Artykuł metodologiczny

Generowanie i charakterystyka zawału mięśnia sercowego prawej komory serca wywołanego trwałym podwiązaniem prawej tętnicy wieńcowej u myszy

DOI:

10.3791/63508

⸱

1 lutego 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The First Clinical College of Dalian Medical University, 2Department of Cardiology, State Key Laboratory of Organ Failure Research, Nanfang Hospital, Southern Medical University, 3College of Pharmacy, Dalian Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istnieje kilka różnic między prawą i lewą komorą. Patofizjologia zawału prawej komory (RVI) nie została jednak wyjaśniona. W niniejszym protokole przedstawiono powtarzalną metodę generowania mysiego modelu RVI, która może dostarczyć środków do wyjaśnienia mechanizmu RVI.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zawał prawej komory (RVI) jest częstym zjawiskiem w praktyce klinicznej. Ciężkie RVI może prowadzić do śmiertelnej dysfunkcji hemodynamicznej i arytmii. W przeciwieństwie do szeroko stosowanego mysiego modelu zawału mięśnia sercowego (MI) generowanego przez podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej, mysi model RVI jest rzadko stosowany ze względu na trudności związane z generowaniem modelu. Badania nad mechanizmami i leczeniem przebudowy i dysfunkcji RV wywołanych przez RVI wymagają modeli zwierzęcych do naśladowania patofizjologii RVI u pacjentów. Badanie to przedstawia wykonalną procedurę generowania modelu RVI u myszy C57BL/6J. Ponadto model ten scharakteryzowano na podstawie: oceny wielkości zawału po 24 godzinach od zawału mięśnia sercowego, oceny przebudowy i funkcji serca za pomocą echokardiografii, oceny hemodynamiki RV oraz histologii strefy zawału po 4 tygodniach od RVI. Ponadto wykonano gips naczyń wieńcowych w celu obserwacji układu tętnic wieńcowych w RV. Ten mysi model RVI ułatwiłby badania nad mechanizmami niewydolności prawego serca i poszukiwałby nowych celów terapeutycznych w przebudowie RV.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prawa komora (RV), długo uważana za zwykłą rurkę połączoną z tętnicą płucną, była niesłusznie zaniedbywana przez wiele lat1. Jednak ostatnio wzrosło zainteresowanie funkcją RV, ponieważ odgrywa ona istotną rolę w zaburzeniach hemodynamicznych2,3 i może służyć jako niezależny predyktor ryzyka chorób sercowo-naczyniowych4,5,6,7. Choroby RV obejmują zawał RV (RVI), nadciśnienie tętnicze płucne i chorobę zastawkową8. W przeciwieństwie do ogromnego zainteresowania nadciśnieniem płucnym, RVI pozostaje zaniedbany7,9.

RVI, zwykle towarzyszy zawałowi mięśnia sercowego dolno-tylnego10,11, jest spowodowany niedrożnością prawej tętnicy wieńcowej (RCA). Zgodnie z badaniami klinicznymi, ciężkie RVI prawdopodobnie indukują zaburzenia hemodynamiczne i arytmie, takie jak niedociśnienie, bradykardia i blok przedsionkowo-komorowy, związane z wyższą zachorowalnością i śmiertelnością w szpitalu12,13,14. Funkcja RV może do pewnego stopnia spontanicznie się regenerować, nawet przy braku reperfuzji15,16. Istnieje kilka różnic morfologicznych i funkcjonalnych między lewą komorą (LV) a RV17. Uważa się, że RV jest bardziej odporny na niedokrwienie niż LV8, częściowo ze względu na bardziej rozległe tworzenie się krążenia pobocznego po RVI. Wyjaśnienie różnic między zawałem lewej komory (LVI) a RVI oraz zidentyfikowanie mechanizmów leżących u ich podstaw dostarczyłoby nowych celów terapeutycznych w zakresie regeneracji serca i niedokrwiennej niewydolności serca. Jednak ze względu na trudności związane z generowaniem modeli myszy RVI, podstawowe badania nad RVI są głównie ograniczone.

