Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64010

⸱

16 czerwca 2022

 ,  ,  , 
1DWI - Leibniz Institute for Interactive Materials, 2Institute for Technical and Macromolecular Chemistry, RWTH Aachen University, 3Institute of Applied Medical Engineering, Department of Advanced Materials for Biomedicine, RWTH Aachen University

W tym artykule

Podsumowanie

Mikrożelowe pręty z komplementarnymi grupami reaktywnymi są produkowane za pomocą mikrofluidyki z możliwością łączenia się w roztworze wodnym. Anizometryczne mikrożele zacinają się i łączą w stabilne konstrukcje z większymi porami w porównaniu z systemami sferycznymi. Mikrożele modyfikowane za pomocą GRGDS-PC tworzą makroporowate konstrukcje 3D, które można wykorzystać do hodowli komórkowych.

Streszczenie

Dwuskładnikowy system funkcjonalizowanych mikrożeli z mikrofluidyki pozwala na szybkie łączenie się w makroporowate konstrukcje 3D w roztworach wodnych bez dalszych dodatków. Ciągłe fotoinicjowane żelowanie na chipie umożliwia zmianę proporcji mikrożelu, który określa właściwości bloków budulcowych dla otrzymanych konstrukcji. Monomery metakrylanu glicydylu (GMA) lub metakrylanu 2-aminoetylu (AMA) są kopolimeryzowane w sieć mikrożeli na bazie polimerów gwiaździstych glikolu polietylenowego (PEG) w celu uzyskania funkcjonalności epoksydowej lub aminowej. Skupiający przepływ oleju jest wprowadzany do mikroprzepływowej struktury wylotowej, aby zapewnić ciągłe zbieranie funkcjonalizowanych prętów mikrożelowych. Na podstawie niedawnej publikacji, konstrukcje oparte na pałeczkach mikrożelowych skutkują większymi porami o długości kilkuset mikrometrów, a jednocześnie prowadzą do ogólnie wyższej stabilności rusztowania w porównaniu z modelem sferycznym. W ten sposób możliwe jest wytwarzanie konstrukcji o większej objętości z większą objętością przy jednoczesnym zmniejszeniu ilości wymaganego materiału. Połączone ze sobą makroporowate rusztowania można podnosić i transportować bez uszkodzeń i rozpadu. Grupy aminowe i epoksydowe niebiorące udziału w wzajemnym łączeniu pozostają aktywne i mogą być używane niezależnie do modyfikacji końcowej. Protokół ten opisuje zoptymalizowaną metodę wytwarzania pałeczek mikrożelowych w celu utworzenia makroporowatych, połączonych ze sobą rusztowań, które można wykorzystać do kolejnych eksperymentów komórkowych.

Wprowadzenie

Aby badać złożone zachowania komórek współpracujących w konstrukcjach 3D, platformy rusztowań muszą wykazywać stałą wydajność w odtwarzalności, mieć odpowiednią geometrię do migracji komórek, a jednocześnie pozwalać na pewną elastyczność w zakresie zmiany parametrów w celu zbadania ich wpływu na żywą tkankę1. W ostatnich latach koncepcja makroporowatych wyżarzonych cząstek (MAP), po raz pierwszy opisana przez Segurę i wsp., przekształciła się w wydajną i wszechstronną platformę do produkcji rusztowań 3D2. Dopasowana kompozycja mikrożeli, które są budulcem końcowego rusztowania 3D, predefiniuje właściwości, takie jak sztywność konstrukcji, selektywna reaktywność chemiczna sieci żelowej i ostateczny rozmiar porów rusztowania2,3,4,5,6. Peptydy adhezyjne jako wskazówki dotyczące interakcji rusztowanie-komórka są włączane do sieci polimerowej mikrożeli, aby umożliwić przyłączanie komórek i mogą być zmieniane w celu zbadania ich specyficznego wpływu na komórki w hodowli. Rusztowania 3D są stabilizowane przez połączenie wyżarzonych mikrożeli iniekcyjnych dzięki wiązaniom kowalencyjnym lub supramolekularnym, co skutkuje solidnymi i zdefiniowanymi konstruktami do hodowli komórkowych2,3,5,7,8.

