Artykuł metodologiczny

Kompleksowe zrozumienie zmian chodu wywołanych bezczynnością u gryzoni

DOI:

10.3791/63865

⸱

6 lipca 2022

 ,  ,  , 
1Department of Motor Function Analysis, Human Health Sciences, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 2Otolaryngology - Head & Neck Surgery, Ohio State Wexner Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje trójwymiarowe śledzenie/ocenę ruchu, aby zobrazować zmianę ruchu szczurów po ekspozycji na symulowane środowisko nieużywania.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dobrze wiadomo, że nieużywanie wpływa na systemy nerwowe i że ruchy stawów ulegają zmianie; jednak nadal nie jest jasne, które wyniki prawidłowo wykazują te cechy. W niniejszym badaniu opisano podejście do analizy ruchu, które wykorzystuje trójwymiarową (3D) rekonstrukcję na podstawie nagrań wideo. Korzystając z tej technologii, u gryzoni wystawionych na działanie symulowanego środowiska mikrograwitacji zaobserwowano zmiany w chodzeniu spowodowane nieużywaniem poprzez odciążenie tylnej kończyny za ogon. Po 2 tygodniach rozładunku szczury chodziły po bieżni, a ich ruchy chodu zostały uchwycone za pomocą czterech kamer ze sprzężonym ładunkiem (CCD). Profile ruchu 3D zostały zrekonstruowane i porównane z profilami osób kontrolnych za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazu. Zrekonstruowane miary wyników z powodzeniem zobrazowały różne aspekty zniekształconego ruchu chodu: nadmierne wyprostowanie stawów kolanowych i skokowych oraz wyższą pozycję stawów biodrowych podczas fazy podporu. Analiza ruchu jest przydatna z kilku powodów. Po pierwsze, umożliwia ilościowe oceny behawioralne zamiast subiektywnych obserwacji (np. zaliczenie/niezaliczenie w niektórych zadaniach). Po drugie, po uzyskaniu podstawowych zestawów danych można wyodrębnić wiele parametrów w celu dopasowania do określonych potrzeb. Pomimo przeszkód na drodze do szerszego zastosowania, wady tej metody, w tym pracochłonność i koszty, mogą zostać złagodzone poprzez określenie kompleksowych pomiarów i procedur eksperymentalnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak aktywności fizycznej lub nieużywanie prowadzi do pogorszenia efektorów lokomotorycznych, takich jak zanik mięśni i utrata masy kostnej1 i dekondycjonowanie całego ciała2. Co więcej, ostatnio zauważono, że brak aktywności wpływa nie tylko na aspekty strukturalne elementów układu mięśniowo-szkieletowego, ale także na jakościowe aspekty ruchu. Na przykład, pozycje kończyn szczurów wystawionych na symulowane środowisko mikrograwitacji różniły się od tych u nienaruszonych zwierząt nawet 1 miesiąc po zakończeniu interwencji3,4. Niemniej jednak niewiele zgłoszono na temat deficytów ruchu spowodowanych brakiem aktywności. Nie ustalono również w pełni kompleksowej charakterystyki ruchowej pogorszeń.

Obecny protokół demonstruje i omawia zastosowanie oceny kinematycznej do wizualizacji zmian ruchu, odnosząc się do deficytów ruchu chodu wywołanych nieużywaniem u szczurów poddanych odciążeniu kończyn tylnych.

Wykazano, że nadmierne wydłużenie kończyn podczas chodzenia po symulowanym środowisku mikrograwitacji obserwuje się zarówno u ludzi5 jak i zwierząt4,6,7,8. Dlatego, aby zapewnić uniwersalność, skupiliśmy się w tym badaniu na ogólnych parametrach: kątach stawu kolanowego i skokowego oraz odległości pionowej między stawem śródstopno-paliczkowym a biodrem (w przybliżeniu odpowiadającej wysokości biodra) w środkowym punkcie fazy podporu (śródpostawy). W dalszej części dyskusji zasugerowano potencjalne zastosowania oceny kinematyki wideo.