Duży model zwierzęcy RVI został wygenerowany przez ligowanie RCA u swine18, co jest łatwiejsze w obsłudze ze względu na widoczne RCA. W porównaniu z dużym modelem zwierzęcym, model mysi ma następujące zalety: większą dostępność w manipulacji genami, niższe koszty ekonomiczne i krótszy okres eksperymentu19,20. Chociaż mysi model RVI skupiający się na wpływie RVI na funkcję LV został zgłoszony wcześniej, szczegółowe etapy procedury, trudności i kluczowe punkty operacji oraz cechy modelu, takie jak zmiany hemodynamiczne, nie zostały w pełni przedstawione9,21.

Ten artykuł zawiera szczegółowe procedury chirurgiczne do generowania mysiego modelu RVI. Ponadto model ten został scharakteryzowany pomiarem echokardiograficznym, inwazyjną oceną hemodynamiczną i analizą histologiczną. Ponadto wykonano gips naczyń wieńcowych w celu obserwacji układu tętnic wieńcowych w RV. Technika przedstawiona w tym artykule pomogłaby początkującym w szybkim zrozumieniu generacji mysiego modelu RVI z akceptowalną śmiertelnością operacyjną i wiarygodnymi podejściami do oceny. Mysi model RVI pomógłby w badaniach nad mechanizmami niewydolności prawego serca i poszukiwaniu nowych celów terapeutycznych w przebudowie RV.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z Przewodnikiem do Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych opublikowanym przez Narodowe Instytuty Zdrowia USA (Publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku) i zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Szpitala Nanfang Południowego Uniwersytetu Medycznego (Guangzhou, Chiny). Zdrowe samce myszy C57BL/6J (8-10 tygodni; masa ciała 25-30 g) uzyskano z Centrum Zwierząt Południowego Uniwersytetu Medycznego. Można również wykorzystać samice myszy, ale mieszanie obu płci nie jest zalecane ze względu na potencjalny wpływ różnic płciowych. Po przybyciu myszy były trzymane w 12-godzinnym/12-godzinnym cyklu ciemności/światła (3-4 myszy na klatkę), z jedzeniem ad libitum i wodą.

1. Przygotowanie do operacji

  1. Sterylizuj narzędzia chirurgiczne przez autoklawowanie przed zabiegiem. Ustaw poduszkę grzewczą na 37 °C.
  2. Znieczulić myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 50 mg/kg pentobarbitalu (patrz Tabela materiałów) w celu złagodzenia bólu chirurgicznego. Umieść myszy w osobnych pudełkach w celu indukcji znieczulenia. Upewnij się, że znieczulenie jest głębokie przy braku reakcji na wycofanie palca u nogi.
    UWAGA: Zaleca się również stosowanie 1,5% izofluranu do znieczulenia wziewnego, ponieważ jest on lepszy w przypadku analgezji.
  3. Umieść myszy na wznak na podkładce, mocując ich siekacze szwem i unieruchamiając kończyny taśmą klejącą. Ponownie upewnij się, że głębokość znieczulenia jest w stanie sprawdzić, czy odruch jest w znieczuleniu.
  4. Usuń włosy od szyi do mieczykowatej za pomocą kremu do depilacji. Zdezynfekuj obszar operacyjny 3 razy naprzemiennym peelingiem antyseptycznym i 75% alkoholem, a następnie ułóż pole operacyjne.
  5. Wykonaj intubację, wykonując poniższe czynności.
    1. Dostosuj częstotliwość oddychania zwierzęcia za pomocą mini respiratora (patrz Tabela materiałów) na 150/min, a objętość oddechową do 300 μL.
      UWAGA: Nie ma potrzeby używania trybu dodatniego ciśnienia wydechowego.
    2. Lekko wyciągnij język pęsetą, unieś żuchwę za pomocą depresora języka, aby odsłonić głośnię, i wykonaj intubację dotchawiczą, wprowadzając kaniulę 22 G do głośni.
    3. Włączyć mini respirator i podłączyć kaniulę tchawicy do respiratora. Zjawisko falowania klatki piersiowej zrównującego się z częstotliwością respiratora wskazuje na udaną intubację. Przymocuj kaniulę taśmą, aby zapobiec ślizganiu się podczas operacji.