Mikrofluidyka stała się jedną z najdokładniejszych i najbardziej elastycznych metod przygotowania zdefiniowanych granulowanych hydrożeli9. Możliwość wytwarzania większych ilości wymaganych bloków budulcowych w procesie ciągłym przy zachowaniu ich monodyspersyjności chemicznej, mechanicznej i fizycznej w znacznym stopniu przyczynia się do przydatności tego procesu. Ponadto wielkością i kształtem wytwarzanych mikrożeli można manipulować różnymi metodami, takimi jak emulsje wsadowe, mikrofluidyka, litografia, natryskiwanie elektrodynamiczne lub fragmentacja mechaniczna, które określają geometrię bloków budulcowych, a tym samym strukturę 3D końcowego rusztowania1,10.

Ostatnio zgłoszono koncepcję makroporowatych rusztowań 3D składających się z funkcjonalizowanych prętów mikrożelowych, które szybko łączą się w roztworach wodnych bez dalszych dodatków11. Anizotropia pałeczek mikrożelowych skutkowała większą porowatością i rozkładem porów przy większych rozmiarach porów w porównaniu z zastosowaniem sferycznych mikrożeli w tym badaniu11. W ten sposób mniejsza ilość materiału tworzy większe pory o różnych geometriach porów, przy jednoczesnym zachowaniu stabilności rusztowania 3D. System składa się z dwóch rodzajów pałeczek mikrożelowych z komplementarnymi pierwszorzędowymi grupami funkcyjnymi aminowymi i epoksydowymi, które są zużywane w reakcji łączenia w kontakcie ze sobą. Grupy funkcyjne, które nie uczestniczą w procesie wzajemnego wiązania, pozostają aktywne i mogą być wykorzystywane do selektywnej modyfikacji końcowej za pomocą peptydów adhezyjnych komórek lub innych czynników bioaktywnych. Komórki fibroblastów przyczepiają się, rozprzestrzeniają i namnażają po wyhodowaniu w rusztowaniach 3D, najpierw rosnąc na powierzchni mikrożelu i wypełniając większość makroporów po 5 dniach. Wstępne badanie z wykorzystaniem wspólnej hodowli ludzkich fibroblastów i ludzkich komórek śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC) wykazało obiecujące wyniki w zakresie tworzenia struktur przypominających naczynia w połączonych rusztowaniach 3D11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wymagane materiały i przygotowania do mikroprzepływów

  1. W opisanym procesie mikrofluidycznym należy wykorzystać szklane strzykawki o pojemności 1 mL i 5 mL oraz pompy strzykawkowe. Formowanie kropel na chipie jest obserwowane za pomocą mikroskopu odwróconego wyposażonego w kamerę wysokiej rozdzielczości.
  2. Projekt chipu mikrofluidycznego (Ryc. 1B) należy przygotować w oprogramowaniu do wspomaganego komputerowo projektowania (CAD), a następnie wykonać matrycę główną zgodnie z wcześniej opisaną metodą12.
  3. Kontrolowane naświetlanie UV należy przeprowadzić za pomocą własnoręcznie wykonanej diody UV-LED (λ = 365 nm, średnica wiązki ~4.7 mm), zapewniającej natężenie promieniowania 957 mW/cm2 przez szkło okrywowe o grubości 0.13 mm.
    UWAGA: Należy wziąć pod uwagę możliwość lokalnego wydzielania ciepła przez diodę UV-LED podczas naświetlania. W takim przypadku należy zapewnić odpowiednie chłodzenie za pomocą zewnętrznego przepływu powietrza.

2. Produkcja urządzenia mikrofluidycznego

UWAGA: Produkcja urządzenia mikroprzepływowego opiera się na poprzedniej publikacji13.

