Artykuł metodologiczny

Znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64004

⸱

2 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Molecular Cardiology and Biophysics Division, Victor Chang Cardiac Research Institute, 2St Vincent’s Clinical School, University of New South Wales Sydney, 3Department of Anaesthesia, The Children’s Hospital at Westmead, 4School of Child and Adolescent Health, University of Sydney

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Modele chirurgiczne kardio-torakochirurgiczne u myszy w wieku >7 dni wymagają intubacji, ale jest to wyzwanie dla młodych (8-14-dniowych) mysich szczeniąt i niewiele jest informacji na temat schematów anestezjologicznych do intubacji. W tym miejscu przedstawiamy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J, które umożliwiają intubację dotchawiczą, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt.

Streszczenie

Mysie modele chirurgiczne odgrywają ważną rolę w badaniach przedklinicznych. Mechanistyczny wgląd w regenerację mięśnia sercowego po urazie serca można uzyskać dzięki modelom kardiochirurgii klatki piersiowej u myszy w wieku 0-14 dni, których kardiomiocyty, w przeciwieństwie do dorosłych, zachowują zdolność proliferacyjną. Młode myszy w wieku do 7 dni są skutecznie unieruchomione przez hipotermię i nie wymagają intubacji do operacji kardiochirurgicznej. Młode (8-14-dniowe) młode myszy wymagają jednak intubacji, ale jest to trudne i niewiele jest informacji na temat znieczulenia, które ułatwiłoby intubację. Tutaj przedstawiamy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J, które umożliwiają intubację dotchawiczą, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt. Empiryczne dostosowanie schematów dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny do masy ciała wykazało, że odpowiedź na znieczulenie młodych myszy o różnej masie ciała była nieliniowa, przy czym dawki 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg i 50/6/0,18 mg/kg ułatwiały intubację szczeniąt o masie ciała między 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) i 5,50-8,10 g (n = 20), odpowiednio. Młode o niższej masie ciała wymagały więcej prób intubacji niż cięższe młode (p < 0,001). Przeżycie po intubacji korelowało z masą ciała (59%, 70% i 80% odpowiednio dla grup o niskiej, średniej i wysokiej masie ciała, R2 = 0,995). W przypadku operacji zawału mięśnia sercowego po intubacji indukowano chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia z 4,5% izofluranem w 100% tlenu i utrzymywano 2% izofluranem w 100% tlenie. Przeżycie po operacji było podobne dla trzech grup wagowych i wynosiło 92%, 86% i 88% (p = 0,91). Wraz z udoskonaleniami w praktykach obchodzenia się ze zwierzętami w zakresie intubacji i operacji oraz zminimalizowaniem kanibalizacji przez matkę po operacji, całkowite przeżycie całej procedury (intubacja plus operacja) korelowało z masą ciała (55%, 60% i 70% odpowiednio dla grup o niskiej, średniej i wysokiej wadze, R2 = 0,978). Biorąc pod uwagę trudności napotkane podczas intubacji 10-dniowych szczeniąt i związaną z tym wysoką śmiertelność, zalecamy ograniczenie kardiochirurgii u 10-dniowych szczeniąt do szczeniąt o masie ciała co najmniej 5,5 g.

Wprowadzenie

Modele mysie są nieocenionymi narzędziami w badaniach przedklinicznych kardio-torakologicznych, w szczególności ze względu na łatwość, z jaką można generować genetycznie zmodyfikowane linie myszy, a także łatwość, z jaką myszy mogą być chirurgicznie manipulowane, aby dostarczyć modele chorób patologicznych, które umożliwiają, na przykład, badanie regeneracji mięśnia sercowego po urazie serca1. W związku z tym interesujące jest to, że w przeciwieństwie do dorosłych myszy, u których kardiomiocyty wycofały się z cyklu komórkowego, 0-2-dniowe serca myszy noworodków naprawiają się z minimalnymi bliznami po resekcji wierzchołkowej lub indukcji zawału mięśnia sercowego2,3,4. Natomiast 7-dniowe serca noworodków regenerują się niecałkowicie z większą częstością bliznowacenia2, 3. Ponieważ kardiomiocyty w wierzchołku lewej komory zachowują zdolność proliferacyjną do 2 tygodni po urodzeniu, badania mechanistyczne regeneracji po urazie serca u myszy w wieku 0-14 dni mogą być pouczające dla identyfikacji celów terapeutycznych dla regeneracji uszkodzonego dorosłego serca5.