2. Stałe podwiązanie prawej tętnicy wieńcowej

  1. Podłącz elektrody do elektrokardiografii (EKG) (patrz tabela materiałów) do kończyn myszy i zapisz EKG.
    UWAGA: Jeden z przewodów II, III lub AVF jest wybierany jako przewód monitorujący; Lead III jest bardziej odpowiedni.
  2. Otwórz skrzynię.
    1. Wykonaj nacięcie w skórze o długości 1 cm równolegle do trzeciego prawego żebra za pomocą nożyczek okulistycznych. Ponownie określ trzeci obszar międzyżebrowy i zapewnij odpowiednią przestrzeń zgodnie z kątem mostka.
      UWAGA: Kierunek nacięcia skóry wykonuje się od kąta mostka do prawej przedniej linii pachowej.
    2. Oddziel i przetnij mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze nożyczkami i mikrokleszczami powyżej trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie tępo oddziel mięsień międzyżebrowy za pomocą kleszczy łokciowych, aby odsłonić pole operacyjne.
      UWAGA: Tylko niewielka część mięśni piersiowych musi zostać przecięta, a następnie zaleca się oddzielenie w celu odsłonięcia serca.
    3. Naciąć osierdzie. Podnieś prawy przedsionek sterylną bawełną i podwiąż RCA sterylną nylonową nicią 8-0 o zakresie podwiązania 3-5 mm. Po podwiązaniu RCA monitorowanie EKG (odprowadzenie III) pokazuje uniesienie odcinka ST.
      UWAGA: Ponieważ RCA myszy jest niewidoczna, należy dokładnie potwierdzić jej anatomiczne położenie. Mięsień sercowy RV jest znacznie cieńszy niż u LV. Dlatego trudno jest uchwycić głębokość wkłutej igły. Łatwo jest wywołać bradykardię zatokową i blok przedsionkowo-komorowy, jeśli głębokość wprowadzonej igły jest zbyt duża, a zakres podwiązania jest zbyt duży.
  3. Usuń sterylną bawełnę i zszyj mięśnie i skórę sterylną nylonową nicią 5-0, aby zamknąć nacięcie międzyżebrowe. Ponownie zdezynfekuj skórę 75% alkoholem i pojedynczo umieść mysz po operacji.
    UWAGA: Dobrze zszyty mięsień jest ważny dla uniknięcia aerothorax. Sterylną rurkę drenażową umieszcza się w jamie klatki piersiowej do momentu zakończenia zamykania klatki piersiowej, a następnie jamę klatki piersiowej opróżnia się za pomocą strzykawki iniekcyjnej łączącej rurkę drenażową.
    UWAGA: Po zabiegu myszy umieszcza się na poduszce grzewczej. Leki przeciwbólowe, takie jak buprenorfina (0,1 mg/kg masy ciała, wstrzyknięcie podskórne) są niezbędne do zmniejszenia bólu zwierząt po operacji. Spodziewane powikłania to bradykardia zatokowa i blok przedsionkowo-komorowy, a śmiertelność po operacji wynosi 10-20%.

3. Echokardiograficzna ocena funkcji RV po operacji

UWAGA: Do echokardiografii użyj sondy MS400D o częstotliwości środkowej 30 MHz, podłączonej do systemu obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości (patrz Tabela materiałów). Badanie echokardiograficzne wykonuje się 4 tygodnie po zabiegu.