Seria analiz kinematycznych może być skuteczną miarą oceny funkcjonalnych aspektów kontroli neuronalnej. Jednakże, mimo że analizy ruchu zostały opracowane na podstawie obserwacji śladów lub prostych pomiarów na przechwyconym wideo9,10 do wielu systemów kamer11,12, uniwersalne metody i parametry nie zostały jeszcze ustalone. Metoda przedstawiona w niniejszym badaniu ma na celu dostarczenie tej wspólnej analizie ruchu kompleksowych parametrów.

W poprzednim worku13, próbowaliśmy zilustrować zmiany chodu u szczurów z uszkodzeniami nerwowymi za pomocą kompleksowej analizy wideo. Jednak ogólnie rzecz biorąc, potencjalne wyniki analiz ruchu są często ograniczone do z góry określonych zmiennych dostarczonych w ramach analizy. Z tego powodu w niniejszym badaniu szczegółowo opisano, w jaki sposób uwzględnić parametry zdefiniowane przez użytkownika, które mają szerokie zastosowanie. Oceny kinematyczne z wykorzystaniem analiz wideo mogą być jeszcze bardziej przydatne, jeśli zostaną wdrożone odpowiednie parametry.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Doświadczalny Uniwersytetu w Kioto (Med Kyo 14033) i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia (Przewodnik dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych, 8. wydanie). Do niniejszego badania wykorzystano 7-tygodniowe samce szczurów rasy Wistar. Schemat przedstawiający sekwencję procedur znajduje się w pliku uzupełniającym 1.

1. Zapoznanie szczurów z chodzeniem na bieżni

UWAGA: Proszę zapoznać się z poprzednio opublikowanym raportem13, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat procedury.

  1. Umieść szczura na bieżni przeznaczonej dla gryzoni (patrz tabela materiałów). Podczas pierwszej sesji pozwól zwierzęciu zbadać bieżnię, aby przyzwyczaić się do otoczenia.
    UWAGA: Ten proces trwa około 5 minut.
  2. Stopniowo zwiększaj prędkość pasa do pożądanego poziomu (20 cm/s) i wyprowadzaj szczura na spacer. W razie potrzeby użyj porażenia prądem na końcu bieżni14.
    UWAGA: Jedna sesja marszu trwa około 10-20 minut.
  3. Powtarzaj ten proces co drugi dzień przez 1 tydzień lub częściej, jeśli zajdzie taka potrzeba15,16,17.
    UWAGA: Rozpocznij okres zaznajamiania się 1 tydzień przed krokiem 2.
  4. Trzymaj szczury w grupach w klatkach (2-3 szczury w każdej klatce) w 12-godzinnym cyklu jasno-ciemnym. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum.

2. Zastosowanie odciążania tylnych kończyn u szczurów i ustawianie znaczników stawów

UWAGA: Podnieś tylne kończyny szczura za pomocą nici i taśmy klejącej przymocowanej do ogona, jak opisano w poprzednich raportach18,19,20. Upewnij się, że nić i taśma są przymocowane u podstawy ogona, aby zapobiec ślizganiu się skóry ogona. Dokładnie monitoruj zwierzęta i w razie potrzeby dostosuj wysokość rozładunku lub szczelność taśmy.

