kg) + acepromazyny (2 mg/kg) w celu znieczulenia myszy13. Upewnij się, że mysz jest znieczulona, obserwując brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
- Gdy znieczulenie zacznie działać, przytnij sierść na brzuchu. Następnie przymocuj mysz do stołu operacyjnego, luźno unieruchamiając kończyny sterylną taśmą maskującą.
- Zdezynfekuj brzuch myszy po umieszczeniu myszy na stole operacyjnym. Wykonaj dezynfekcję za pomocą naprzemiennego szorowania jodku powidonu (jodoforu) i alkoholu, trzykrotnie (użyj koncentrycznego wzoru, rozpocznij peeling na środku brzucha i przesuwaj się na zewnątrz), a następnie odpowiednio ułóż mysz za pomocą fenestrowanego ręcznika chirurgicznego.
- Nakładaj maść do oczu i utrzymuj sterylność przez cały czas trwania zabiegu.
UWAGA: Antybiotyki nie są zalecane przez cały czas trwania zabiegu, ponieważ substancje te mogą wpływać na odpowiedź immunologiczną.
2. Procedura operacji dawcy
- Za pomocą nożyczek przeciąć skórę i wykonać nacięcie krzyżowe brzucha o długości około 3-4 cm. Przetnij mięśnie ściany brzucha. Przykryj i ostrożnie odsuń wnętrzności gazą nasączoną solą fizjologiczną.
- Za pomocą bawełnianego wacika delikatnie usuń jelita, żołądek i śledzionę w kierunku prawej strony (z punktu widzenia myszy), przykryj i ostrożnie odsuń wnętrzności gazą nasączoną solą fizjologiczną.
- Użyj mikrokleszczyków, aby odsłonić lewą nerkę, aortę i żyłę główną dolną (IVC).
- Użyj ołówka elektrochirurgicznego, aby ostrożnie kauteryzować lewe żyły lędźwiowe, w tym ich leżące poniżej odgałęzienia i inne małe naczynia wraz z lewym naczyniem nadnerczy.
- Użyj mikronożyczek i kleszczyków, aby wypreparować lewy moczowód i ostrożnie zmobilizuj go z otaczającej tkanki. Wyczyść go w pobliżu pęcherza moczowego. Zmobilizuj obszar aorty między lewą i prawą tętnicą nerkową o długości około 2 mm.
- Użyj mikrokleszczyków, aby oddzielić żyłę główną podnerkową dolną (IVC) i aortę, a następnie użyj zakrzywionych kleszczy, aby przejść pod aortą, aby umieścić luźny krawat jedwabnego szwu 7-0 wokół tego naczynia.
- Zacisnąć krzyżowo obszar aorty poniżej prawej tętnicy nerkowej i żyły głównej dolnej (IVC) za pomocą dwóch zacisków mikronaczyniowych 5 mm.
- Przeciąć lewą żyłę nerkową od żyły głównej.
- Za pomocą strzykawki przepłukać aortę 1 ml roztworu soli fizjologicznej heparyny (60 j./ml).
- Użyj mikrokleszczyków, aby zacisnąć ligaturę zastosowaną w kroku 2.5. Następnie przetnij aortę poniżej ligatury, a także poniżej bliższego zacisku. Dzięki temu proksymalne rozwidlenia tętnicy nerkowej (należy pamiętać, że otwór tętnicy musi być starannie przecięty, w przeciwnym razie wpłynie to na zespolenie) i tętnicy moczowodowej są włączone i przecięte en bloc. Przygotuj ostrożnie, aby delikatna tętnica moczowodowa została całkowicie zachowana.
- Użyj ołówka elektrochirurgicznego i kleszczy, aby całkowicie uwolnić lewą nerkę i związane z nią naczynia, ostrożnie kauteryzując wszystkie naczynia otaczające tkanki. Wyjąć nerkę i przechowywać ją w roztworze soli fizjologicznej w temperaturze 4 °C.
- Poddaj eutanazji znieczuloną mysz dawcy przez dekapitację.
3. Procedura obsługi odbiorcy
- Wykonaj początkowe kroki chirurgiczne (w tym znieczulenie i sterylizację, patrz kroki od 1.1 do 1.7) zgodnie z opisem dla myszy dawcy.
- Za pomocą nożyczek otwórz jamę brzuszną przez środkowe nacięcie (około 2,5 cm długości), a następnie przykryj narządy jamy brzusznej mokrą gazą za pomocą roztworu soli fizjologicznej.
