Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Formowanie mikro- i nanoplastików z rolniczych folii z tworzyw sztucznych do zatrudnienia w badaniach podstawowych

4.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64112

⸱

27 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biosystems Engineering and Soil Science, University of Tennessee, 2Neutron Scattering, Oak Ridge National Laboratory, 3Chemical Sciences Divisions, Oak Ridge National Laboratory, 4Center for Renewable Carbon, The University of Tennessee

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy powstawanie i charakterystykę wymiarową mikro- i nanoplastików (odpowiednio MP i NPs) za pomocą stopniowego procesu mechanicznego mielenia, mielenia i analizy obrazowej.

Streszczenie

Mikroplastik (MPs) i nanoplastik (NPs) rozproszone w ekosystemach rolniczych mogą stanowić poważne zagrożenie dla fauny i flory w glebie i pobliskich drogach wodnych. Ponadto substancje chemiczne, takie jak pestycydy adsorbowane przez nanocząsteczki, mogą szkodzić organizmom glebowym i potencjalnie przedostawać się do łańcucha pokarmowego. W tym kontekście tworzywa sztuczne wykorzystywane w rolnictwie, takie jak plastikowe folie ściółkowe, w znacznym stopniu przyczyniają się do zanieczyszczenia ekosystemów rolniczych tworzywami sztucznymi. Jednak większość podstawowych badań nad losami i ekotoksycznością wykorzystuje wyidealizowane i słabo reprezentatywne materiały MP, takie jak mikrosfery polistyrenu.

Dlatego, jak opisano tutaj, opracowaliśmy wieloetapową procedurę na skalę laboratoryjną, aby mechanicznie formować reprezentatywnych MP i NP dla takich badań. Tworzywo sztuczne przygotowano z dostępnych na rynku folii ściółkowych z tworzywa sztucznego z adypinianu-kotereftalanu maślanu (PBAT), które zostały kruche poprzez obróbkę kriogeniczną (CRYO) lub wietrzenie środowiskowe (W), oraz z nieprzetworzonych granulek PBAT. Tworzywa sztuczne zostały następnie poddane obróbce mechanicznej w celu uformowania MP o wielkości 46-840 μm, naśladując ścieranie fragmentów tworzywa sztucznego przez wiatr i maszyny mechaniczne. Posłowie zostali następnie przesieci na kilka frakcji wielkości, aby umożliwić dalszą analizę. Na koniec frakcję sitową o wielkości 106 μm poddano mieleniu na mokro w celu wytworzenia nanocząsteczek o długości fali 20-900 nm, co naśladuje powolny proces zmniejszania rozmiaru w przypadku naziemnych MP. Wymiary i kształt MP określono za pomocą analizy obrazu stereomikrofotografii, a do oceny wielkości cząstek dla NP zastosowano dynamiczne rozpraszanie światła (DLS). MP i NP powstałe w tym procesie posiadały nieregularne kształty, co jest zgodne z właściwościami geometrycznymi MP odzyskanych z pól uprawnych. Ogólnie rzecz biorąc, ta metoda zmniejszania rozmiaru okazała się skuteczna w tworzeniu MP i NP składających się z biodegradowalnych tworzyw sztucznych, takich jak polibutydenian adypinianu-kotereftalan (PBAT), reprezentujących materiały ściółkowe stosowane w specjalistycznej produkcji rolnej.