Rozwój mysich modeli uszkodzenia serca obejmuje manipulację chirurgiczną pod narkozą. Wymaga to otwarcia klatki piersiowej w celu uzyskania dostępu do serca, co zazwyczaj wymaga intubacji i wentylacji mechanicznej. Szczep myszy, masa ciała i wiek wpływają na wrażliwość na środki znieczulające6. Dorosłe myszy mogą być znieczulone szeroką gamą środków, przy czym powszechnym schematem intubacji jest ketamina/ksylazyna/atropina w dawce 100/13/0,5 mg/kg6,7. Nowonarodzone myszy (w wieku 0-7 dni) nie mają centralnego odruchu bólowego i mogą być skutecznie unieruchomione na lodzie i poddane operacji bez intubacji6,8,9. Młode (8-14-dniowe) młode myszy nie mogą być znieczulone hipotermią9,10; Wymagają intubacji do zabiegu kardio-torakochirurgicznego. Nie ma wcześniejszych badań dotyczących kardiochirurgii klatki piersiowej u myszy w wieku poniżej 14 dni przed upływem 14 dni. Z naszego doświadczenia wynika, że intubacja znieczulonych izofluranem myszy w wieku przedazwierzęcym poniżej 14 dni jest trudna. Zalecany schemat znieczulania do wstrzykiwań zgłaszany dla myszy w wieku powyżej 7 dni to 50-150 mg/kg ketaminy i 5-10 mg/kg ksylazyny10. Dorastające myszy nadal rozwijają się neurologicznie, a ich reakcje na leki i metabolizm leków są bardzo różne od reakcji dorosłych zwierząt6. Stwarza to zwiększone ryzyko zaburzenia równowagi płynów, elektrolitów i kwasów zasadowych, a także hipoglikemii i hipotermii nie tylko ze względu na ich wysokie tempo przemiany materii, które szybko wyczerpuje ich ograniczone zapasy energii, ale także z powodu ich niedojrzałości termoregulacyjnej6,11,12. W związku z tym istnieje niewiele informacji na temat schematów znieczulających, które zarówno ułatwiają intubację, jak i maksymalizują przeżycie myszy w wieku przedagennym.

Tutaj empirycznie dostosowaliśmy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J o wadze od 3 do 8 g, aby osiągnąć płaszczyznę znieczulenia wystarczającą do umożliwienia intubacji dotchawiczej w celu przeprowadzenia kolejnej operacji kardiochirurgicznej, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt. Udoskonaliliśmy również praktyki obchodzenia się ze zwierzętami, aby zmniejszyć śmiertelność z powodu intubacji, operacji i pooperacyjnego kanibalizmu matek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Szpitala Garvan/St Vincent's zgodnie z Australijskim Kodeksem Postępowania w Opiece i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych oraz wytycznymi ARRIVE, a wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone przez doświadczonego chirurga małych zwierząt (JW) pod kierunkiem anestezjologa dziecięcego (JJS).

1. Przygotowanie instrumentów

  1. W dniu operacji należy wyposażyć się w specjalistyczny sprzęt do intubacji 10-dniowych szczeniąt (Rysunek 1A,B). Obejmuje to lampę rozgrzewającą, platformę intubacyjną, światło światłowodowe, małe kleszcze, laryngoskop wykonany z kawałka drutu miedzianego o średnicy 0,02 mm (o długości 60 mm z końcem drutu uformowanym w okrąg o średnicy 3 mm pod kątem 175°; Rysunek 1B), oraz plastikowa kaniula dożylna (iv.) o średnicy 24, która jest używana jako rurka dotchawicza
    2. .
  2. Upewnij się, że kaniula składa się z plastikowej rurki o długości 19 mm (średnica zewnętrzna 0.7 mm) podłączonej do plastikowego żeńskiego adaptera luer lock o średnicy 21 mm (Rysunek 1B). Usztywnij rurkę kaniuli, wkładając kawałek drutu miedzianego za pomocą adaptera luer lock. Użyj kaniuli o całkowitej objętości 130 μL dla myszy o objętości oddechowej ~8 μL/g13,14.