- Ostrożnie zachowaj aortę podnerkową i żyłę główną dolną (IVC) i upewnij się, że każda duża gałąź naczynia jest kauteryzowana. Użyj również kauteryzacji elektrycznej, aby ostrożnie wypreparować lewy moczowód w pozycji bliższej miednicy nerkowej. Następnie usuń lewą nerkę.
- Za pomocą mikrokleszczyków i patyczków kosmetycznych należy odsłonić aortę brzuszną i żyłę główną dolną i oderwać je od otaczającej tkanki tłuszczowej (o długości około 4 mm).
- Użyj dwóch klamer mikronaczyniowych i umieść je jednocześnie proksymalnie i dystalnie zarówno na żyle głównej dolnej, jak i aorcie brzusznej.
- Użyj uchwytu na mikroigłę, aby poprowadzić igłę do szycia z żyłki 10/0 (wykonanej z włókna syntetycznego o gładkiej powierzchni), którą umieszcza się przez ścianę aorty w sposób proksymalny do dystalnych.
- Osiągnij eliptyczną arteriotomię około 1 mm z delikatnym pociągnięciem szwu w górę, jednocześnie tnąc bezpośrednio pod dolną powierzchnią igły cienkimi, zakrzywionymi nożyczkami.
- Użyj mikronożyczek, aby przeciąć żyłę główną dolną (IVC) wzdłużnie o wystarczającej długości około 1,5 mm. Umieść to nacięcie nieco poniżej jego aortalnego odpowiednika.
- Wykonać zespolenie aorty dawcy i biorcy w sposób kompleksowy. Umieść nerkę dawcy po prawej stronie żyły głównej dolnej biorcy, wyrównując mankiet aorty brzusznej dawcy z zespoleniem aorty brzusznej biorcy.
- Użyj uchwytu na mikroigłę i dwóch oddzielnych szwów 10-0, aby zszyć bliższy i dalszy koniec zespolenia.
- Po zawiązaniu pozostaw dwa długie szwy, w tym igłę, na miejscu. Zszyć lewą stronę ściany aorty zespolenia w sposób ciągły dwoma równomiernie rozmieszczonymi szwami w kierunku dystalno-proksymalnym.
- Po ostatnim ściegu przeprowadź szew przez częściową grubość ścianki naczynia powyżej górnej opaski szwu podciągowego.
- Użyj mikrokleszczyków, aby jednocześnie delikatnie rozciągnąć krótki koniec dolnej opaski do szwów.
UWAGA: W tej nowej technice bezwęzłowej ostatni ścieg nie jest przywiązany do krótszego końca górnego krawata. - Użyj mikrokleszczy, aby obrócić przeszczepioną nerkę do jej normalnej pozycji. Teraz w sposób ciągły zszyj prawą ścianę zespolenia aorty za pomocą trzech szwów w sposób proksymalny do dystalnej.
UWAGA: W porównaniu z konwencjonalną techniką chirurgiczną7,8 ostatni szew jest połączony z dystalnym wiązaniem w pobliżu. Nie przywiązuj go do końca dolnego szwu, przytnij go, aby pozostawić wolną długość 2-3 mm. - Zespolenie żylne należy wykonać przy użyciu tej samej procedury szycia, która została opisana wcześniej, z tą różnicą, że potrzebne jest od czterech do pięciu szwów z każdej strony zespolenia. Ostatni ścieg pozostawia się jako wolny koniec o podobnej długości podobnej do opisanego powyżej zespolenia aortalnego.
- Po wykonaniu obu zespoleń za pomocą suchego wacika delikatnie uciskać zszywane miejsce przez około 10-20 s.
- Użyj kleszczyków z aplikatorem, aby usunąć oba zaciski, najpierw dolny, a następnie górny. Przepłukać jamę brzuszną 0,9% chlorkiem sodu o temperaturze 38,0 °C.
- Obserwuj reperfuzję przeszczepionej nerki.
4. Implantacja moczowodu
- Użyj uchwytu na mikroigłę, aby przebić się przez pęcherz moczowy biorcy za pomocą szwu 10/0 (prosta igła) i włóż go do światła igły 21 G w celu uzyskania wskazówek (patrz Rysunek Uzupełniający 1a).
- Następnie poprowadź igłę 21 G, aby zszyć otwór w miejscu poprzedniego nałożenia igły (Rysunek uzupełniający 1b).
- Wyciągnąć igłę 21 G (Rysunek Uzupełniający 1c).
