Artykuł metodologiczny

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

DOI:

10.3791/63957

⸱

3 listopada 2023

 ,  , 
1Department of Life Science, Fu Jen Catholic University, 2MacKay Junior College of Medicine, Nursing, and Management, 3Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Department of Internal Medicine, MacKay Memorial Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie ustaliło protokół skupiający się na technicznym udoskonaleniu mysiego modelu obustronnego niedokrwienia nerek i reperfuzji do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zatrzymanie akcji serca stanowi duże obciążenie dla zdrowia publicznego. Ostre uszkodzenie nerek (AKI) jest niekorzystnym markerem u osób, które przeżyły zatrzymanie krążenia po powrocie spontanicznego krążenia (ROSC) po udanej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. I odwrotnie, powrót do funkcji nerek po AKI jest predyktorem korzystnych wyników neurologicznych i wypisu ze szpitala. Brakuje jednak skutecznej interwencji zapobiegającej uszkodzeniu nerek spowodowanemu zatrzymaniem krążenia po ROSC, co sugeruje, że potrzebne są dodatkowe strategie terapeutyczne. Hipoperfuzja nerkowa i reperfuzja to dwa mechanizmy patofizjologiczne, które powodują AKI po zatrzymaniu krążenia. Zwierzęce modele AKI indukowanej niedokrwieniem i reperfuzją (IR-AKI) obu nerek są porównywalne z pacjentami z AKI po ROSC w warunkach klinicznych. Jednak IR-AKI obu nerek jest technicznie trudny do analizy, ponieważ model wiąże się z wysoką śmiertelnością i dużą zmiennością uszkodzenia nerek, co może mieć wpływ na analizę. Wybrano lekkie myszy, umieszczono je w znieczuleniu ogólnym izofluranem, poddano operacji z dostępem grzbietowo-bocznym, a ich temperaturę ciała utrzymywano podczas operacji, zmniejszając w ten sposób uszkodzenie tkanek i ustalając powtarzalny protokół badań IR-AKI w zakresie ostrej nerki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zatrzymanie akcji serca występuje ponad 80 000 razy rocznie w Stanach Zjednoczonych1,2. Śmiertelność z powodu zatrzymania krążenia jest niezwykle wysoka3,4,5,6. AKI jest głównym czynnikiem ryzyka związanym z wysoką śmiertelnością i złymi wynikami neurologicznymi u pacjentów z zatrzymaniem krążenia po ROSC7,8,9,10,11,12,13. Powrót do zdrowia po AKI jest dobrym predyktorem korzystnych wyników neurologicznych i wypisu ze szpitala14,15,16. Jednak nadal brakuje skutecznych terapii IR-AKI15,16,17,18,19. Potrzebne są dodatkowe strategie terapeutyczne, aby jeszcze bardziej poprawić wyniki kliniczne choroby.

IR-AKI z obustronnym niedokrwieniem nerek jest jednym z modeli zwierzęcych używanych do badań AKI20,21,22,23,24,25,26. Modele zwierzęce nerek IR-AKI są mniej skomplikowane niż model uszkodzenia IR całego ciała w badaniu AKI u pacjentów z nagłym zatrzymaniem krążenia po ROSC6,27,28,29,30. Oznacza to, że spójne wyniki z nerkowego modelu zwierzęcego IR-AKI są łatwiejsze do osiągnięcia ze względu na obecność mniejszej liczby czynników zakłócających w eksperymentach. Co więcej, protokoły IR-AKI nerek często obejmują jednostronną lub obustronną niedrożność szypułki nerki. Warunki w doświadczeniach dotyczących obustronnego nerkowego IR-AKI są porównywalne do warunków klinicznych AKI po ROSC u pacjentów z nagłym zatrzymaniem krążenia po udanej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Chociaż patologiczne cechy nerek w obu modelach odzwierciedlają patologiczne cechy uszkodzenia IR nerek u ludzi31,32,33, obustronne podejście do niedokrwienia nerek jest bardziej odpowiednie dla AKI w stanach patologicznych u ludzi, takich jak niewydolność serca, zwężenie naczyń krwionośnych i wstrząs septyczny35. Obustronne nerkowe modele zwierzęce IR-AKI są odpowiednie do badań koncentrujących się na uszkodzeniach nerek w podczerwieni w zatrzymaniu krążenia po ROSC.