Wprowadzenie

W ostatnich dziesięcioleciach, gwałtownie rosnąca globalna produkcja tworzyw sztucznych oraz niewłaściwa utylizacja i brak recyklingu odpadów z tworzyw sztucznych doprowadziły do zanieczyszczenia środowiska, które wpłynęło na ekosystemy morskie i lądowe1,2,3. Tworzywa sztuczne są niezbędne we współczesnym rolnictwie, szczególnie w uprawie warzyw, małych owoców i innych specjalistycznych upraw. Ich zastosowanie jako folii mulczujących, wysokich i niskich pokryć tuneli, taśmy kroplującej i innych zastosowań ma na celu zwiększenie plonów i jakości plonów, obniżenie kosztów produkcji oraz promowanie zrównoważonych metod uprawy4,5. Jednak rosnące zastosowanie "plastikultury" wzbudziło obawy dotyczące powstawania, dystrybucji i zatrzymywania kawałków tworzyw sztucznych w środowiskach rolniczych. Po ciągłym procesie fragmentacji spowodowanym kruchością w wyniku degradacji środowiska w okresie użytkowania, większe fragmenty tworzyw sztucznych tworzą mikro- i nanoplastiki (MNP), które utrzymują się w glebie lub migrują do sąsiednich dróg wodnych poprzez spływ wody i wiatr6,7,8. Czynniki środowiskowe, takie jak promieniowanie ultrafioletowe (UV) przechodzące przez światło słoneczne, siły mechaniczne wody i czynniki biologiczne, powodują kruchość tworzyw sztucznych rozproszonych w środowisku, co skutkuje rozpadem większych fragmentów tworzywa sztucznego na cząstki makro- lub mezoplastiku9,10. W wyniku dalszej defragmentacji powstają mikrodrobiny plastiku (MPs) i nanoplastiki (NPs), odbijające cząstki o średniej wielkości (średnica nominalna; dp) odpowiednio 1-5000 μm i 1-1000 nm11. Jednak górna granica dp dla NP (tj. dolna granica dla MP) nie jest powszechnie uzgodniona i w kilku artykułach jest ona wymieniona jako 100 nm12.

MNP z odpadów plastikowych stanowią globalne zagrożenie dla zdrowia gleby i usług ekosystemowych. Adsorpcja metali ciężkich ze słodkiej wody przez MP doprowadziła do 800-krotnie wyższego stężenia metali ciężkich w porównaniu z otaczającym środowiskiem13. Co więcej, MP w ekosystemach wodnych stwarzają wiele stresorów i zanieczyszczeń, zmieniając przenikanie światła, powodując zubożenie tlenu i powodując adhezję do różnych faun i flory, w tym penetrację i akumulację w organizmach wodnych14.

Ostatnie badania sugerują, że MNP mogą wpływać na geochemię gleby i faunę i florę, w tym na zbiorowiska mikroorganizmów i rośliny15,16,17. Ponadto NP zagrażają sieci pokarmowej17,18,19,20. Ponieważ MNP łatwo ulegają pionowemu i poziomemu transportowi w glebie, mogą przenosić wchłonięte zanieczyszczenia, takie jak pestycydy, plastyfikatory i mikroorganizmy, przez glebę do wód gruntowych lub ekosystemów wodnych, takich jak rzeki i strumienie21,22,23,24. Konwencjonalne tworzywa sztuczne stosowane w rolnictwie, takie jak folie ściółkowe, są wytwarzane z polietylenu, który po użyciu należy usunąć z pola i wyrzucić na wysypiska śmieci. Jednak niepełne usunięcie prowadzi do znacznego gromadzenia się plastikowych zanieczyszczeń w glebie9,25,26. Alternatywnie, biodegradowalne w glebie ściółki z tworzywa sztucznego (BDM) są przeznaczone do uprawy w glebie po użyciu, gdzie z czasem ulegną degradacji. Jednak BDM tymczasowo utrzymują się w glebie i stopniowo rozkładają się i rozpadają na MP i NPs9,27.