  1. Pod 2-5% inhalacją izofluranu z maską znieczulającą, owiń pierwszą połowę 30-centymetrowego paska taśmy klejącej wokół bliższej części ogona szczura.
  2. Złóż bawełnianą nić o długości 1 m (bawełniany sznurek kuchenny o średnicy około 1 mm) na pół. Zrób pętlę, zawiązując węzeł w złożonym punkcie środkowym 50 cm. Węzeł musi znajdować się około 5 cm od końcówki, aby pozostawić pętlę o obwodzie 10 cm.
  3. Pozwól, aby pozostałe 15 cm taśmy samoprzylepnej przeszło raz przez pętlę nici, aby zabezpieczyć taśmę. Owiń pozostałą taśmę wokół dystalnej części ogona.
  4. Zamocuj drugą końcówkę nici na górnej platformie klatki. Trzymaj zwierzęta w klatce, która jest wystarczająco wysoka, aby unieść ich tylne kończyny za ogony. Oprócz rozładunku należy zapewnić takie samo środowisko, jak w przypadku grupy Ctrl, takie jak żywność, woda i ściółka podłogowa.
  5. Skonfiguruj oznaczniki połączeń i oprogramowanie (patrz tabela materiałów), wykonując poniższe czynności.
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje na temat tego kroku, zobacz Wang et al.13.
    1. Pod wpływem 2-5% inhalacji izofluranu przymocuj do ogolonej skóry kolorowe półkuliste markery (o średnicy 3 mm) odpowiadające kostnym punktom orientacyjnym. Utrzymuj poziom izofluranu na jak najniższym poziomie, aby zapobiec bardzo głębokiemu znieczuleniu.
    2. Upewnij się, że punktami orientacyjnymi są przedni górny kręgosłup biodrowy (ASIS), krętarz większy (staw biodrowy), staw kolanowy (kolano), kostka boczna (kostka) i piąty staw śródstopno-paliczkowy (MTP)21.
      UWAGA: Pomaluj czubek palca, jeśli potrzebny jest kąt palca. Użyj markera olejnego na bazie oleju (patrz Tabela materiałów). Płynny klej jest preferowany jako klej, ponieważ płynna forma wysycha szybciej.

3. Śledzenie znaczników za pomocą przechwyconych filmów

  1. Otwórz aplikację MotionRecorder (patrz Tabela materiałów) i włącz bieżnię. Umieść szczura na pasie bieżni.
    UWAGA: Cztery kamery do przechwytywania wideo (patrz Tabela materiałów) są rozmieszczone wzdłuż długich krawędzi bieżni: dwie kamery na każdej krawędzi, w odległości około 50 cm x 50 cm od siebie, skierowane w stronę środka obszaru pasa bieżni.
  2. Zwiększ prędkość taśmy do 20 cm/s. Gdy szczur zacznie chodzić normalnie z żądaną prędkością, kliknij ikonę nagrywania, aby rozpocząć przechwytywanie wideo. Po uzyskaniu wystarczającej liczby kroków (5 kolejnych kroków, najlepiej 10 kroków) zatrzymaj przechwytywanie, klikając ponownie ikonę nagrywania.
    UWAGA: Zbierz dane o wielu zwierzętach w jednym eksperymencie. Spróbuj do pięciu razy dla każdego szczura. Jeśli szczur nie chodzi, złap innego i spróbuj pierwszego później. Szybkość przechwytywania kamery wynosiła 120 klatek/s.
  3. Otwórz aplikację 3DCalculator (patrz Spis materiałów) i plik wideo, który chcesz przeanalizować.
  4. Przytnij wideo, dostosowując poziomy suwak u góry, aby zawierał wystarczającą liczbę kolejnych kroków. Przechwycony obraz zmienia się, przeciągając ikony końcówek żółtego suwaka.
  5. Aby przechwycić znaczniki, wybierz legendy znaczników, klikając legendy znaczników na modelu obrazu patyczka, przeciągając je do odpowiedniego znacznika na przechwyconym filmie i zwalniając przycisk. Ten proces przypisuje kolor znacznika do legendy znacznika na obrazku na rysunku na patyczku. Powtórz ten proces dla każdego znacznika, który ma być śledzony.
  6. Kliknij ikonę Automatyczne śledzenie. Jeśli system nie śledzi dokładnie znaczników lub proces śledzenia zatrzymuje się z powodu utraty znacznika, przełącz się na tryb ręczny.
    UWAGA: Ten automatyczny proces nie zatrzymuje się, chyba że znaczniki zostaną pominięte. Jeśli zatrzymania zdarzają się częściej niż co kilka klatek, rozważ zmianę położenia utraconych znaczników.
  7. Jeśli potrzebny jest tryb ręczny, kliknij ikonę Ręczny, aby przełączyć. Kliknij brakującą legendę znacznika na obrazie drążka i odpowiadający mu znacznik na filmie. Wideo jest kontynuowane z jedną klatką dla każdego kliknięcia w trybie ręcznym.
    UWAGA: Korzystaj z ogólnodostępnych aplikacji, które umożliwiają automatyczne klikanie, aby zapobiec zmęczeniu osób śledzących (digitalizujących) znaczniki (patrz Tabela materiałów).