- Użyj uchwytu na mikroigłę i szwu 10/0, aby zszyć (bez wiązania) przycięty koniec moczowodu i ponownie przebić pęcherz za pomocą tego szwu 10/0 w miejscu jego wprowadzenia (rysunek uzupełniający 1d).
- Użyj uchwytu na mikroigłę, aby przeholować filament 10/0 i moczowód do pęcherza moczowego przez skonstruowany otwór (rysunek uzupełniający 1e).
- Użyj uchwytu na mikroigłę i kolejnego szwu 10/0, aby zestopić moczowód dawcy z pęcherzem moczowym biorcy. Tutaj połącz zewnętrzną błonę moczowodu z zewnętrzną błoną ściany pęcherza moczowego i wykonaj szwy przerywane z 3 do 4 szwami. Na koniec wyciągnij szew trakcyjny (rysunek uzupełniający 1f).
- Użyj kleszczy, aby umieścić jelita z powrotem w jamie brzusznej. Wykonaj szwy dwuwarstwowe (najpierw mięśnie brzucha, a następnie skóra), aby zamknąć ranę brzuszną za pomocą filamentu 4/0.
- Umieść przeszczepione myszy w komorze z kontrolowanym tlenem i temperaturą, aby dojść do siebie po operacji.
- W przypadku analgezji pooperacyjnej należy bezpośrednio podawać Metamizol 200 mg/kg na os po operacji.
Cztery i 16 godzin po operacji podawać Metamizol 200 mg/kg na os plus karprofen (5 mg/kg) s.c. W dalszej obserwacji należy stosować karprofen (5 mg/kg) s.c. u przeszczepionych myszy co 24 godziny przez trzy kolejne dni po operacji13. W przypadku wystąpienia objawów niedostatecznej analgezji buprenorfinę w dawce 0,05 mg/kg podaje się dodatkowo co 8 h s.c.
5. Nefrektomia kontralateralna i ofiara myszy biorcy
UWAGA: Wykonaj nefrektomię przeciwległą u myszy biorcy 5 dni po przeszczepie.
- Wykonaj nefrektomię przeciwległą przeszczepionej myszy 5 dni po przeszczepie w znieczuleniu. Podwiązać i przeciąć autologiczne prawe tętnice i żyły nerkowe biorcy, usunąć prawą nerkę i zamknąć jamę brzuszną. Opieka pooperacyjna i analgezja są takie same, jak opisano wcześniej (patrz krok 4.7).
- Podnieś i zapisz stan myszy. Zapewnij przeszczepionej myszy pooperacyjne znieczulenie, pożywienie i zaopatrzenie w wodę.
- Cztery tygodnie po przeszczepie należy poświębić połowę przeszczepionych myszy i wykonać barwienie H&E w celu przeszczepu nerki.
- 12 tygodni po przeszczepie należy złożyć w ofierze pozostałe myszy i wykonać barwienie tymi przeszczepami nerek złotem Massona.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Cztery tygodnie po transplantacji zarówno w technice zmodyfikowanej, jak i konwencjonalnej, stwierdzono umiarkowane oznaki zaniku kanalików nerkowych14,15 w porównaniu z natywnymi przeciwstawnymi nerkami biorcy (Rysunek 1). Stopień zaniku kanalików nerkowych nie wykazał istotnych różnic między obiema technikami. Barwienie trichromem Massona-Goldnera14,15 nerek 12 tygodni po t...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Podczas gdy model przeszczepu skóry u myszy jest prosty i łatwy do wykonania w celu zbadania zdarzeń odrzucenia alloimmunologicznego, techniki chirurgiczne do dokładniejszego badania zmian zapalnych związanych z alloimmunologią po przeszczepie serca16 i nerki10 okazały się złożone i bardzo wymagające. Z punktu widzenia nefrologa transplantologa ustalenie skutecznego i długotrwałego stabilnego modelu przeszczepiania nerki u myszy ma wciąż niezastąpione znaczenie dla wielu ba...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Podziękowania
Dziękujemy zespołowi dr Tiantian Bai za pomoc w podkładaniu głosu, Pani Mian Pao za pomoc w ilustracji medycznej. Prace te były częściowo wspierane przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) w celu promowania współpracy międzynarodowej (HO2581/4-1 do AH) oraz Chińską Narodową Fundację Naukową (NSFC; #81760291 do FJ).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Igły 30G | Braun | 456300-acepromazyna | |
| CP Pharma | Tranquisol | ||
| P-Bepanthen maść do oczu | Haus-Apotheke | PZN | 01578675-Bonn |
| Mikrokleszcze | FST | 11083-07-Pudełko | |
| do izolacji i urządzenia doprowadzającego tlen | RUSKINN | INVIV-C57BL | |
| /6J myszy | Rzeka Charlesa. Niemcy | nr numer katalogowy-Carprofen | |
| Zoetis | Rimadyl 50 mg/ | ||
| ml-CEWNIK-FEP 26G | TERUMO | Surflo-W-Clip | |
| Aplikator Kleszcze Style | FST | 18057-14-Kleszczyki | |
| zakrzywione | WPI | 14114-G-Cutasept | |
| do dezynfekcji skóry | VWR | BODL980365 | - |
| Odwadniacz | DIAPATH | Donatello-długopis | |