  1. Przygotować 20 g mieszaniny polidimetylosiloksanu (PDMS) i czynnika sieciującego w stosunku 10:1 (masowo). Mieszać intensywnie przez 3 min.
  2. Wymieszać 60 mg Oil Red O w 2,0 g toluenu. Dodać 50 µL roztworu Oil Red O w toluenie do mieszaniny PDMS. Mieszać do uzyskania jednorodnego rozkładu koloru, aby zmniejszyć niepożądane rozpraszanie światła i utrzymać skupienie plamki podczas żelowania na chipie.
  3. Usunąć pęcherzyki powietrza, umieszczając mieszaninę w deskryptorze wyposażonym w pompę próżniową.
  4. Odlać mieszaninę PDMS do formy matrycowej do wysokości 5-5,5 mm i ponownie odgazować.
  5. Pozostawić PDMS do utwardzenia przez 18 h w temperaturze pokojowej, aby uniknąć degradacji barwnika diazo.
  6. Wyciąć strukturę z PDMS i wykonać otwory wlotowe oraz wylotowe w strukturze za pomocą narzędzia do pobierania rdzeni liniowych (średnica wewnętrzna 0,77 mm, średnica zewnętrzna 1,07 mm).
  7. Wielokrotnie (5x) przemyć PDMS i szkiełko przykrywowe izopropanolem oraz wodą dejonizowaną, a następnie po każdym etapie mycia usunąć ciecz za pomocą strumienia sprężonego powietrza lub azotu.
  8. Poddać wysuszone szkło i PDMS wspólnej obróbce w piecu plazmowym przy ciśnieniu 0,2 mbar, z przepływem tlenu 20 mL/min przez 60 s przy mocy 100 W, a następnie połączyć bezpośrednio, aby związać szkło i PDMS w celu utworzenia urządzenia mikroprzepływowego.
    UWAGA: Unikać wyginania struktury PDMS podczas procesu wiązania, aby zminimalizować deformację struktury kanałów.
  9. Aby nadać kanałom chipa mikroprzepływowego właściwości hydrofobowe, umieścić urządzenie wraz z 50 µL trichloro-(1H,1H,2H,2H-perfluoroctyl)-silanu w deskryptorze pod próżnią przez noc (zamknąć połączenie z pompą po obniżeniu ciśnienia par). Przepłukać zewnętrzną stronę urządzenia hydrofluoroeterem.
    OSTRZEŻENIE: Wykonywać te kroki w dygestorium i unikać jakiegokolwiek kontaktu z perfluorosilanem. Używać szklanego deskryptora próżniowego uszczelnionego smarem. Dokładnie oczyścić deskryptor przed wykorzystaniem do innych celów.

3. Przygotowanie roztworów do mikroprzepływów

  1. W celu przygotowania ciągłej fazy olejowej zmieszać olej parafinowy i heksadekan (1:1 v/v) oraz dodać 8% (w/w) niejonowego surfaktantu. Napełnić jedną strzykawkę szklaną o pojemności 1 mL (pierwszy olej, Rysunek 1) i jedną strzykawkę szklaną o pojemności 5 mL (drugi olej, Rysunek 1).
  2. Przygotować roztwory prepolimerów do fazy rozproszonej w brązowych fiolkach szklanych, aby zapobiec rozkładowi fotoinicjatora i niezamierzonej żelacji.
    1. Roztwór prepolimeru komponentu aminowego zawierający GRGDS-PC
      1. Dla roztworu o objętości 300 µL odważyć 33,3 mg gwiaździstego polietylenoglikolu-akrylanu (sPEG-AC) i 3,03 mg fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinianu litu (LAP).
      2. Rozpuścić 18,74 mg chlorowodorku 2-aminoetylometakrylanu (AMA) w 1,5 mL wody dejonizowanej i przepuścić roztwór przez filtr strzykawkowy (rozmiar porów 0,20 µm).
        UWAGA: AMA jest higroskopijny i powinien zostać zutylizowany, gdy tylko substancja stała zacznie tworzyć grudki w pojemniku do przechowywania.
      3. Przygotować sterylne alikwoty 36 mM GRGDS-PC w wodzie i przechowywać w temperaturze −20 °C do momentu użycia.
      4. Użyć 291,7 µL roztworu AMA do rozpuszczenia sPEG-AC oraz LAP, a następnie dodać 8,3 µL roztworu GRGDS-PC. Pobrać roztwór do szklanej strzykawki 1 mL i zabezpieczyć przed światłem za pomocą folii aluminiowej.
    2. Roztwór prepolimeru komponentu epoksydowego
      1. Dla roztworu o objętości 300 µL odważyć 33,3 mg gwiaździstego polietylenoglikolu-akrylanu (sPEG-AC) oraz 3,03 mg LAP i rozpuścić w 300 µL wody dejonizowanej. Dodać 2,4 mg metakrylanu glicydylowego (GMA).
        UWAGA: Intensywne wstrząsanie przyspiesza rozpuszczanie GMA. Pobrać roztwór do szklanej strzykawki 1 mL i zabezpieczyć przed światłem za pomocą folii aluminiowej.