2. Znieczulenie 10-dniowych myszy

  1. W dniu zabiegu należy wyjąć matkę z klatki z 10-dniowymi młodymi C57BL/6J i umieścić klatkę na podkładce rozgrzewającej (37 °C).
  2. Znieczulić młode za pomocą 10 μl na g masy ciała we wstrzyknięciu dootrzewnowym za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml i igły 29 G z ketaminą/ksylazyną/atropiną w proporcjach wyszczególnionych w tabeli 1 dla różnych grup wagowych.
  3. Natychmiast po wstrzyknięciu należy umieścić szczenię w ogrzewanej (37 °C) komorze z pleksiglasu, która została wstępnie natleniona 100% tlenem.

3. Intubacja 10-dniowych myszy

  1. Po 3-4 minutach natleniania przenieś szczenię na platformę do intubacji, zasadniczo tak jak u dorosłych myszy. Wykonaj to z szczeniakiem w pozycji leżącej na plecach (Rysunek 1C) lub zawieszonym pod kątem 45°15. Utrzymuj temperaturę za pomocą podgrzewającej lampy.
    1. Przed intubacją oceń głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania łapy. Aby intubacja była optymalna, odruch szczypania łapy musi być nadal obecny, ale znacznie zmniejszony w porównaniu z odruchem przytomnego zwierzęcia.
  2. Po przymocowaniu znieczulonego szczeniaka na wznak do platformy intubacyjnej (Ryc. 1C), przytrzymaj język małymi kleszczami i użyj laryngoskopu wykonanego z kawałka miedzianego drutu (Ryc. 1B), aby odsłonić głośnię i struny głosowe. Wspomaganie wizualizacji strun głosowych poprzez trans-oświetlenie za pomocą elastycznego światła światłowodowego (Rysunek 1D).
  3. Za pomocą usztywnionej kaniuli przechyl kaniulę tak, aby koniec luer lock znajdował się nieco niżej (~10°) niż końcówka, a gdy tylko struny głosowe się rozdzielą, włóż kaniulę i przesuwaj ją, aż adapter luer lock znajdzie się tuż poza ustami. Usuń drut natychmiast po intubacji.
    UWAGA: U myszy w tym wieku nie oczekuje się oporu podczas intubacji, chyba że kaniula jest zbyt daleko wysunięta, a opór jest odczuwalny ze strony cariny.
    1. Oceń głębokość znieczulenia po intubacji na podstawie zdolności zwierzęcia do spontanicznego oddychania. Potwierdź pomyślną intubację tchawicy spontanicznie oddychających szczeniąt, krótko blokując cewnik intubacyjny, aby sprawdzić, czy zapobiega to ruchom klatki piersiowej.
  4. Natychmiast przenieś zaintubowane szczenię do podkładki rozgrzewającej (37 °C) i podłącz kaniulę dotchawiczą do respiratora dostarczającego 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 l/min przy 30 μl/udar, 40 μl/udar lub 50 μl/udar dla odpowiednio 3,15-4,59 g, 4,50-5,49 g lub 5,50-8,10 g szczeniąt i 150 uderzeń/min.
  5. Wykonuj te procedury szybko, w ciągu <15 sekund, aby zminimalizować ponowne oddychanie.

