Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie mikrożeli chitozanowo-genipinowych o kontrolowanej wielkości i wolnych od emulsji do zastosowań w inżynierii tkankowej

3.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63857

⸱

13 kwietnia 2022

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biological Engineering, Colorado School of Mines, 2Department of Orthopedics, University of Colorado Anschutz Medical Campus

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje nieopartą na emulsji metodę wytwarzania mikrożeli chitozanowo-genipinowych. Wielkość tych mikrożeli może być precyzyjnie kontrolowana i mogą one wykazywać pęcznienie zależne od pH, ulegać degradacji in vivo i być naładowane cząsteczkami terapeutycznymi, które uwalniają się z czasem w sposób ciągły, co czyni je bardzo istotnymi dla zastosowań inżynierii tkankowej.

Streszczenie

Mikrożele chitozanowe cieszą się dużym zainteresowaniem w inżynierii tkankowej ze względu na ich szeroki zakres zastosowań, niski koszt i immunogenność. Jednak mikrożele chitozanowe są powszechnie wytwarzane przy użyciu metod emulsyjnych, które wymagają płukania rozpuszczalnikami organicznymi, które są toksyczne i szkodliwe dla środowiska. Niniejszy protokół przedstawia szybką, niecytotoksyczną, nieopartą na emulsji metodę wytwarzania mikrożeli chitozanowo-genipinowych bez konieczności płukania rozpuszczalnikiem organicznym. Opisane tutaj mikrożele mogą być wytwarzane z precyzyjną kontrolą rozmiaru. Wykazują one przedłużone uwalnianie biomolekuł, co czyni je bardzo istotnymi dla inżynierii tkankowej, biomateriałów i medycyny regeneracyjnej. Chitozan jest sieciowany z genipiną w celu utworzenia sieci hydrożelowej, a następnie przepuszczany przez filtr strzykawkowy w celu wytworzenia mikrożeli. Mikrożele mogą być filtrowane w celu uzyskania różnych rozmiarów, a ponadto wykazują pęcznienie zależne od pH i z czasem ulegają enzymatycznej degradacji. Te mikrożele zostały wykorzystane w modelu uszkodzenia płytki wzrostu szczura i wykazano, że sprzyjają one zwiększonej naprawie tkanki chrzęstnej i wykazują całkowitą degradację po 28 dniach in vivo. Ze względu na niski koszt, wysoką wygodę i łatwość wytwarzania z materiałów cytokompatybilnych, te mikrożele chitozanowe stanowią ekscytującą i unikalną technologię w inżynierii tkankowej.

Wprowadzenie

Płytka wzrostu, znana również jako physis, to struktura chrząstki znajdująca się na końcu kości długich, która pośredniczy we wzroście u dzieci. Jeśli płytka wzrostowa zostanie uszkodzona, może powstać tkanka naprawcza znana jako "pręt kostny", która przerywa normalny wzrost i może powodować wady wzrostu lub deformacje kątowe. Dane epidemiologiczne wykazały, że 15%-30% wszystkich urazów szkieletu u dzieci jest związanych z płytką wzrostową. Powstawanie prętów kostnych występuje do 30% tych urazów, co sprawia, że urazy płytki wzrostowej i związane z nimi leczenie stanowią istotny problem kliniczny1,2,3,4. Kiedy dochodzi do tworzenia się pręta kostnego, najczęstszą drogą leczenia jest resekcja pręta kostnego i wprowadzenie materiału interpozycyjnego, takiego jak krzem lub tkanka tłuszczowa5. Jednak pacjenci, którzy przechodzą operację resekcji pręta kostnego, często mają złe rokowania na pełne wyzdrowienie, ponieważ obecnie nie ma leczenia, które mogłoby w pełni naprawić uszkodzoną płytkę wzrostową6,7,8. W świetle tych niedociągnięć istnieje pilna potrzeba opracowania skutecznych strategii leczenia urazów płytki wzrostowej, zarówno w zakresie zapobiegania tworzeniu się pręta kostnego, jak i regeneracji zdrowej tkanki chrząstki nasadowej.