4. Produkcja i oczyszczanie mikrożelowych prętów funkcjonalizowanych grupami aminowymi i epoksydowymi

Schemat układu spektroskopowego ilustrujący proces wzbudzenia optycznego z opisanymi komponentami i ścieżką przepływu.
Rycina 1: Układ zestawu do mikrofluidycznej żelatynizacji na chipie. (A) Widok z przodu i widok pod kątem rozmieszczenia komponentów podczas mikrofluidyki. (B) Projekt chipa mikrofluidycznego wykorzystanego do żelatynizacji prętów mikrożelowych na chipie. (1) Przewód PE do pierwszego wlotu oleju. (2) Chroniona przed światłem rurka PE do wlotu fazy dyspersyjnej. (3) Przewód PE do drugiego wlotu oleju. (4) Przewód PE od wylotu do pojemnika na produkt. (5) Lampa UV i miejsce naświetlania na prostym kanale o szerokości 80 µm w pobliżu wylotu. (6) Obiektyw mikroskopu/pozycja obserwacyjna. (7) Kolorowy element PDMS urządzenia mikrofluidycznego. (8) Szkło kryształowe przyłączone do PDMS. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Wprowadzić igły do rurek PE i usunąć gaz ze strzykawki oraz rurki.
  2. Wprowadzić rurkę PE do wylotu służącego do zbierania produktu.
  3. Umieścić wszystkie szklane strzykawki w pompach strzykawkowych i wprowadzić końce poszczególnych przewodów do odpowiednich wlotów (Rycina 1).
    UWAGA: Aby uniknąć niezamierzonej żelatyzacji, należy chronić przewód z prepolimerem przed światłem za pomocą folii aluminiowej lub czarnej rurki.
  4. Ustawić ostrość mikroskopu na przekroju olej-woda.
  5. Uruchomić pierwszą pompę strzykawkową z olejem (przepływ = 100-200 µL/h), aby najpierw wypełnić kanał olejem i zapobiec zwilżaniu kanału przez fazę dyspersyjną.
  6. Zmniejszyć przepływ pierwszego oleju do 30 µL/h i uruchomić pompę strzykawkową z prepolimerem (przepływ = 100-200 µL/h), aż w przekroju pojawi się rozproszona faza wodna.
  7. Ustawić przepływ prepolimeru na 30 µL/h i ustawić ostrość mikroskopu na wylocie.
  8. Uruchomić drugą pompę strzykawkową z olejem (przepływ 300 µL/h) i odczekać do ustabilizowania się reżimu przepływu.
  9. Umieścić rurkę wylotową w pojemniku zbiorczym.
    UWAGA: Końcówkę rurki należy umieścić w górnej części pojemnika, aby uniknąć wzrostu ciśnienia spowodowanego gromadzeniem się produktu w czasie.
  10. Ustawić system naświetlania UV tak, aby natężenie promieniowania mieściło się w zakresie 900-1000 mW/cm2 (użyte natężenie = 957 mW/cm2), a plamka naświetlania znajdowała się w prostej części kanału przed wylotem (Rycina 1B).
    UWAGA: Należy upewnić się, że naświetlanie nie odbywa się w pobliżu przekroju olej-woda, aby uniknąć zapchania kanału. Dla dodatkowej ochrony można przykryć struktury kanału przed punktem naświetlania na górze urządzenia.
  11. Przed naświetlaniem UV dostosować przepływy prepolimeru i pierwszego oleju, aby uzyskać pożądany stosunek boków w zakresie od 3,0 do 4,5, oraz ustawić czas naświetlania fazy rozproszonej na ~2,3 s, w zależności od wielkości plamki naświetlania.
  12. Rozpocząć naświetlanie UV i w razie potrzeby ponownie dostosować przepływy zgodnie z poprzednią podsekcją.
    UWAGA: Obserwować produkcję na początku i monitorować stabilność przepływu na wylocie oraz jednorodność prętów mikrogelu. Przepływ drugiego oleju można dostosować w celu optymalizacji transportu produktu w wylocie.
  13. Wymienić pojemnik zbiorczy i odnotować czas rozpoczęcia zbierania produktu oraz wartości przepływów.
    UWAGA: Chronić produkt przed kurzem. Przerwać zbieranie przed całkowitym zużyciem roztworu w którejkolwiek strzykawce.
  14. Aby zakończyć zbieranie, wyjąć pojemnik zbiorczy, odnotowując czas. Wyłączyć naświetlanie oraz wszystkie pompy strzykawkowe.
  15. Produkt płukać następnie po 5 razy kolejno n-heksanem, izopropanolem i wodą dejonizowaną. Usunąć nadsącz po sedymentacji prętów.
    UWAGA: Po każdym dodaniu roztworu ostrożnie rozproszyć produkt i odczekać 10 min przed wymianą rozpuszczalnika, biorąc pod uwagę dyfuzję molekularną. Izopropanol zastępować wodą stopniowo, aby zapobiec wypływaniu prętów na powierzchnię cieczy. Wielokrotne dodatkowe etapy płukania wodą zmniejszają pozostałe ślady izopropanolu.