4. Operacja zawału mięśnia sercowego u 10-dniowych myszy

  1. Aby wywołać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia do zabiegu, należy przełączyć gaz dopływający do respiratora ze 100% tlenu na 4,5% izofluranu w tlenie (stężenie izofluranu określa parownik) na 4-5 minut.
    1. Po zmianie na izofluran należy ponownie potwierdzić intubację tchawicy, sprawdzając, czy częstotliwość ruchów ściany klatki piersiowej jest równa częstotliwości ruchu respiratora. Utrata spontanicznego oddechu, a następnie brak odruchu szczypania ogona lub łapy wskazuje, że osiągnięto chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia (po 4-5 minutach).
  2. Utrzymuj znieczulenie za pomocą 2% izofluranu w tlenie.
  3. Wykonaj operację zawału mięśnia sercowego pod mikroskopem chirurgicznym (obiektyw 10x i 16x) zgodnie z opisem w16.
    1. Kilkakrotnie zdezynfekuj skórę okrężnymi ruchami, nakładając naprzemiennie peeling na bazie jodu lub chlorheksydyny i 70% alkoholu. Za pomocą cienkich nożyczek wykonaj poziome nacięcie skóry między trzecim a czwartym żebrem (czwarta przestrzeń międzyżebrowa) w lewej bocznej ścianie klatki piersiowej. Za pomocą cienkich kleszczy otwórz klatkę piersiową przez rozwarstwienie przestrzeni międzyżebrowej i użyj retraktora, aby utrzymać otwartą przestrzeń.
    2. Wywołać zawał mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej tuż dystalnie do uszka lewego przedsionka za pomocą nici monofilamentowej 9-0 z polipropylenu. Po ~10 minutowej operacji zawału zamknij skórę 7-0 prolenem i zdezynfekuj nacięcie betadyną. Oczyść szczenię z krwi 70% etanolem lub solą fizjologiczną.
      UWAGA: Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej u młodych w wieku przedaemerytalnym jest zasadniczo bezkrwawe, podobnie jak w przypadku podwiązaniów dorosłych.
    3. Podawać jeden po drugim za pomocą strzykawki insulinowej 0,5 ml i igły 29 g: atipamezol (1-5 mg/kg, 10 μL, dootrzewnowowy) w celu szybkiego powrotu do sedacji, analgezji (buprenorfina, 0,075 mg/kg, 10 μl, podskórnie) i soli fizjologicznej (50 μl, dootrzewnowo).
  4. Pozwolić zwierzętom na powrót do zdrowia poprzez odstawienie izofluranu. Upewnij się, że spontaniczne oddychanie zostanie wznowione w ciągu kilku minut.
    1. Wróć szczeniaka do ogrzanej, wstępnie natlenionej komory i stale monitoruj podczas rekonwalescencji, aż do odzyskania odruchu prostowania, w którym to momencie należy ekstubować szczenię.
    2. Delikatnie przetrzyj szczeniaka ściółką z domowej klatki, utrzymuj go w cieple, sprawdź, czy oddech jest regularny i czy szczenię jest zdolne do spontanicznych ruchów. Zmniejszy to kanibalizm pooperacyjny przy tamie.
  5. Umieść matkę z powrotem w klatce, gdy wszystkie młode w pełni wyzdrowieją ze znieczulenia.
    UWAGA: Całkowity czas potrzebny na przygotowanie, znieczulenie, intubację, operację i rekonwalescencję jednego szczeniaka może wynosić od 40 do 60 minut.
  6. Matka domowa i młode na noc w klatce umieszczonej w połowie na/w połowie poza podkładką rozgrzewającą o temperaturze 37 °C.

5. Pooperacyjna ocena wielkości zawału

  1. W 3 dniu po operacji znieczulij młode, umieszczając je w komorze z pleksiglasu wstępnie zrównoważonej 4,5% izofluranem w tlenie przy natężeniu przepływu 1 ml / min.
  2. Po osiągnięciu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia (po 4-5 minutach), ocenianej na podstawie odruchu szczypania łapy, wyjmij szczenię z komory i zabezpiecz w pozycji leżącej na podkładce rozgrzewającej, przyklejając ogon.
  3. Umieść nić na siekaczach i taśmie na miejscu, aby głowa była wyprostowana i umieść głowę w stożku nosowym podłączonym do respiratora dostarczającego 4,5% izofluranu w tlenach przy 200 μl / udar, 150 uderzeń / min. Utrzymuj chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia z 2% izofluranem w tlenie.
  4. Zdezynfekuj skórę 70% etanolem. Za pomocą cienkich nożyczek wykonaj 1 cm nacięcie w skórze nad prawą tętnicą szyjną wspólną wzdłuż tchawicy i kaniuluj odsłonięte naczynie za pomocą rurki polietylenowej o pojedynczym prześwicie (OD 0,61 mm, ID 0,28 mm), aby podać 0,2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej (200 U) przez 1 minutę, aby zapobiec krzepnięciu krwi.
  5. Zwiększ zawartość izofluranu do 4,5% tlenu przez 1 minutę, a następnie szybko podaj 0,2 ml 3,3 M KCl w ciągu 2 sekund, aby zatrzymać rozkurcz serca.
  6. Wyciąć prawą żyłę szyjną przez to samo nacięcie i przeciąć ją. Perfranować serce 0,2 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), a następnie perfaktorować 0,1 ml 0,2% błękitu alckiego, aby zabarwić odległy mięsień sercowy bez zawału. Sprawdź udaną perfuzję, o czym świadczy wypłukanie krwi, PBS, a następnie Alcian Blue przez żyłę szyjną.
  7. Otwórz klatkę piersiową i wytnij serce, preparując otaczającą tkankę łączną i naczynia, aby uwolnić serce. Przepłucz serce w PBS, w razie potrzeby usuń przedsionki i sfotografuj serce za pomocą kamery zamontowanej na mikroskopie chirurgicznym za pomocą obiektywu 10x.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Znieczulenie myszy w 10. dniu życia. Szczenięta w 10. dniu życia można znieczulić 4,5% izofluranem w ciągu 4-5 min; jednakże budzą się one z narkozy w trakcie przygotowań do intubacji. Ze względu na niewielki rozmiar organizmów, intubacja pod narkozą izofluranową podawaną za pomocą standardnego stożka nosowego jest niewykonalna. Wcześniej stosowaliśmy schemat znieczulenia ketamina/ksylazyna/atropina w dawkach odpowiednio 100/13/0,5 mg/kg podczas operacji kardiochirurgicznych u szczeniąt w 15. i 21. dniu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecnie nie ma dobrze udokumentowanych metod znieczulenia i intubacji 10-dniowych myszy do kardiochirurgii. W tym celu dostosowaliśmy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny do masy ciała, przy czym dawki 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg i 50/6/0,18 mg/kg ułatwiły intubację szczeniąt o odpowiednio niskiej (3,15-4,49 g), średniej (4,50-5,49 g) i wysokiej (5,50-8,10 g) masie ciała. Przeżycie po intubacji korelowało z masą ciała (odpowiednio 59%, 70% i 80% dla grup o niskiej, średniej i wysokiej masie ciała). Biorąc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NHMRC Program Grant [ID 1074386], grant Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research [RMG] oraz grant od RT Hall Trust [RMG & SEI].