Mikrocząsteczki hydrożelu, lub mikrożele, zyskały ostatnio zainteresowanie jako rusztowania do wstrzykiwań, które mogą zapewnić długotrwałe uwalnianie środków terapeutycznych9. Ze względu na wysoką możliwość przestrajania i biokompatybilność, mikrożele doskonale nadają się również do enkapsulacji czynników bioaktywnych lub komórek. Mikrożele mogą być wykonane z różnych materiałów, począwszy od polimerów syntetycznych, takich jak glikol polietylenowy (PEG), po polimery naturalne, takie jak alginian lub chitozan10,11,12. Wykazano, że chitozan ma kilka korzystnych efektów dla inżynierii tkankowej, takich jak jego zdolność do destabilizacji zewnętrznej błony bakterii Gram-ujemnych, oferując w ten sposób naturalną aktywność przeciwdrobnoustrojową13,14. Ponadto chitozan jest opłacalny, interaktywny w komórkach i łatwo modyfikowany za pomocą struktury zawierającej aminy. Mikrożele na bazie chitozanu obiecują strategię biomateriałową w zakresie dostarczania leków i sygnalizacji materiału, która może promować regenerację tkanek, jednocześnie zapobiegając infekcjom bakteryjnym. Jednak mikrożele chitozanowe są często wytwarzane przy użyciu szerokiej gamy technik, które wymagają specjalnego sprzętu, technik emulsji lub cytotoksycznych płukań rozpuszczalnikiem. Na przykład w niektórych badaniach wyprodukowano mikrożele chitozanowe metodami opartymi na emulsji, ale protokoły te wymagają płukania rozpuszczalnikiem i cytotoksycznych środków sieciujących, potencjalnie negując ich translację do warunków klinicznych15,16. W innych badaniach wykorzystano mikrofluidykę lub metody elektrorozpylania do wytwarzania mikrożeli chitozanowych, które wymagają specjalnego sprzętu, przygotowania i szkolenia17,18. Mikrożele chitozanowe są również powszechnie wytwarzane w procesie kropelkowym sieciowania do roztworu chitozanu; Jednak ta metoda jest w dużym stopniu zależna od lepkości roztworu, stężenia polimeru i szybkości przepływu, co utrudnia kontrolowanie wielkości i dyspersji mikrożeli19,20. I odwrotnie, opisana w niniejszym dokumencie metoda wytwarzania mikrożeli nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani płukania rozpuszczalnikiem, dzięki czemu mikrożele te nadają się do wytwarzania w prawie każdym laboratorium lub otoczeniu. W związku z tym mikrożele te stanowią bardzo istotne biomateriały dla szybkiego, opłacalnego i łatwego w produkcji nośnika leków do wielu zastosowań.

Poprzez modulację składu mikrożelu i charakterystyki materiału, badacze mogą uzyskać precyzyjną kontrolę nad mikrośrodowiskiem komórkowym, kierując w ten sposób zachowaniem komórki w sposób zależny od materiału. Mikrożele mogą być stosowane samodzielnie lub w połączeniu z masowymi systemami biomateriałów w celu nadania określonych funkcji, takich jak przedłużone uwalnianie czynników bioaktywnych lub precyzyjna specjalna sygnalizacja dla komórek natywnych lub egzogennych. Biomateriały i mikrożele stały się atrakcyjnymi metodami leczenia urazów płytki wzrostowej. Dużo wysiłku włożono w opracowanie biomateriałów na bazie alginianów i chitozanów do leczenia urazów płytki wzrostowej21,22,23,24,25. Ze względu na dynamiczny czasowy charakter kostnienia płytki wzrostu i wydłużania kości, mechanizm powstawania prętów kostnych nie jest w pełni poznany. Dlatego opracowano kilka modeli zwierzęcych, aby lepiej wyjaśnić mechanizmy kostnienia śródchrzęstnego i tworzenia się prętów kostnych, takich jak u szczurów, królików i owiec26,27,28. Jednym z takich modeli jest model uszkodzenia płytki wzrostu szczura, który wykorzystuje defekt wywierconego otworu w kości piszczelowej szczura do wytworzenia kostnego pręta w przewidywalny i powtarzalny sposób i naśladuje ludzkie urazy we wszystkich trzech strefach płytki wzrostu29,30. Przy użyciu tego modelu przetestowano kilka strategii leczenia uszkodzeń płytki wzrostowej opartych na biomateriałach. Dodatkowo opracowano dwie różne metody wytwarzania mikrożeli chitozanowych, które mogą być używane jako system biomateriałów do wstrzykiwań, który uwalnia środki terapeutyczne w sposób zrównoważony10,31. Te mikrożele zostały wykorzystane w modelu uszkodzenia ciała szczura i wykazały lepszą regenerację chrząstki31 po uwolnieniu SDF-1a i TGF-b3. Techniki przedstawione w tym protokole opisują metody opracowane w celu wytwarzania tych mikrożeli chitozanowych, które można następnie zastosować w szerokiej gamie zastosowań inżynierii tkankowej. Na przykład w ostatnich badaniach wykorzystano mikrożele chitozanowe reagujące na termo- lub magento do kontrolowanych zastosowań onkologicznych w dostarczaniu leków32,33.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Kolorado w Denver. Do niniejszego badania wykorzystano 6-tygodniowe samce szczurów rasy Sprague-Dawley. Model uszkodzeń płytki wzrostu szczurów został stworzony na podstawie wcześniej opublikowanego raportu30.