Wiele obecnych badań ekotoksykologicznych i losu wykorzystuje wyidealizowane i niereprezentatywne materiały modelowe MP i NPs. Najczęściej stosowanymi zastępczymi MNP są monodyspersyjne mikro- lub nanosfery polistyrenu, które nie odzwierciedlają rzeczywistych MNP znajdujących się w środowisku12,28. W związku z tym wybór niereprezentatywnych MP i NP może skutkować niedokładnymi pomiarami i wynikami. Ze względu na brak odpowiednich modelowych ΜNP do badań środowiska lądowego, autorzy zostali zmotywowani do przygotowania takich modeli z tworzyw sztucznych pochodzących z rolnictwa. Wcześniej informowaliśmy o tworzeniu MNP z BDM i granulek polietylenu poprzez mechaniczne mielenie i mielenie granulek z tworzyw sztucznych i materiałów foliowych oraz o charakterystyce wymiarowej i molekularnej MNPs29. Niniejszy artykuł zawiera bardziej szczegółowy protokół przygotowania MNP, który może być szerzej stosowany do wszystkich rolniczych tworzyw sztucznych, takich jak folie ściółkowe lub ich granulowane surowce (Rysunek 1). Tutaj, jako przykład, wybraliśmy folię ściółkującą i sferyczne granulki biodegradowalnego polimeru politereftalanu adypinianu butylenu (PBAT) do reprezentowania rolniczych tworzyw sztucznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przetwarzanie mikroplastików z granulatów plastikowych poprzez wstępną obróbkę kriogeniczną i mielenie

UWAGA: Niniejsza metodologia opiera się na procedurze opisanej w innym opracowaniu, z wykorzystaniem folii PBAT wykonanej z tego samego materiału, który został użyty w przedstawionym badaniu29.

  1. Odważyć próbki granulatu polimerowego o masie ~1 g i przenieść je do szklanego słoika o pojemności 50 mL.
  2. Umieścić rurę wylotową typu „rectangular delivery” z sitami o oczkach 20 mesh (840 µm) w szczelinie przed rotacyjną młynem tnącym i unieść rurę wylotową, aż dotknie bolca ograniczającego.
  3. Umieścić płytkę szklaną na powierzchni komory mielącej i zabezpieczyć ją regulowanym zaciskiem. Następnie ustawić szklany słoik o pojemności 50 mL pod wylotem młyna (Rycina 2).
  4. Ustawić przesuwny boczny wspornik ramienia młyna (znajdujący się w prawym górnym rogu) na środku przedniej szyby i dokręcić śrubą rzymską. Upewnić się, że przednia szyba młyna jest stabilnie zamocowana (Rycina 2a).
  5. Włożyć lejek zasypowy na górze młyna do otworu górnej komory mielącej.
  6. Podłączyć przewód zasilający do gniazdka elektrycznego i nacisnąć przełącznik sieciowy, aby uruchomić młyn.
    UWAGA: Aby zapobiec zablokowaniu, podawać materiał dopiero po włączeniu i rozkręceniu się młyna. Ponadto, przez cały czas trwania procedury mielenia należy stosować ochronniki oczu i słuchu.
  7. Powoli podawać próbkę do zasypnika (około 10 granulek/min), aby zapobiec spowolnieniu pracy lub zablokowaniu urządzenia. Po ustaniu hałasu dodać kolejną partię granulek (~10 sztuk). Po przetworzeniu granulek (1 g) nacisnąć przełącznik sieciowy, aby zatrzymać pracę młyna na ~20 min w celu schłodzenia. Do podawania próbki należy używać drewnianego tłoka, aby zapobiec wyrzutowi cząstek oraz ich aglomeracji wewnątrz zasypnika.
    OSTREŻENIE: Optymalna prędkość podawania zależy od rodzaju przetwarzanego materiału. Należy natychmiast wyłączyć młyn, jeśli prędkość przetwarzania spadnie z powodu tarcia cząstek w komorze tnącej lub jeśli na płytce szklanej zaobserwuje się tworzenie stopionego polimeru, aby zapobiec przegrzaniu i dalszemu topnieniu cząstek polimeru.
  8. Po zakończeniu mielenia pierwszej partii wyjąć rurę wylotową 20 mesh (840 µm) i zastąpić ją rurą wylotową 60 mesh (250 µm) (Rycina 2b).
  9. Ponownie wprowadzić zebrany materiał do zasypnika młyna. W celu uzyskania frakcji mielonej 250 µm powtórzyć kroki 1.1 i 1.7.
  10. Powtórnie podawać zebrane frakcje 250 µm do trzech razy.
  11. Odzyskać pozostałe w komorze cząstki i dodać je do zebranej frakcji głównej.