Obustronne modele IR-AKI nerek wiążą się z trudnościami technicznymi, złożonością eksperymentu i długim czasem trwania operacji23,26,32,33,35,36. Aby przezwyciężyć te trudności techniczne, w niniejszym badaniu ustanowiono wiarygodny dwustronny protokół badań IR-AKI na myszach poprzez wprowadzenie pewnych modyfikacji technicznych. Proponowany protokół skutkował mniejszą liczbą powikłań chirurgicznych, mniejszymi uszkodzeniami tkanek i mniejszym prawdopodobieństwem śmiertelności podczas operacji. Dlatego może być wykorzystany do badania procesów patofizjologicznych AKI po ROSC w celu opracowania nowych strategii terapeutycznych przeciwko hipoperfuzji nerek i uszkodzeniu reperfuzji37,38,39.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych, opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Protokół badania został zatwierdzony i zgodny z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Katolickim Uniwersytecie Fu-Jen. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i instrumentów użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie myszy

  1. Wybierz 8-tygodniowe samce myszy C57BL/6 o wadze 21-23 g.
  2. Trzymaj myszy w 12-godzinnym cyklu światła i ciemności w kontrolowanej temperaturze (21 ± 2 °C) ze swobodnym dostępem do pożywienia, standardowych granulek pokarmu dla myszy i wody z kranu.

2. Znieczulenie

  1. Załóż maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki.
  2. Umieść myszy w znieczuleniu z 2% izofluranem zmieszanym z tlenem w ilości 1 l/min w komorze indukcyjnej.
  3. Oceń poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania.
    UWAGA: Odruch pedałowania to cofnięcie tylnej łapy w odpowiedzi na mocne uszczypnięcie palca. Znieczulenie jest zakończone, gdy znika odruch pedałowania.
  4. Przesuń i umieść każdą mysz w pozycji leżącej na platformie chirurgicznej z kocem elektrycznym, aby utrzymać temperaturę ciała po zakończeniu znieczulenia. Ustabilizuj temperaturę ciała przed zabiegiem i monitoruj za pomocą sond temperatury w odbycie. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Przyklej łapy myszy do deski.
  6. Przymocuj maskę do twarzy myszy, aby zapewnić stały dopływ 1% izofluranu i 1 l/min tlenu
  7. Regularnie oceniaj poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania i odpowiednio dostosowuj podawanie środka znieczulającego podczas operacji.