1. Przygotowanie polimeru chitozanu

  1. Otrzymać oczyszczony i liofilizowany chitozan o niskiej masie cząsteczkowej (LMW) z dostępnych na rynku źródeł (patrz tabela materiałów).
  2. Do zlewki o pojemności 1 l dodać 495 ml podwójnie destylowanej wody (ddH2O) i mieszadło. Dodać 5 g chitozanu (krok 1.1.) i dobrze wymieszać.
    UWAGA: Chitozan jest tylko słabo rozpuszczalny w roztworze wodnym o fizjologicznym pH, więc chitozan nie rozpuści się łatwo na tym etapie.
  3. Dodać 5 ml lodowatego kwasu octowego do wyżej przygotowanego roztworu chitozanu.
  4. Mieszać pod przykryciem przy 300 obr./min przez 18 godzin ze zlewką umieszczoną w łaźni wodnej o temperaturze 50 °C.
  5. Za pomocą kolby Büchnera i lejka przefiltrować roztwór chitozanu przez zmniejszające się rozmiary bibuły filtracyjnej: 22 μm, 8 μm i 2,7 μm (patrz tabela materiałów).
  6. Dodać przefiltrowany roztwór chitozanu do celulozowego przewodu dializacyjnego (patrz tabela materiałów) i pozostawić do dializowania w ddH2O w temperaturze pokojowej przez 4 dni, zmieniając ddH2O codziennie.
    UWAGA: Do ostatniej wymiany użyj ultraczystej wody ddH2O.
  7. Przenieść dializowany roztwór chitozanu do zlewki i dostosować pH do 8,0 za pomocą 1 M NaOH.
  8. Podwielokrotność chitozanu rozmieścić w probówkach wirówkowych i odwirować przy 4000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  9. Zdekantować supernatant do strumienia odpadów i ponownie zawiesić chitozan w ddH2O, powtarzając 2 razy.
  10. Zamrozić, a następnie liofilizować granulat chitozanu.
    1. Każdego dnia należy usunąć liofilizowany produkt i zapisać masę.
      UWAGA: Gdy masa liofilizowanego produktu już się nie zmienia, produkt jest całkowicie wysuszony i może być przechowywany w temperaturze -20 °C do momentu użycia.