  1. Znieczulić mysz 3% izofluranem przez inhalację.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach na platformie ultradźwiękowej w celu unieruchomienia zwierzęcia i obsługi ultradźwiękowej. Przyklej pazury do elektrody, aby uzyskać zapis EKG za pomocą systemu dołączonego do urządzenia ultradźwiękowego.
  3. Monitoruj tętno za pomocą EKG i utrzymuj je w zakresie 450-550 uderzeń/min, dostosowując stężenie środka znieczulającego w zakresie od 1,5% do 3%.
  4. Usuń włosy z klatki piersiowej myszy za pomocą kremu do depilacji i nałóż żel ultradźwiękowy na skórę klatki piersiowej.
  5. Ustaw platformę w pozycji poziomej. Ustaw przetwornik równolegle do lewej nogi i uzyskaj obraz długiej osi lewej komory. Obróć sondę o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać widok krótkiej osi LV. Naciśnij przycisk Cine store, aby zapisać images.
    UWAGA: Lewy górny róg platformy jest pochylony w najniższym punkcie. Kąt obrotu krótkiej osi LV przetwornika jest utrzymywany, gdy przetwornik jest zorientowany w kierunku prawego ramienia myszy.
  6. Przesuń przetwornik w dół pionowo, utrzymując jego pozycję nad górną częścią brzucha i poniżej przysłony myszy w trybie B. Nieznacznie dostosuj pozycję platformy, obracając jej osie x i y, aż RV, prawe atrium (RA), lewe atrium (LA) i LV będą wyraźnie widoczne na ekranie. Zapisz wierzchołkowe czterokomorowe obrazy, naciskając przycisk Sklep Cine lub Frame store.
    UWAGA: Tryb B służy do pokazywania dwuwymiarowego (2D) widoku serca.
  7. Naciśnij tryb M; po pojawieniu się linii wskaźnika 2x zlokalizuj linię wskaźnika przy otworze zastawki trójdzielnej, aby uzyskać ruch płaszczyzny pierścieniowej zastawki trójdzielnej. Naciśnij przycisk Magazyn kinowy lub Magazyn ramek, aby zapisać dane i obrazy.
    UWAGA: Tryb M oznacza tryb ruchu, który ujawnia ruch serca lub naczynia w formie krzywej.
  8. Naciśnij przycisk Zmierz, aby przejść do trybu pomiaru. Kliknij przycisk Pomiar powierzchni, aby przejść do strefy RV i LV. Oblicz powierzchnię RV i LV, aby uzyskać stosunek powierzchni RV do LV.
    1. Kliknij przycisk Oś czasu i utwórz dwie linie bazowe, aby zdefiniować zakres ruchu trójdzielnej płaszczyzny pierścieniowej w okresie skurczowym i rozkurczowym. Kliknij przycisk Odległość i zmierz odległość między dwiema liniami podstawowymi, aby uzyskać skurczowe przemieszczenie w płaszczyźnie pierścieniowej trójki (TAPSE).
  9. Przechyl lewą stronę platformy w najniższym punkcie. Trzymaj sondę pod kątem 30° do osi poziomej wzdłuż prawej przedniej linii pachowej. Obróć osie x i y platformy, aby wyświetlić pojazd kempingowy.
    1. Naciśnij przycisk trybu M i zlokalizuj linię wskaźnika w punkcie hiperechowym przegrody, aby uzyskać obraz interfejsu RV w trybie M. Naciśnij przycisk Cine store, aby zapisać zdjęcie.
  10. Otwórz obraz trybu M interfejsu RV, naciśnij przycisk Zmierz, aby przejść do trybu pomiaru. Zmierz wewnętrzną odległość RV na końcu rozkurczu (RVIDd), frakcji wyrzutowej RV (RVEF) i skrócenia frakcji RV (RVFS) za pomocą wbudowanego narzędzia pomiarowego systemu echokardiograficznego.
  11. Należy przerwać podawanie izofluranu i położyć mysz na poduszce grzewczej na 3-5 minut, aż odzyska przytomność. Następnie umieść mysz z powrotem w klatce w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.

4. Inwazyjne pomiary hemodynamiki RV

UWAGA: Hemodydynamika RV jest oceniana za pomocą cewnikowania prawego serca 4 tygodnie po RVI. Zakładany jest cewnik 1,0 F wraz z systemem monitorowania.