3. Obustronna operacja nerki IR-AKI

  1. Dotknij pleców i ręcznie znajdź odcinek lędźwiowy kręgosłupa myszy. Poruszaj się wzdłuż kręgosłupa cefalicznie i szukaj kątów żebrowo-rdzeniowych, które znajdują się poniżej obu stron ostatniego żebra myszy.
  2. Nałóż balsam do depilacji po obu stronach obszaru kąta żebrowo-grzbietowego na około 30 sekund, a następnie usuń sierść solą fizjologiczną.
  3. Zdezynfekuj ogoloną skórę trzema rundami roztworu betadyny i 75% alkoholem za pomocą wacików.
    UWAGA: Kluczowe jest utrzymanie sterylnego pola do zabiegu przez cały czas trwania zabiegu. Zastosuj serwetę chirurgiczną i użyj sterylnych narzędzi.
  4. Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby delikatnie podnieść skórę poniżej lewego kąta żebrowo-rdzeniowego, a następnie użyj nożyczek, aby wykonać 1 cm ukośne nacięcie grzbietowo-boczne wzdłuż linii napięcia skóry od linii środkowej odcinka lędźwiowego po lewej stronie. Przeciąć ścianę mięśniową lewej strony za pomocą nożyczek, aby uwidocznić lewą nerkę.
  5. Powtórz wyżej wymienione procedury chirurgiczne, aby uwidocznić prawą nerkę. Niewielkie ilości krwi wytworzonej podczas zabiegu należy usunąć za pomocą sterylnych wacików.
  6. Ostrożnie popchnij i oddziel lewą nerkę od otaczającej tkanki za pomocą kleszczy. Zidentyfikuj szypułkę nerki po odsłonięciu lewej nerki.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić nadnerczy i otaczających naczyń krwionośnych.
  7. Zacisnąć na lewej szypułce nerki klipsem mikronaczyniowym na 25 min. Potwierdzić niedokrwienie poprzez widoczną zmianę koloru nerek z różowego na ciemnoczerwony.
  8. Przykryj zaciśniętą nerkę sterylnymi mokrymi wacikami z soli fizjologicznej, aby uniknąć wysuszenia podczas zaciskania lewej szypułki nerkowej.
  9. Powtórz wyżej wymienione zabiegi chirurgiczne, aby zacisnąć prawą szypułkę nerkową za pomocą klipsa mikronaczyniowego przez 25 minut.
  10. Przykryj zaciśniętą nerkę sterylnymi mokrymi wacikami z soli fizjologicznej, aby uniknąć wysuszenia podczas zaciskania prawej szypułki nerki.
  11. Okresowo monitoruj głębokość znieczulenia i wilgotność sterylnych mokrych wacików z solą fizjologiczną.
  12. Otwórz lewy klips mikronaczyniowy, aby rozpocząć reperfuzję lewej nerki. Potwierdź reperfuzję przez widoczną zmianę koloru lewej nerki z ciemnoczerwonego na różowy.
  13. Otwórz prawy klips mikronaczyniowy, aby rozpocząć reperfuzję prawej nerki.
  14. Po zweryfikowaniu zmiany koloru nerki należy przywrócić nerkę do jamy brzusznej.
  15. Zamknij jamę brzuszną i skórę za pomocą wchłanialnych materiałów szwowych 6-0.
  16. Peeling w celu dezynfekcji rany roztworem betadyny i 75% alkoholem za pomocą wacików.
  17. Uważnie obserwuj zwierzę, aż zacznie się swobodnie poruszać i karmić.
    UWAGA: Zwracaj szczególną uwagę na zwierzęta, dopóki nie odzyskają wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
  18. Podawać karprofen (5 mg/kg w 0,2 ml, podawany podskórnie) przez 2-3 dni, aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jakość obustronnej operacji nerkowej IR-AKI powinna być oceniona przed dalszą analizą mikroskopową lub molekularną. Podczas operacji należy potwierdzić niedokrwienie nerek poprzez sprawdzenie, czy nerka zmieniła kolor z różowego na ciemnoczerwony wkrótce po zaciśnięciu szypułki nerkowej za pomocą klipsa mikronaczyniowego (Ryc. 1). Po operacji uszkodzenie nerek spowodowane operacją IR-AKI można dodatkowo zwalidować za pomocą kilku mikrolitrów surowicy poprzez pobranie krwi podżuchwowej do analizy bioch...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Proponowany obustronny protokół IR-AKI jest odpowiedni do badania mechanizmu hipoperfuzji i uszkodzenia reperfuzyjnego obu nerek. Protokół sugeruje, że lekkie myszy, znieczulenie ogólne izofluranem, grzbietowo-boczne podejście do operacji i utrzymanie temperatury ciała podczas operacji łagodzą związane z tym trudności techniczne, skracają czas trwania operacji i zwiększają spójność procedury w przypadku ostrego obustronnego badania IR-AKI nerki.

Trudności techniczne wpływają na nasilenie uszko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie zachodzi konflikt interesów w związku z publikacją niniejszego artykułu.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten model został opracowany dzięki wsparciu finansowemu Ministerstwa Nauki i Technologii Tajwanu (MOST 109-2320-B-030-006-MY3). Ten rękopis został zredagowany przez Wallace Academic Editing.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew wchłanialny, 6-0EthiconJ510G-BX
Roztwór betadynyShineteh Istrument
CarprofenSigmaPHR1452
WacikiShineteh Istrument
Kleszcze GraefeNarzędzia do nauki o naukach11051-10
Poduszka grzewczaShineteh Istrument
IsofluranePiramal Critical Care Inc.26675-46-7
Zacisk do naczyń MoriaFine Science Tools18320-11
Uchwyt na igłę Olsen-HegarFine Science Tools12002 - 12
SalineShineteh Istrument
Ostrza skalpelaShinvas2646
Maszyna do znieczulania małych zwierzątSheng-Cing Instruments Co.STEP AS-01
Nożyczki do tkanekFine Science Tools14072 - 10