2. Produkcja hydrożelu chitozanowego

  1. Dodać 2 ml 6% kwasu octowego i 120 mg oczyszczonego chitozanu (Krok 1) do 10 ml strzykawki Luer-lock, aby uzyskać 6% m/v roztworu chitozanu.
  2. Połączyć strzykawkę Luer-lock z inną identyczną strzykawką za pomocą żeńskiego łącznika Luer-lock i mieszać roztwór tam i z powrotem przez 30 sekund lub do momentu, gdy chitozan całkowicie rozpuści się w kwasie octowym.
  3. Przed sieciowaniem dodaj dowolny środek terapeutyczny lub bioaktywny do roztworu chitozanu (w razie potrzeby). W niniejszym badaniu do mikrożeli dodano 200 ng SDF-1a i TGF-b3 (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: SDF-1a i TGF-b3 są środkami bioaktywnymi istotnymi dla regeneracji tkanki płytki wzrostowej. SDF-1a promuje migrację mezenchymalnych komórek macierzystych do miejsca ubytku, a TGF-b3 służy jako czynnik chondrogeniczny, który indukuje różnicowanie tych komórek macierzystych w dół linii chondrogennej31.
    UWAGA: Ponownie wymieszaj chitozan między strzykawkami, aby w pełni włączyć lek.
  4. Przygotuj 100 mM podstawowego roztworu sieciującego genipiny (patrz tabela materiałów) w 100% etanolu.
  5. Dodać 100 μl przygotowanego roztworu genipiny (krok 2.4.) do strzykawki zawierającej chitozan i ponownie mieszać tam i z powrotem między strzykawkami przez 30 sekund.
  6. Wycisnąć mieszaninę ze strzykawki na szalkę Petriego o średnicy 35 mm, przykryć folią parafinową i inkubować w temperaturze 37 °C przez noc w wilgotnej atmosferze.
    UWAGA: Roztwór zmieni kolor na ciemnoniebieski, co oznacza, że zaszła reakcja sieciowania między chitozanem a genipiną, prowadząca do powstania mikrożelu chitozanowego.
  7. Przefiltruj przygotowany mikrożel chitozanowy, wykonując poniższe czynności.
    1. Delikatnie rozbij hydrożel na mniejsze kawałki za pomocą szpatułki.
      UWAGA: Kawałki powinny być na tyle małe, aby można je było przenieść na tył strzykawki o pojemności 10 ml i średnicy ~1-2 cm.
    2. Umieść filtr o pożądanym rozmiarze oczek z tyłu czystej strzykawki o pojemności 10 ml.
      UWAGA: Typowy zakres rozmiarów mikrożeli wynosi od 50 do 200 μm.
    3. Przenieść połamane kawałki żelu do strzykawki wyposażonej w filtr i dodać 6 ml ddH2O.
      UWAGA: Żel chitozanowy znacznie pęcznieje w środowisku wodnym, dlatego spodziewana jest duża zmiana objętości żelu.
    4. Podłączyć strzykawkę za pomocą złącza Luer-lock do innej czystej strzykawki o pojemności 10 ml.
    5. Przecisnąć mieszaninę żel + woda przez strzykawkę z filtrem, aby utworzyć mikrożele o określonej maksymalnej średnicy.
      1. Po pierwszej filtracji otworzyć tylną część strzykawki zawierającej filtr i wytłoczyć mieszaninę z powrotem do tej strzykawki.
      2. Założyć tylną część strzykawki i ponownie przepuścić mieszaninę przez filtr.
      3. Powtórz filtrację 5-6 razy lub do momentu, gdy opór przez filtr będzie niewielki.
  8. Spłucz i oczyść przefiltrowane mikrożele.
    1. Przefiltrowaną mieszaninę żelu przenieść do stożkowej probówki o pojemności 50 ml, zwiększyć całkowitą objętość do 20 ml za pomocą ddH2O, a następnie zwirować mieszaninę, aby zapewnić jednorodną dyspersję.
    2. Odwirować mikrożele przy 100 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i zdekantować górną fazę wodną.
    3. Ponownie zawiesić mikrożele w 10 ml 70% etanolu, wirować i umieścić w świetle UV na 1 godzinę w celu sterylizacji.
    4. Odwirować mikrożele przy 1 000 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej, wyrzucić etanol i przepłukać 3x ddH2O.

3. Przygotowanie mikrożeli do zastosowań in vitro lub in vivo

UWAGA: W niniejszym badaniu, regeneracja chrząstki w uszkodzeniach płytki wzrostowej była badana na modelu szczurzym. Aby uzyskać szczegółowe informacje, zobacz reference31.