5. Formowanie rusztowania makroporowatego

  1. Wyznacz liczbę prętek mikrożelowych na objętość dyspersji dla próbek funkcjonalizowanych grupami epoksydowymi i aminowymi.
  2. Dostosuj liczbę próbek funkcjonalizowanych grupami epoksydowymi i aminowymi poprzez rozcieńczenie lub zagęszczenie do zbliżonej wartości w zakresie 1 000-5 000 prętek/100 µL.
    UWAGA: Aby przyspieszyć sedymentację prętek mikrożelowych, użyj wirówki przy ok. 2 000 x g przez 5-10 s. Jeśli liczba prętek na objętość dyspersji jest niska, sieciowanie prętek może doprowadzić do powstania mniejszych skupisk zamiast jednej stabilnej konstrukcji. Jeśli liczba prętek na objętość dyspersji jest zbyt wysoka, pogorszy się jakość mieszania obu komponentów.
  3. Przenieś dyspersję pierwszego komponentu (~1 200 prętek) do przezroczystej probówki stożkowej o pojemności 1,5 mL lub 2 mL.
  4. Dodaj drugi komponent w sposób kontrolowany i ciągły (pipeta 100 µL). Po dodaniu wymieszaj zawartość bezpośrednio za pomocą pipety, pobierając i ponownie dodając ciecz. Struktura sieciowana tworzy się w ciągu kilku sekund podczas mieszania.
    UWAGA: Jeśli zamiast jednej spójnej struktury powstanie wiele skupisk, należy ponownie sprawdzić liczbę prętek mikrożelowych w objętości lub zapewnić bardziej kontrolowane mieszanie obu komponentów.

6. Adhezja komórek po modyfikacji

  1. Oblicz teoretyczną liczbę grup epoksydowych w strukturze sieciowanej na podstawie natężenia przepływu dyspersyjnej fazy polimerowej, liczby mikrożeli zebranych w określonym czasie oraz stopnia rozcieńczenia dyspersji mikrożeli użytej do tworzenia rusztowania.
    UWAGA: Teoretyczną liczbę grup epoksydowych na rusztowanie przybliż za pomocą następującego równania.
    Wzór na oznaczenie grup epoksydowych n_th=c_GMA×Q×t; równanie obliczeń analizy chemicznej.
    Równanie stanu dla rozkładu grup epoksydowych w rusztowaniach; statyczny wzór obliczeniowy.
    nth: Teoretyczna ilość substancji
    cGMA: Stężenie GMA w roztworze prepolimeru
    Q: Natężenie przepływu roztworu prepolimeru
  2. Dodaj roztwór GRGDS-PC do struktury sieciowanej, aby zmodyfikować wszystkie pozostałe grupy epoksydowe peptydem adhezyjnym do komórek posiadającym wolną aminę i thiol (n[teoretyczne grupy epoksydowe]/n[GRGDS-PC] = 1). Pozostaw w temperaturze pokojowej przez noc.
  3. Usuń nieprzereagowane cząsteczki poprzez płukanie wodą dejonizowaną i odlanie supernatantu.

7. Sterylizacja i przeniesienie do pośrodka hodowli komórkowej

  1. Obniż poziom wody tak, aby jedynie przykryła ona połączone rusztowanie.
  2. Otwórz fiolkę i naświetlaj światłem UV o λ = 250-300 nm. Zamknij fiolkę i przenieś ją do komory czystej. Przepłucz 1x sterylną wodą.
  3. Zastąp wodę w fiolce pożywką hodowlaną i pozostaw na 5 min w celu equilibracji. Powtórz tę czynność 2x, używając świeżej pożywki hodowlanej.
  4. Przenieś makroporowate rusztowanie do płytki hodowlanej przeznaczonej do eksperymentu, wlewając zawartość lub używając szpatułki.