  1. Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym 50 mg/kg pentobarbitalu sodu (patrz tabela materiałów).
  2. Po potwierdzeniu ustąpienia odruchu wycofania pedału należy przytrzymać mysz w pozycji leżącej na plecach i unieruchomić ją taśmą klejącą.
  3. Ogol włosy na klatce piersiowej od kąta mostka do mieczykowatego. Zdezynfekuj obszar operacyjny 75% alkoholem.
  4. Wykonać intubację tchawicy i ustawić parametr respiratora zwierzęcia zgodnie z opisem w krokach 1.5.2-1.5.3.
  5. Wykonaj obustronne nacięcie o długości 1 cm na skórze powyżej wyrostka mieczykowatego i przeciąć przeponę i żebro nożyczkami okulistycznymi, aby odsłonić serce.
  6. Nakłuć wolną ścianę prawej komory igłą 32 G. Wyjąć igłę i docisnąć ranę bawełną, aby zatamować krwawienie.
  7. Włóż końcówkę cewnika do prawej komory przez miejsce nakłucia i powoli popchnij cewnik do przodu. Dostosuj położenie końcówki, aby uzyskać typowy przebieg ciśnienia RV pokazany na monitorze i systemie nagrywania.
    UWAGA: Prawa żyła szyjna jest również odpowiednią drogą do pomiaru hemodynamicznego.
  8. Po 10 minutach stabilizacji zapisz dane skurczowego ciśnienia krwi RV (RVSBP), ciśnienia rozkurczowego RV (RVEDP) i RV dP/dt. Kliknij przycisk Wybierz, aby wybrać cykle pracy serca do obliczeń, a następnie kliknij przycisk Analizuj, aby obliczyć średnie wartości wybranych cykli.
  9. Wyjmij cewnik po zakończeniu nagrywania, a następnie umieść go w zwykłym roztworze soli fizjologicznej.
  10. Poddać mysz eutanazji za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia nadmiaru pentobarbitalu sodu (150 mg / kg), a następnie poświęcić go przez zwichnięcie szyjki macicy.
  11. Zbierz serce i piszczel do analizy histologicznej.