  1. Zawiesić granulki mikrożelu w stosunku 1:1 w ddH2O. Mikrożele można przechowywać do 1 miesiąca zawieszone w ddH2O w temperaturze 4 °C. W przypadku stosowania środka bioaktywnego mikrożele należy zużyć natychmiast.
  2. Utwórz miejsce urazu u zwierzęcia zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem30.
  3. Przepłukać miejsce urazu solą fizjologiczną i albo nie poddawać go leczeniu (do badania kontrolnego), albo wstrzyknąć tylko mikrożele chitozanu lub mikrożele zawierające środki bioaktywne (krok 3.2.).
  4. Zamknąć ranę u zwierzęcia i podać pooperacyjne leki przeciwbólowe30.
  5. W 7 lub 28 dniu po operacji należy poddać szczura eutanazji przez przedawkowanie CO2, wyciąć kończyny i wykonać histologię, aby ocenić naprawę tkanek w miejscu urazu31.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomyślna synteza mikrożeli chitozanowych opiera się na reakcji sieciowania genipiny z chitozanem, w której biorą udział w szczególności grupy aminowe w łańcuchach polimerowych chitozanu. W przeciwieństwie do innych technik wytwarzania mikrożeli, metoda ta nie wymaga stosowania emulsji ani płukania rozpuszczalnikami i może być szybko i łatwo przeprowadzona przy użyciu niedrogiej aparatury. Charakterystycznym wskaźnikiem pomyślnej syntezy mikrożeli jest wyraźna zmiana barwy z białej na ciemnoniebieską po zmieszaniu chitoza...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mikrożele były szeroko badane w ostatnich latach ze względu na ich wysoki poziom zastosowania do różnych celów, takich jak dostarczanie leków lub enkapsulacja komórek9. Łatwość wytwarzania konstruktów biomateriałowych w mikroskali ma istotne znaczenie w inżynierii tkankowej, ponieważ umożliwia naukowcom opracowywanie strategii opartych na hydrożelu w określonej skali i skali czasowej. Jednak większość metod wytwarzania mikrożeli chitozanowych wymaga drogiego sprzętu i odczynników, emulsji lub cyto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases of the National Institute of Health pod numerami nagród R03AR068087 i R21AR071585 oraz przez Fundację Boettchera (#11219) dla MDK. CBE było wspierane przez NIH/NCATS Colorado CTSA Grant Number TL1 TR001081.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas octowySigmaAldrichAX0073
BD Strzykawka Luer-LockFisher Scientific14-823-16E
Bü chner FunnelFisher ScientificFB966Fśrednicy 100 mm
Chitozan (niska masa cząsteczkowa)SigmaAldrich44886975-80% deacetylacja
Rurki membranowe do dializyFisher Scientific08-670-5C3500 MWCO
EtanolSigmaAldrich493538
GenipinSigmaAldrichG4796
Heracell Inkubator 150iThermoFisher50116047
ParafilmFisher Scientific13-374-12
Rekombinowany ludzki SDF-1aPeprotech300-28A
Rekombinowany ludzki TGF-b3Peprotech100-36E
Bibuła filtracyjna Whatman klasy 540SigmaAldrichZ2415478 mm Rozmiar porów
Whatman Klasa 541SigmaAldrichWHA154105522 mm rozmiar porów
Whatman Bibuła filtracyjna klasa 542SigmaAldrichWHA15421852,7 mm rozmiar porów
Sito siatkoweMcMaster-Carr9317T86Nr 100 Siatka
o