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Holmberg, M. J., et al. Annual incidence of adult and pediatric in-hospital cardiac arrest in the United States. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes. 12 (7), 005580(2019).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart disease and stroke statistics-2018 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 137 (12), 67(2018).
  3. Lascarrou, J. B., et al. Targeted temperature management for cardiac arrest with nonshockable rhythm. The New England Journal of Medicine. 381 (24), 2327-2337 (2019).
  4. Chang, H. C., et al. Factors affecting outcomes in patients with cardiac arrest who receive target temperature management: The multi-center TIMECARD registry. Journal of the Formosan Medical Association. 121 (1), 294-303 (2022).
  5. Yu, G., et al. Comparison of the survival and neurological outcomes in OHCA based on smoking status: investigation of the existence of the smoker's paradox. Signa Vitae. 18 (2), 121-129 (2022).
  6. Chen, Y. C., et al. Major interventions are associated with survival of out of hospital cardiac arrest patients - a population based survey. Signa Vitae. 13 (2), 108-115 (2017).
  7. Sandroni, C., et al. Acute kidney injury after cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis of clinical studies. Minerva Anestesiologica. 82 (9), 989-999 (2016).
  8. Patyna, S., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest in a predominant internal medicine and cardiology patient population: incidence, risk factors, and impact on survival. Renal Failure. 43 (1), 1163-1169 (2021).
  9. Storm, C., et al. Impact of acute kidney injury on neurological outcome and long-term survival after cardiac arrest - A 10 year observational follow up. Journal of Critical Care. 47, 254-259 (2018).
  10. Geri, G., et al. Acute kidney injury after out-of-hospital cardiac arrest: risk factors and prognosis in a large cohort. Intensive Care Medicine. 41 (7), 1273-1280 (2015).
  11. Guo, Q. Y., Xu, J., Shi, Q. D. Gasping as a predictor of short- and long-term outcomes in patients with cardiac arrest: a systematic review and meta-analysis. Signa Vitae. 17 (2), 208-213 (2021).
  12. Chen, P. C., et al. Prognostic factors for adults with cardiac arrest in the emergency department: a retrospective cohort study. Signa Vitae. 18 (3), 56-64 (2022).
  13. Lee, M. J., et al. Predictors of survival and good neurological outcomes after in-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 17 (2), 67-76 (2021).
  14. Deakin, C. D., et al. European Resuscitation Council guidelines for resuscitation 2010 section 4. adult advanced life support. Resuscitation. 81 (10), 1305-1352 (2010).
  15. Cha, K. C., et al. Recovery from acute kidney injury is an independent predictor of survival at 30 days only after out-of-hospital cardiac arrest who were treated by targeted temperature management. Signa Vitae. 17 (2), 119-126 (2021).
  16. Park, Y. S., et al. Recovery from acute kidney injury as a potent predictor of survival and good neurological outcome at discharge after out-of-hospital cardiac arrest. Critical Care. 23 (1), 256(2019).
  17. Mah, K. E., et al. Acute kidney injury after in-hospital cardiac arrest. Resuscitation. 160, 49-58 (2021).
  18. Pelkey, T. J., et al. Minimal physiologic temperature variations during renal ischemia alter functional and morphologic outcome. Journal of Vascular Surgery. 15 (4), 619-625 (1992).
  19. Kim, H., et al. Effect of different combinations of initial body temperature and target temperature on neurological outcomes in out-of-hospital cardiac arrest patients treated with targeted temperature management. Signa Vitae. , 1-7 (2022).
  20. Wyss, J. C., et al. Differential effects of the mitochondria-active tetrapeptide SS-31 (D-Arg-dimethylTyr-Lys-Phe-NH2) and its peptidase-targeted prodrugs in experimental acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 1209(2019).
  21. Wang, Y., Wang, B., Qi, X., Zhang, X., Ren, K. Resveratrol protects against post-contrast acute kidney injury in rabbits with diabetic nephropathy. Frontiers in Pharmacology. 10, 833(2019).
  22. Li, S., Yu, L., He, A., Liu, Q. Klotho inhibits unilateral ureteral obstruction-induced endothelial-to-mesenchymal transition via TGF-beta1/Smad2/Snail1 signaling in mice. Frontiers in Pharmacology. 10, 348(2019).