4. Obliczanie pożądanych parametrów

  1. Otwórz aplikację KineAnalyzer (patrz Spis materiałów) i załaduj plik.
  2. Przejdź do menu Widok > Edytuj wzorzec znacznika. Otworzy się okno "Edycja główna znacznika".
    UWAGA: Przechwycone znaczniki mają proste numery, dopóki nie zostaną oznaczone.
  3. Kliknij żądaną etykietę (punkt orientacyjny) na karcie znacznika, a następnie kliknij żądany kolor. Ten proces przypisuje każdy znacznik do określonego punktu orientacyjnego.
  4. Przejdź do zakładki link. Utwórz linie, klikając kolejno dwa znaczniki. Proces ten tworzy linie, które odpowiadają każdej kończynie za pomocą oznaczonych znaczników.
  5. Przypisz kolory do utworzonych linii, wybierając żądany kolor z kolumny Kolor.
  6. Definiuj kąty, przypisując linie odniesienia/ruchome i kierunki kątów. Przejdź do zakładki kąt. Po nazwaniu kąta przypisz Wektor A (linia odniesienia) i Wektor B (linia ruchoma), klikając znaczniki odpowiadające każdemu punktowi orientacyjnemu. Następnie zdefiniuj kierunek kąta za pomocą wartości w sekcji operacji w tej samej zakładce.
    UWAGA: W niniejszym badaniu skupiono się głównie na parametrach w środkowej fazie podporu (w środkowej postawie): KSt (kąt kolana), ASt (kąt kostki), MHD (odległość biodra śródstopia: odpowiednik wysokości biodra, patrz następna sekcja). Kąt kolana i kąt stawu skokowego zdefiniowano jako kąt między kością udową i piszczelową oraz odpowiednio kością piszczelową i piątą kością śródstopia. Kąt 0° oznacza, że przegub był w pełni wygięty.
  7. Na karcie Odległość zdefiniuj parametr odległości (MHD). Wybierz dwa odpowiednie znaczniki w sekcji Ustawienie odległości. Dostępne będą również trajektorie stawów w funkcji znormalizowanego cyklu krokowego.
    UWAGA: Definiowanie kątów/parametrów należy wykonać tylko raz. Ustawienia parametrów będą dostępne do późniejszych ocen po zakończeniu procesu definiowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