| elektrochirurgiczny | Bovie | CHANGE-A-TIP-Maszyna | |
| do zatapiania | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5-Etanol | |
| Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 100092683-Platforma | ||
| mrożona | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5-gaziki | |
| , waciki bawełniane | Lohmann-Rauscher | 13353-Szkiełko | |
| szkiełkowe | Servicebio | G6004-HE | |
| zestaw roztworów do barwienia | Servicebio | G1003-Mata | |
| grzewcza | THERMO MAT PRO 30W | HTP-30-gąbka | |
| hemostatyczna | CuraSpon | J1276A-roztwór | |
| heparyny | Haus-Apotheke | PZN 03029820 | - |
| pojemnik na lód | PETZ | Brak dostępnego numeru katalogowego-System | |
| obrazowania | Nikon | Nikon DS-U3-Urządzenie | |
| do znieczulenia wziewnego | GROPPLER | BKGM 0616-isoflurane | |
| CP Pharma | Isofluran CP 1 ml/ | ml-ketamina | |
| Zoetis | nr numer katalogowy-Zestaw | ||
| roztworów barwników MassonServicebio | G1006-metamizole | ||
| WDT | nr katalogowy-Mikro | ||
| nożyczki | FST | 15000-00,15000-10-Micro | |
| Serrefine ( Zacisk ) Kątowy / 16 mm | FST | 18055-06-Mikroskop | |
| Leica | LEICAMZ6-Światło | ||
| SCHOTT | |||
| KL2500LED-Neutralna guma | SCRC | 10004160-Piekarnik | |
| Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230-Krajalnica | ||
| do patologii | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016-Roztwór | |
| soli fizjologicznej (NaCl 0,9 %) | Haus-Apotheke | PZN | |
| 06178437-nożyczki | Peha | Instruments 991083/ | 4-Slides |
| Servicebio | - | ||
| mała szalka Petriego | Sarstedt | 8,33,900-kleszcze | |
| proste | WPI | 14113-G-taśma | |
| chirurgiczna | BSN | 4120-Kleszczyki | |
| wiązania szwów - 10 cm | FST | 18025-10-Szwy | |
| (10-0) | Medtronic | N2540-Szwy | |
| (4-0) | ETHILON | V4940H | - |
| Szwy (7-0) | ETHILON | 1647H-Strzykawka | |
| (0,3 mL) | BD | ||
| 324826-Strzykawka (1 mL) | Rozdzielacz | 320801 | |
| Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P-Pionowy | ||
| mikroskop optyczny | Nikon | Nikon Eclipse E100-ksylazyna | |
| Bayer | Rompun | - | |
| Xylene | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 10023418 | - |
Bibliografia
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).
- Jiang, K., et al. Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis. Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).
- Tse, G. H., et al. Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection. Journal of Visualized Experiments. (92), e52163(2014).
- Okazaki, M., et al. et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient. Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).
- Chuck, N. C., et al. et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model. Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).
- Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150(2009).
- Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine kidney transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (104), e52848(2015).
- Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes. Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).
- Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. A knotless technique for kidney transplantation in the mouse. Journal of Transplantation. , 127215(2012).
- Kreimann, K., et al. Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation. Frontiers in Immunology. 11, 1204(2020).
- Schmidbauer, M., et al. Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model. Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318(2021).
- Wu, K., et al. Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model. Microsurgery. 26, 594-598 (2006).
- Haas, M. Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).
- Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).
- Yin, D., et al. Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (172), e62007(2021).
- Zhang, Z., et al. Improved techniques for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).
- Mannon, R. B., et al. Chronic rejection of mouse kidney allografts. Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).
- Coffman, T., et al. Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens. Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).
- Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