  23. Godoy, J. R., Watson, G., Raspante, C., Illanes, O. An effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (173), e62749(2021).
  24. Chen, Q., et al. SIRT1 mediates effects of FGF21 to ameliorate cisplatin-induced acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 11, 241(2020).
  25. Li, H. D., et al. Application of herbal traditional Chinese medicine in the treatment of acute kidney injury. Frontiers in Pharmacology. 10, 376(2019).
  26. Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion during ischemic preconditioning in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292, 475-485 (2007).
  27. Gao, Q., et al. Accumulated epinephrine dose is associated with acute kidney injury following resuscitation in adult cardiac arrest patients. Frontiers in Pharmacology. 13, 806592(2022).
  28. Oh, Y. T., et al. Vasoactive-inotropic score as a predictor of in-hospital mortality in out-of-hospital cardiac arrest. Signa Vitae. 15 (2), 40-44 (2019).
  29. Burne-Taney, M. J., et al. Acute renal failure after whole body ischemia is characterized by inflammation and T cell-mediated injury. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 285 (1), 87-94 (2003).
  30. Adams, J. A., et al. Periodic acceleration (pGz) prior to whole body ischemia reperfusion injury provides early cardioprotective preconditioning. Life Sciences. 86 (19-20), 707-715 (2010).
  31. Gaut, J. P., Liapis, H. Acute kidney injury pathology and pathophysiology: a retrospective review. Clinical Kidney Journal. 14 (2), 526-536 (2021).
  32. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. Journal of Visualized Experiments. (88), e51816(2014).
  33. Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 303 (11), 1487-1494 (2012).
  34. Wei, Q., Dong, Z. Regulation and pathological role of bid in ischemic acute kidney injury. Renal Failure. 29 (8), 935-940 (2007).
  35. Grenz, A., et al. Use of a hanging-weight system for isolated renal artery occlusion. Journal of Visualized Experiments. (53), e2549(2011).
  36. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), e50495(2013).
  37. Han, S. J., Lee, H. T. Mechanisms and therapeutic targets of ischemic acute kidney injury. Kidney Research and Clinical Practice. 38 (4), 427-440 (2019).
  38. Huang, C. W., et al. A novel caffeic acid derivative prevents renal remodeling after ischemia/reperfusion injury. Biomedicine & Pharmacotherapy. 142, 112028(2021).
  39. Spoelstra-de Man, A. M. E., Oudemans-van Straaten, H. M. Acute kidney injury after cardiac arrest: the role of coronary angiography and temperature management. Critical Care. 23 (1), 193(2019).
  40. Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69 (5), 1023-1025 (2000).
  41. Muller, V., et al. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: possible role of endothelin. Kidney International. 62 (4), 1364-1371 (2002).
  42. Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. Journal of the American Society of Nephrology. 19 (12), 2375-2383 (2008).
  43. Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney. Methods in Molecular Biology. 886, 363-379 (2012).
  44. Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., El Nahas, A. M., Haylor, J. L. The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury. Transplantation Proceedings. 39 (10), 2983-2985 (2007).
  45. IBM Micromedx, I. Phenobarbital sodium. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/CS/53C834/ND_PR/evidencexpert/ND_P/evidencexpert/DUPLICATIONSHIELDSYNC/51EFF0/ND_PG/evidencexpert/ND_B/evidencexpert/ND_AppProduct/evidencexpert/ND_T/evidencexpert/PFActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?SearchTerm=Phenobarbital+Sodium&fromInterSaltBase=true&UserMdxSearchTerm=%24userMdxSearchTerm&false=null&=null# (2022).
  46. IBM Micromedx, Isoflurane. IBM Corporation. , Available from: https://www-micromedexsolutions-com.autorpa.mmh.org.tw/micromedex2/librarian/PFDefaultActionId/evidencexpert.DoIntegratedSearch?navitem=headerLogout# (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

hipoperfuzja nerekreperfuzja nerekzaklemowanie szypu y nerkowejzatrzymanie kr eniaazot mocznicowy we krwipoziomy kreatyniny

Powiązane artykuły