  

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Trójwymiarowa rekonstrukcja tomograficzna struktury materiału porowatego; dwuwymiarowy obraz mikroskopowy szczegółu poru.
Rysunek 2: Struktura makroporowatego sieciowanego rusztowania. (A) Projekcja 3D stosu Z z mikroskopii konfokalnej o grubości 500 µm dla powiązanych ze sobą makroporo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jednym z krytycznych etapów tego protokołu jest jakość metakrylanu 2-aminoetylu (AMA) stosowanego jako komonomer do pierwszorzędowej funkcjonalizacji amin. AMA powinien być drobnoziarnistym i najlepiej bezbarwnym proszkiem dostarczanym w gazoszczelnym pojemniku z brązowego szkła. Należy unikać stosowania zielonkawego i grudkowatego materiału, ponieważ znacznie upośledza on reakcję żelowania i negatywnie wpływa na powtarzalność wyników. W przypadku słabego żelowania i niestabilnych pałeczek mikrożelowych można rozważyć zm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy zapewniają, że nie dochodzi do konfliktu interesów.

Podziękowania

Wyrażamy naszą wdzięczność współautorom naszej poprzedniej pracy, na której opiera się ta metodologia, Céline Bastard, Luis P. B. Guerzoni, Yonca Kittel, Rostislav Vinokur, Nikolai Born i Tamás Haraszti. Z wdzięcznością dziękujemy za dofinansowanie z Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) w ramach projektu B5 i C3 SFB 985 "Funkcjonalne mikrożele i systemy mikrożelowe". Przyjmujemy do wiadomości dofinansowanie przez Senacką Komisję ds. Konkurencji im. Leibniza (SAW) w ramach programu Professorinnenprogramm (SAW-2017-PB62: BioMat). Serdecznie dziękujemy za dofinansowanie ze strony Komisji Europejskiej (EUSMI, 731019). Prace te zostały częściowo wykonane w Centrum Technologii Polimerów Chemicznych (CPT), które było wspierane przez UE i kraj związkowy Nadrenia Północna-Westfalia (grant EFRE 30 00 883 02).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ABIL EM 90Evonik144243-53-8niejonowy środek powierzchniowo czynny
Chlorowodorek metakrylanu 2-aminoetyluTCI ChemicalsA3413>98.0%(T)(HPLC)
8-ramienny PEG-akrylan 20 kDaBiochempeg Scientific Inc.A88009-20K≥ 95 %
AutoCAD 2019Oprogramowaniedo komputerowego wspomagania projektowania (CAD)
Filtr strzykawkowy CHROMAFIL MV A-20/25CHROMAFILCarl Roth GmbH+Co.KGXH49.1wielkość porów 0,20 i mikro; m; Mieszane estry celulozy (MV)
Szkło nakrywkoweMarienfeld-Superiortyp nr 1
Szwajcarskie narzędzie do pobierania próbek rdzenia linii EMS 0,75 mmMikroskopia elektronowa Sciences Średnicawewnętrzna 0,77 mm, średnica zewnętrzna 1,07 mm
Etanol absolutVWR Chemicals
FL3-U3-13Y3M Seria 150 FPSSystemy
FLIRIzomer fluoresceinaminy ISigma-Aldrich201626
Izotiocyjanian fluoresceinyThermo Fisher Scientific46424
25G x 5/8' ’ Igły 0,50 x 16 mmBD Microlance 3
Metakrylan glicydyluSigma-Aldrich779342≥ 97,0% (GC)
GRGDS-PCCPC ScientificFIBN-015A
Hamilton 1000 Series Strzykawki gazoszczelneThermo Fisher Scientific10772361/10500052PFTE Luer-Lock
HexaneSigma-Aldrich1,04,367
Fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosforynian lituSigma-Aldrich900889≥ 95 %
Motic AE2000 mikroskop trójokularowyTed Pella, Inc.22443-12
Novec 7100Sigma-AldrichSHH0002
Oil Red OSigma-AldrichO9755
ParafinaVWR Chemicals24679320
Pavone Nanoindenter PlatformOptics11Life
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemThermo Fisher ScientificAM9624
Polietylen Rurki 0,38 i razy; 1,09 mmkropliID 0,38 mm OD 1,09 mm
2-PropanolSigma-Aldrich190764odczynnik ACS, ≥ 99,5%
Białkowe rurki LoBind30108132Eppendorf
11 Programowalna pompa strzykawkowa Pico Plus EliteAparat
RPMI 1640 średniGibco11530586
Zestaw elastomerów silikonowych SYLGARD 184Dow SYLGARD634165S
Trichloro-(1H,1H,2H,2H-perfluoroktylo)-silanSigma-Aldrich448931
UVC LED sterylizacjaUVLED Optical Technology Co., Ltd.9S SZH8-S2
Autodesk; modelowanie konstrukcji mikroprzepływowych klasy medycznej Pompa Harvarda