Bibliografia

  1. Mizuta, T., Benson, W. M., Foster, B. K., Morris, L. L. Statistical analysis of the incidence of physeal injuries. Journal of Pediatric Orthopaedics. 7 (5), 518-523 (1987).
  2. Mann, D. C., Rajmaira, S. Distribution of physeal and nonphyseal fractures in 2,650 long-bone fractures in children aged 0-16 years. Journal of Pediatric Orthopaedics. 10 (6), 713-716 (1990).
  3. Eid, A. M., Hafez, M. A. Traumatic injuries of the distal femoral physis. Retrospective study on 151 cases. Injury. 33 (3), 251-255 (2002).
  4. Barmada, A., Gaynor, T., Mubarak, S. J. Premature physeal closure following distal tibia physeal fractures: a new radiographic predictor. Journal of Pediatric Orthopaedics. 23 (6), 733-739 (2003).
  5. Shaw, N., et al. Regenerative medicine approaches for the treatment of pediatric physeal injuries. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (2), 85-97 (2018).
  6. Dabash, S., Prabhakar, G., Potter, E., Thabet, A. M., Abdelgawad, A., Heinrich, S. Management of growth arrest: current practice and future directions. Journal of Clinical Orthopaedics and Trauma. 9, Suppl 1 58-66 (2018).
  7. Williamson, R. V., Staheli, L. T. Partial physeal growth arrest: treatment by bridge resection and fat interposition. Journal of Pediatric Orthopedics. 10 (6), 769-776 (1990).
  8. Escott, B. G., Kelley, S. P. Management of traumatic physeal growth arrest. Orthopaedics and Trauma. 26 (3), 200-211 (2012).
  9. Newsom, J. P., Payne, K. A., Krebs, M. D. Microgels: modular, tunable constructs for tissue regeneration. Acta Biomaterialia. 88, 32-41 (2019).
  10. Riederer, M. S., Requist, B. D., Payne, K. A., Way, J. D., Krebs, M. D. Injectable and microporous scaffold of densely-packed, growth factor-encapsulating chitosan microgels. Carbohydrate Polymers. 152, 792-801 (2016).
  11. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160(2018).
  12. Kim, P. -H., et al. Injectable multifunctional microgel encapsulating outgrowth endothelial cells and growth factors for enhanced neovascularization. Journal of Controlled Release. 187, 1-13 (2014).
  13. Rabea, E. I., Badawy, M. E. -T., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action. Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).
  14. Sarmento, B., Goycoolea, F. M., Sosnik, A., das Neves, J. Chitosan and chitosan derivatives for biological applications: chemistry and functionalization. International Journal of Carbohydrate Chemistry. 2011, 1(2011).
  15. Galdioli Pellá, M. C., et al. Chitosan hybrid microgels for oral drug delivery. Carbohydrate Polymers. 239, 116236(2020).
  16. Echeverria, C., et al. One-pot synthesis of dual-stimuli responsive hybrid PNIPAAm-chitosan microgels. Materials & Design. 86, 745-751 (2015).
  17. Kim, M. Y., Kim, J. Chitosan microgels embedded with catalase nanozyme-loaded mesocellular silica foam for glucose-responsive drug delivery. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (4), 572-578 (2017).
  18. Mora-Boza, A., et al. Microfluidics generation of chitosan microgels containing glycerylphytate crosslinker for in situ human mesenchymal stem cells encapsulation. Materials Science and Engineering: C. 120, 111716(2021).
  19. Zhang, H., Mardyani, S., Chan, W. C. W., Kumacheva, E. Design of biocompatible chitosan microgels for targeted pH-mediated intracellular release of cancer therapeutics. Biomacromolecules. 7 (5), 1568-1572 (2006).
  20. Huang, P., et al. Effect of pH on the mechanical, interfacial, and emulsification properties of chitosan microgels. Food Hydrocolloids. 121, 106972(2021).
  21. Fletcher, N. A., Krebs, M. D. Sustained delivery of anti-VEGF from injectable hydrogel systems provides a prolonged decrease of endothelial cell proliferation and angiogenesis in vitro. RSC Advances. 8 (16), 8999-9005 (2018).
  22. Fletcher, N. A., Babcock, L. R., Murray, E. A., Krebs, M. D. Controlled delivery of antibodies from injectable hydrogels. Materials Science and Engineering: C. 59, 801-806 (2016).