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Atipamezole (Antisedan)Provet (NSW) Pty LtdATIP I
Atropine 600 mcg/mLClifford Hallam Healthcare Pty Ptd1957699 PFIZER-0143386
BetadineLivingstone InternationalBU0520
Buprenorfina (Temgesic)Provet (NSW) Pty LtdTEMG I
Światło światłowodoweLeica 3011350CLS 150X
GraphPad PrismGraphPad Software, LLCWersja 9.1.2
Platforma intubacyjna -Dowolne solidne pudełko (np. Plastikowe pudełko na końcówki) o przybliżonych wymiarach 12 (dł.) x 8,5 x (szer.) x 7,5 cm (wys.)
IsofluraneProvet (NSW) Pty LtdISOF 07
Ketamina 100 mg / mlProvet (NSW) Pty LtdKETAI1
Plastikowa kaniula dożylna o rozmiarze 24 Polywin Bezpieczeństwo BD Insyte CE0086Rurka z tworzywa sztucznego o długości 19 mm (średnica zewnętrzna 0,7 mm) przymocowana do plastikowego żeńskiego adaptera Luer Lock 21 mm; całkowita objętość pierścienia 130 μ L
Rurka polietylenowa o pojedynczym przeźlumencieCritchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSWŚrednica zewnętrzna 0,61 mm, średnica wewnętrzna 0,28 mm
Małe kleszczeFSTNR 11051-10
Mikroskop chirurgiczny (opcjonalna kamera)Leica M651 (kamera Leica IC80 HD)Szew obiektywowy 10x i 16x
7-0 proleneEthicon8708H
Szew 9-0 monofilament polipropylenowyBlat Ethicon2813
V-1 z aktywnym oczyszczaczem izofluranu system znieczuleniaVetEquip901820
Wentylowana 2-litrowa komora indukcyjna z pleksiVetQuip Pty Ltd94210225 cm (dł.) x 13 cm (szer.) x 11 cm (H)
Lampa grzewczaBrilant Lighting99223
XylazineProvet (NSW) Pty LtdXYLA Z 2

Bibliografia

  1. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
  2. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  3. Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
  4. Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
  5. Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).
  6. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , Elsevier Inc. (2009).
  7. Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).
  8. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
  9. Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019).
  10. University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019).
  11. Paddleford, R. Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , Masson. (2000).
  12. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  13. Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
  14. Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).
  15. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  16. Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
  17. Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
  18. Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
  19. West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).
  20. Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
  21. Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Intubacja m odych myszymyszy w okresie przedpokwitowymschemat znieczuleniaintubacja endotrachealnaoperacja zawa u mi nia sercowegoketamina ksylazyna atropinamikroskop chirurgicznyintubacja tchawicydawkowanie na mas cia a

Powiązane artykuły