12 zwierząt zostało losowo przydzielonych do jednej z dwóch grup: grupy rozładunkowej (UL, n = 6) lub grupy kontrolnej (Ctrl, n = 6). W grupie UL tylne kończyny zwierząt były rozładowywane za ogon przez 2 tygodnie (okres UL), podczas gdy zwierzęta z grupy Ctrl pozostawiono wolne. 2 tygodnie po rozładunku grupa UL wykazała wyraźny wzorzec chodu w porównaniu z grupą Ctrl. Rysunek 1 pokazuje znormalizowane trajektorie stawów reprezentatywnych podmiotów. Podczas fazy podporu grupa UL wykazywała dalsze wyp...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiana środowiska prowadzi do fluktuacji aspektów funkcjonalnych i składników mięśniowo-szkieletowych układu ruchu26,27. Aberracje w strukturach kurczliwych lub środowiskach mogą wpływać na zdolności funkcjonalne, utrzymując się nawet po rozwiązaniu zniekształceń mechanicznych/środowiskowych19. Obiektywna analiza ruchu pomaga ilościowo zmierzyć te zdolności funkcjonalne. Jak wykazano powyżej, analiza wideo jest potężną metodologią pozyskiw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie występuje konflikt interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki (JSPS) KAKENHI (nr 18H03129, 21K19709, 21H03302, 15K10441) oraz Japońską Agencję Badań i Rozwoju Medycznego (AMED) (nr 15bk0104037h0002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Taśma klejącaNICHIBAN CO., LTD.SEHA25FTaśma klejąca do mocowania nici na ogonach szczurów do rozładunku kończyn tylnych
Aparatura anestezjologiczna dla małych zwierzątSHINANO MFG CO., LTD.SN-487-0T
Auto clickerN.A.Niedarmowe oprogramowanie do pobrania na PC (https://www.google.com/search?client=firefox-b-1-d&q=auto+clicker)
Kamera CCDTeledyne FLIR LLCGRAS-03K2C-CKamery CCD (Charge-Coupled Device) do przechwytywania wideo
Nić bawełnianaN.A.NieNić do zwisania ogonów szczurów z sufitu klatki
ISOFLURAN roztwór do inhalacjiPfizer Japan Inc.(01)14987114133400
Joint markerTOKYO MARUI Co., Ltd0,12g BB6 mm airsoft pellet, który był używany jako półsferyczne markery z modyfikacją
Kine AnalyzerKISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie do analiz
Konishi Aron AlphaTOAGOSEI CO., LTD.#31204Super klej do mocowania znaczników sferycznych na znakach szczurów
Motion RecorderKISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie do nagrywania wideo
Marker olejowyMITSUBISHI PENCIL CO., LTDPX-21.13Marker olejny do oznaczania palców u nóg zwierząt
Trójwymiarowy aparat do przechwytywania ruchu (KinemaTracer dla małych zwierząt)KISSEI COMTEC CO., LTD.NieSystem analizy ruchu 3D składający się z czterech kamer (https://www.kicnet.co.jp/solutions/biosignal/animals/kinematracer-for-animal/ lub https://micekc.com/en/)
Kalkulator trójwymiarowy (3D)KISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie do śledzenia znaczników
BieżniaMUROMACHI KIKAI CO., LTDMK-685Bieżnia wyposażona w przezroczystą obudowę, wstrząs elektryczny i jednostkę kontrolującą prędkość
Wistar Rats (mężczyzna, 7 tygodni)N.A.NieDostępne w handlu przy zwierzętach doświadczalnych
dotyczy dotyczy dotyczy dotyczy dotyczy dotyczy dotyczy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bloomfield, S. A. Changes in musculoskeletal structure and function with prolonged bed rest. Medicine and Science in Sports and Exercise. 29 (2), 197-206 (1997).
  2. Booth, F. W., Roberts, C. K., Laye, M. J. Lack of exercise is a major cause of chronic diseases. Comprehensive Physiology. 2 (2), 1143-1211 (2012).
  3. Walton, K. Postnatal development under conditions of simulated weightlessness and space flight. Brain Research Reviews. 28 (1-2), 25-34 (1998).
  4. Canu, M. H., Falempin, M. Effect of hindlimb unloading on locomotor strategy during treadmill locomotion in the rat. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 74 (4), 297-304 (1996).
  5. Shpakov, A. V., Voronov, A. V. Studies of the effects of simulated weightlessness and lunar gravitation on the biomechanical parameters of gait in humans. Neuroscience and Behavioral Physiology. 48 (2), 199-206 (2018).
  6. Kawano, F., et al. Tension- and afferent input-associated responses of neuromuscular system of rats to hindlimb unloading and/or tenotomy. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 287 (1), 76-86 (2004).
  7. Canu, M. H., Falempin, M. Effect of hindlimb unloading on interlimb coordination during treadmill locomotion in the rat. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 78 (6), 509-515 (1998).