  23. Fletcher, N. A., Von Nieda, E. L., Krebs, M. D. Cell-interactive alginate-chitosan biopolymer systems with tunable mechanics and antibody release rates. Carbohydrate Polymers. 175, 765-772 (2017).
  24. Erickson, C. B., et al. In vivo degradation rate of alginate-chitosan hydrogels influences tissue repair following physeal injury. Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. , 34580(2020).
  25. Erickson, C. B., et al. Anti-VEGF antibody delivered locally reduces bony bar formation following physeal injury in rats. Journal of Orthopaedic Research. , 24907(2020).
  26. Lee, M. A., Nissen, T. P., Otsuka, N. Y. Utilization of a murine model to investigate the molecular process of transphyseal bone formation. Journal of Pediatric Orthopaedics. 20 (6), 802-806 (2000).
  27. Planka, L., et al. Nanotechnology and mesenchymal stem cells with chondrocytes in prevention of partial growth plate arrest in pigs. Biomedical Papers. 156 (2), 128-134 (2012).
  28. Yu, Y., et al. Rabbit model of physeal injury for the evaluation of regenerative medicine approaches. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (12), 701-710 (2019).
  29. Xian, C. J., Zhou, F. H., McCarty, R. C., Foster, B. K. Intramembranous ossification mechanism for bone bridge formation at the growth plate cartilage injury site. Journal of Orthopaedic Research. 22 (2), 417-426 (2004).
  30. Erickson, C. B., Shaw, N., Hadley-Miller, N., Riederer, M. S., Krebs, M. D., Payne, K. A. A rat tibial growth plate injury model to characterize repair mechanisms and evaluate growth plate regeneration strategies. Journal of Visualized Experiments. (125), e55571(2017).
  31. Erickson, C., Stager, M., Riederer, M., Payne, K. A., Krebs, M. Emulsion-free chitosan-genipin microgels for growth plate cartilage regeneration. Journal of Biomaterials Applications. 36 (2), 289-296 (2021).
  32. Yang, D., et al. Microfluidic synthesis of chitosan-coated magnetic alginate microparticles for controlled and sustained drug delivery. International Journal of Biological Macromolecules. 182, 639-647 (2021).
  33. Marsili, L., Dal Bo, M., Berti, F., Toffoli, G. Thermoresponsive chitosan-grafted-poly(N-vinylcaprolactam) microgels via ionotropic gelation for oncological applications. Pharmaceutics. 13 (10), 1654(2021).
  34. Muzzarelli, R., El Mehtedi, M., Bottegoni, C., Aquili, A., Gigante, A. Genipin-crosslinked chitosan gels and scaffolds for tissue engineering and regeneration of cartilage and bone. Marine Drugs. 13 (12), 7314-7338 (2015).
  35. Muzzarelli, R. A. A. Genipin-crosslinked chitosan hydrogels as biomedical and pharmaceutical aids. Carbohydrate Polymers. 77 (1), 1-9 (2009).
  36. Butler, M. F., Ng, Y. -F., Pudney, P. D. A. Mechanism and kinetics of the crosslinking reaction between biopolymers containing primary amine groups and genipin. Journal of Polymer Science Part A: Polymer Chemistry. 41 (24), 3941-3953 (2003).
  37. Marquez-Curtis, L. A., Janowska-Wieczorek, A. Enhancing the migration ability of mesenchymal stromal cells by targeting the SDF-1/CXCR4 axis. BioMed Research International. 2013, 1-15 (2013).
  38. Tang, Q. O., et al. TGF-β3: A potential biological therapy for enhancing chondrogenesis. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (6), 689-701 (2009).
  39. Hogg, R., Turek, M. L., Kaya, E. The role of particle shape in size analysis and the evaluation of comminution processes. Particulate Science and Technology. 22 (4), 355-366 (2004).
  40. Raval, N., Maheshwari, R., Kalyane, D., Youngren-Ortiz, S. R., Chougule, M. B., Tekade, R. K. Importance of physicochemical characterization of nanoparticles in pharmaceutical product development. Basic Fundamentals of Drug Delivery. , 369-400 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

mikropelety chitosanowesieciowanie genipinwytwarzanie mikropelet wmikropelety o kontrolowanym rozmiarzemetoda bezemulsyjnarusztowanie biomateria oweprzed u one uwalnianie lekuregeneracja chrz stkibiodegradowalne mikropelety
Wytwarzanie mikrożeli chitozanowo-genipinowych o kontrolowanej wielkości i wolnych od emulsji do zastosowań w inżynierii tkankowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.