Bibliografia

  1. Daly, A. C., Riley, L., Segura, T., Burdick, J. A. Hydrogel microparticles for biomedical applications. Nature Reviews Materials. 5 (1), 20-43 (2020).
  2. Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P. O., Di Carlo, D., Segura, T. Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks. Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2015).
  3. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160(2018).
  4. Truong, N. F., et al. Microporous annealed particle hydrogel stiffness, void space size, and adhesion properties impact cell proliferation, cell spreading, and gene transfer. Acta Biomaterialia. 94, 160-172 (2019).
  5. Sheikhi, A., et al. Microfluidic-enabled bottom-up hydrogels from annealable naturally-derived protein microbeads. Biomaterials. 192, 560-568 (2019).
  6. de Rutte, J. M., Koh, J., Di Carlo, D. Scalable high-throughput production of modular microgels for in situ assembly of microporous tissue scaffolds. Advanced Functional Materials. 29 (25), 1900071(2019).
  7. Hsu, R. -S., et al. Adaptable microporous hydrogels of propagating NGF-gradient by injectable building blocks for accelerated axonal outgrowth. Advanced Science. 6 (16), 1900520(2019).
  8. Caldwell, A. S., Campbell, G. T., Shekiro, K. M. T., Anseth, K. S. Clickable microgel scaffolds as platforms for 3D cell encapsulation. Advanced Healthcare Materials. 6 (15), 1700254(2017).
  9. Chen, Z., et al. Advanced microfluidic devices for fabricating multi-structural hydrogel microsphere. Exploration. 1 (3), 20210036(2021).
  10. Qazi, T. H., et al. Anisotropic rod-shaped particles influence injectable granular hydrogel properties and cell invasion. Advanced Materials. 34 (12), 2109194(2022).
  11. Rommel, D., et al. Functionalized microgel rods interlinked into soft macroporous structures for 3D cell culture. Advanced Science. 9 (10), 2103554(2022).
  12. Guerzoni, L. P. B., et al. Cell encapsulation in soft, anisometric poly(ethylene) glycol microgels using a novel radical-free microfluidic system. Small. 15 (20), 1900692(2019).
  13. Krüger, A. J. D., et al. Compartmentalized jet polymerization as a high-resolution process to continuously produce anisometric microgel rods with adjustable size and stiffness. Advanced Materials. 31 (49), 1903668(2019).
  14. Darling, N. J., et al. Click by click microporous annealed particle (MAP) scaffolds. Advanced Healthcare Materials. 9 (10), 1901391(2020).
  15. Lutzweiler, G., Ndreu Halili,, Engin Vrana, N. The overview of porous, bioactive scaffolds as instructive biomaterials for tissue regeneration and their clinical translation. Pharmaceutics. 12 (7), 602(2020).
  16. Dang, H. P., et al. 3D printed dual macro-, microscale porous network as a tissue engineering scaffold with drug delivering function. Biofabrication. 11 (3), 035014(2019).
  17. Highley, C. B., Song, K. H., Daly, A. C., Burdick, J. A. Jammed microgel inks for 3D printing applications. Advanced Science. 6 (1), 1801076(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rusztowania makroporowatewytwarzanie rusztowa 3Delowanie mikrofluidyczneelowanie fotoinicjowaneglikol polietylenowywielko por w rusztowaniafunkcjonalizacja aminowafunkcjonalizacja epoksydowamikroskopia konfokalna
Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.