  8. Canu, M. H., Falempin, M. Effect of hindlimb unloading on two hindlimb muscles during treadmill locomotion in rats. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 75 (4), 283-288 (1997).
  9. Walker, J. L., Evans, J. M., Meade, P., Resig, P., Sisken, B. F. Gait-stance duration as a measure of injury and recovery in the rat sciatic nerve model. Journal of Neuroscience Methods. 52 (1), 47-52 (1994).
  10. Rui, J., et al. Gait cycle analysis parameters sensitive for functional evaluation of peripheral nerve recovery in rat hind limbs. Annals of Plastic Surgery. 73 (4), 405-411 (2014).
  11. Ueno, M., Yamashita, T. Kinematic analyses reveal impaired locomotion following injury of the motor cortex in mice. Experimental Neurology. 230 (2), 280-290 (2011).
  12. Zörner, B., et al. Profiling locomotor recovery: Comprehensive quantification of impairments after CNS damage in rodents. Nature Methods. 7 (9), 701-711 (2010).
  13. Wang, T., Ito, A., Tajino, J., Kuroki, H., Aoyama, T. 3D kinematic analysis for the functional evaluation in the rat model of sciatic nerve crush injury. Journal of Visualized Experiments. (156), e60267(2020).
  14. Canu, M. H., Garnier, C., Lepoutre, F. X., Falempin, M. A 3D analysis of hindlimb motion during treadmill locomotion in rats after a 14-day episode of simulated microgravity. Behavioural Brain Research. 157 (2), 309-321 (2005).
  15. Gruner, J. A., Altman, J., Spivack, N. Effects of arrested cerebellar development on locomotion in the rat: Cinematographic and electromyographic analysis. Experimental Brain Research. 40 (4), 361-373 (1980).
  16. Bouët, V., Borel, L., Harlay, F., Gahéry, Y., Lacour, M. Kinematics of treadmill locomotion in rats conceived, born, and reared in a hypergravity field (2 g): Adaptation to 1 g. Behavioural Brain Research. 150 (1-2), 207-216 (2004).
  17. Bojados, M., Herbin, M., Jamon, M. Kinematics of treadmill locomotion in mice raised in hypergravity. Behavioural Brain Research. 244, 48-57 (2013).
  18. Morey-Holton, E. R., Globus, R. K. Hindlimb unloading rodent model: Technical aspects. Journal of Applied Physiology. 92 (4), 1367-1377 (2002).
  19. Tajino, J., et al. Discordance in recovery between altered locomotion and muscle atrophy induced by simulated microgravity in rats. Journal of Motor Behavior. 47 (5), 397-406 (2015).
  20. Liu, x, Gao, X., Tong, J., Yu, L., Xu, M., Zhang, J. Improvement of Osteoporosis in Rats With Hind-Limb Unloading Treated With Pulsed Electromagnetic Field and Whole-Body Vibration. Physical Therapy & Rehabilitation Journal. , (in print) (2022).
  21. Thota, A. K., Watson, S. C., Knapp, E., Thompson, B., Jung, R. Neuromechanical control of locomotion in the rat. Journal of Neurotrauma. 22 (4), 442-465 (2005).
  22. Canu, M. H., Langlet, C., Dupont, E., Falempin, M. Effects of hypodynamia-hypokinesia on somatosensory evoked potentials in the rat. Brain Research. 978 (1-2), 162-168 (2003).
  23. Dupont, E., Canu, M. H., Falempin, M. A 14-day period of hindpaw sensory deprivation enhances the responsiveness of rat cortical neurons. Neuroscience. 121 (2), 433-439 (2003).
  24. Langlet, C., Bastide, B., Canu, M. H. Hindlimb unloading affects cortical motor maps and decreases corticospinal excitability. Experimental Neurology. 237 (1), 211-217 (2012).
  25. Trinel, D., Picquet, F., Bastide, B., Canu, M. H. Dendritic spine remodeling induced by hindlimb unloading in adult rat sensorimotor cortex. Behavioural Brain Research. 249, 1-7 (2013).
  26. Alkner, B. A., Norrbrand, L., Tesch, P. A. Neuromuscular adaptations following 90 days bed rest with or without resistance exercise. Aerospace Medicine and Human Performance. 87 (7), 610-617 (2016).
  27. English, K. L., Bloomberg, J. J., Mulavara, A. P., Ploutz-Snyder, L. L. Exercise countermeasures to neuromuscular deconditioning in spaceflight. Comprehensive Physiology. 10 (1), 171-196 (2020).
  28. Parks, M. T., Wang, Z., Siu, K. C. Current low-cost video-based motion analysis options for clinical rehabilitation: A systematic review. Physical Therapy. 99 (10), 1405-1425 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza ruchu gryzoniruchy stawowerekonstrukcja tr jwymiarowaodci enie ko czyn tylnychch d na bie nifaza podporowahiperekstensja kolanahiperekstensja stawu skokowegoilo ciowa ocena behawioralna

Powiązane artykuły