5. Oprawa naczyń wieńcowych przy użyciu środka do odlewania naczyń krwionośnych

  1. Heparynizować mysz przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 200 j.m./ml heparyny sodowej w stężeniu 2000 j.m./kg (patrz tabela materiałów).
  2. Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym 50 mg/kg pentobarbitalu sodu.
  3. Umieścić zwierzę na wznak na podkładce i zaintubować w celu sztucznej wentylacji, wykonując czynności 1.5.2-1.5.3.
  4. Otwórz klatkę piersiową nożyczkami chirurgicznymi zgodnie z opisem w kroku 4.5 i odsłoń serce.
  5. Wykonaj nacięcie o średnicy 3 mm nożyczkami okulistycznymi na prawym przedsionku i przeprowadź fuzję serca za pomocą 5 ml soli fizjologicznej przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza.
  6. Zablokuj krew z aorty za pomocą zacisku aortalnego i przelej 0,1 ml nitrogliceryny (1 mg / ml) przez wierzchołek serca za pomocą wstrzykiwacza w celu rozszerzenia tętnicy wieńcowej.
  7. Przygotuj odczynnik odlewany, mieszając składniki zestawu zgodnie z instrukcjami producenta (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Zaleca się jednoczesne przygotowanie odczynnika odlewanego i perfuzji z solą fizjologiczną i nitrogliceryną, aby zapobiec zamknięciu naczyń krwionośnych.
  8. Przeprowadź perfuzję serca z 1 ml odczynnika odlewanego przez wierzchołek serca i odczekaj 2-3 godziny.
  9. Erodować serce 50% wodorotlenkiem sodu przez 2-3 dni i usunąć tkankę mięśniową lub tkankę łączną, spłukując zwykłą solą fizjologiczną.
  10. Rób zdjęcia pod aparatem.
    UWAGA: Odczynnik w odlewie jest szkodliwy dla oczu, skóry i dróg oddechowych. Wodorotlenek sodu jest. Wymagane jest noszenie rękawic ochronnych, okularów ochronnych i fartucha laboratoryjnego. Odczynnik odlewany musi być przygotowany w dygestorium.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu, myszy zostały losowo przydzielone do grupy RVI (n = 11) lub operacji pozorowanej (n = 11). Odlew wieńcowy w 2 normalnych sercach myszy jest pokazany na Rysunek 1A. W odpowiedzi na podwiązanie RCA, zaobserwowano uniesienie odcinka ST w odprowadzeniu III EKG (Ryc. 1B). Co więcej, barwienie chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) wykazało, że obszar zawału stanowi 45% wolnej ściany RV w 24 godziny po operacji (Rysunek 1C, D). Powyżs...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sicard i współpracownicy z Francji po raz pierwszy opisali mysi model RVI w 2019 roku, który opisywał proces chirurgiczny i koncentrował się na interakcji między LV i RV po RVI9. Jednak do tej pory żadne badanie nie wykazało wykorzystania tego modelu do dalszych badań. Bardziej szczegółowa procedura byłaby pomocna dla badaczy, którzy mogliby wykorzystać mysi model RVI do badań. W przeciwieństwie do raportu Sicarda i wsp.9, dostarczyliśmy krok po kroku informacje do generowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82073851 do Sun) i Narodowej Chińskiej Fundacji Nauk Podoktoranckich (2021M690074 dla Lin).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazoluSigmaT8877Do barwienia TTC
Mini wentylator dla zwierzątHavardTyp 845Do sztucznej wentylacji
System ultrasonograficzny dla zwierząt VEVO2100Wizualny VEVO2100 sonicznypomiar prędkości przepływu Dopplera i płytki AS
Batson' s #17 Anatomiczny zestaw korozyjnyPolyscience Inc7349Do odlewania naczyń krwionośnych
buprenorfinaIsoreag1134630-70-8Do zmniejszenia bólu myszy po operacji
Myszy C57BL / 6J + D29A1A2: D27Centrum Zwierząt Południowego Uniwersytetu Medycznego-Do generowania modelu myszy RVI
AparatSangnondDo robienia zdjęć
Zimne światło oświetlaczOlympusILD-2Światło do pracy
elektrokardiografADI PrzyrządADAS1000Do nagrywania elektrokardiogramu
krem do depilacjiReckitt BenchiserRQ/B 33 Typ 2Usuń sierść myszy
Poduszka grzewcza - termostatyczny system chirurgiczny (ALC-HTP-S1)SHANGHAI ALCOTT BIOTECH COALC-HTP-S1Ogrzewanie
Hematoksylina-eozyna barwnikLeageneDH0003Barwienie hematoksyliną-eozyną
Sól sodowa heparynyMacklinH837056Do heparyzacji
IzofluranRWD nauki przyrodniczeR510-22Znieczulenie wziewne
SzpatułkaDziała jako laryngoskop
KaniulaDo intubacji
Matrx VIP 3000 Waporyzator izofuranowyMidmark CorporationVIP 3000Znieczulenie
Medyczny nylonowy szew (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0Do zamykania klatki piersiowej
Mikrochirurgiczna pęseta łokciowaRWD life scienceF11021-11Do chirurgii
Nożyczki mikrochirurgiczneNAPOXMB-54-1Do arteriotomii
Millar CatheterAD Instruments, Szanghaj1.0FPomiar gradientu ciśnienia
Sonda ultradźwiękowa MS400DVisual SonicMS400DPomiar przepływu dopplerowskiego kleszczyki do igieł do pomiaru prędkości i płytki AS
Visual SonicF31006-12Do operacji
nitroglicerynyBEIJING YIMIN MEDICINE CoDo rozszerzania tętnic wieńcowych
Nożyczki okulistyczneRWD life scienceS11022-14Do operacji
Pentobarbital sól sodowaMerck25MGZnieczulenie
PowerLab Multi-Directional Fizjologiczny system rejestracjiAD Instruments, Szanghaj4/35Zapis ciśnienia
Precyzyjna waga elektronicznaDenver InstrumentTB-114Waga
Szew jedwabny (8-0)Ningbo Medical Needle Co.6-0Podwiązanie tętnic wieńcowych Sprzęt
do mikrochirurgii małych zwierzątNapoxMA-65Narzędzia chirurgiczne
kleszcze tkankoweVisual SonicF-12007-10Do chirurgii
nożyczek tkankowychVisual SonicS13052-12Otwarta klatka piersiowa do pomiaru hemodynamicznego
Żel transmisyjnyGuang Gong pai250MLpreparat do Pomiar echokardiograficzny
Zaciski naczynioweVisual SonicR31005-06Do blokowania krwi z aorty
wykonana w laboratorium tchawicy wykonana w laboratorium

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
  2. Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
  3. Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
  4. Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
  5. Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
  6. Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
  7. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431(2019).
  8. Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
  9. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  10. Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
  11. Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. 0, 1-8 (2020).
  12. Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
  13. Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
  14. Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
  15. Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
  16. Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
  17. Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
  18. Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
  19. Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
  20. Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
  21. Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
  22. Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
  23. Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270(2021).
  24. Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
  25. Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
  26. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  27. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Right Ventricular InfarctionCoronary Artery LigationMouse Infarction ModelCardiac RemodelingEchocardiography AssessmentRV HemodynamicsInfarct Size EvaluationTricuspid Annular PlaneMasson StainingCoronary Vasculature Cast

Powiązane artykuły