2. Przetwarzanie folii plastikowych poprzez wstępną obróbkę kriogeniczną i mielenie

  1. Pobrać próbkę folii z rolki i pociąć ją gilotyną do papieru na paski o wymiarach ok. 120 mm (poprzecznie) x 20 mm (wzdłuż maszyny).
  2. Namoczyć fragmenty (~1 g) w 800 mL wody dejonizowanej (DI) przez 10 min w zlewce szklanej o pojemności 1000 mL. Krok ten poprawia kruchość materiału podczas późniejszego schładzania kriogenicznego poprzez wstępne namoczenie polimeru.
    OSTRZEŻENIE: Podczas pracy z ciekłym azotem należy używać sprzętu ochronnego, w tym rękawic kriogenicznych i okularów ochronnych.
  3. Powoli wlać 200 mL ciekłego azotu (N2) do pojemnika kriogenicznego.
  4. Ostrożnie przenieść namoczone cząstki folii do pojemnika kriogenicznego za pomocą stalowej pęsety. Moczyć przez 3 min w ciekłym N2.
  5. Przenieść zamrożone fragmenty folii do blendera o mocy 200 W i 14 poziomach prędkości.
  6. Przetwarzać zamrożony materiał na poziomie prędkości 3 przez 10 s, aby rozbić zamrożoną szklistą strukturę folii. W celu dalszej redukcji rozmiaru cząstek dodać 400 mL wody DI i blendować zawiesinę folii z wodą przez 5 min.
  7. Przenieść zawiesinę do lejka Büchnera z filtrem (siatka 1 µm) i zastosować próżnię przez co najmniej 1 h.
  8. Suszyć stałe cząstki w próżni w temperaturze 30 °C przez co najmniej 48 h w naczyniu aluminiowym.
  9. Za pomocą pęsety wprowadzić suche cząstki do młyna. W celu zmielenia wykonać kroki 1.1-1.11.

3. Przetwarzanie folii plastikowych poddanych wstępnej obróbce poprzez wietrzenie środowiskowe i mielenie

  1. Rozłożyć fragmenty folii plastikowej zebrane w terenie na gładkiej powierzchni (blacie laboratoryjnym). Ostrożnie usunąć zaabsorbowane cząsteczki gleby i pozostałości roślin za pomocą szczotki z miękkim włosiem.
  2. Wyciąć nożyczkami próbki folii o powierzchni ~4 cm2 i masie ~1,0 g.
  3. Umieścić fragmenty folii w zlewce o pojemności 1000 mL wypełnionej 500 mL wody DI. Mieszać z prędkością 300 min-1 za pomocą mieszadła magnetycznego o długości 20 mm przez 1 h.
  4. Usunąć rozpuszczone cząsteczki gleby poprzez dekantację i ponowne dodawanie wody DI przy lekkim wstrząsaniu zlewką, wylewając zawiesinę do zlewu lub plastikowego wiadra. Powtórzyć ten krok trzy razy. Ciągłe mieszanie utrzymuje cząsteczki gleby w rozproszeniu w wodzie, co ułatwia ich odlanie.
  5. Przenieść próbki ze zlewki do aluminiowego naczynia. Suszyć próbki plastiku na powietrzu przez 12 h, a następnie przenieść i suszyć w suszarce próżniowej przez 24 h w temperaturze 30 °C. W celu zmielenia wykonać kroki 1.1-1.11.

4. Procedura przesiewania przez kaskadowy zestaw sit

  1. Ustawić sita (o średnicy 3 cali) w stos, zaczynając od tacy na dole, następnie najdrobniejszego sita (#325; 45 µm), a potem kolejno od sit o coraz większych oczkach (takich jak #140; 106 µm i #60; 250 µm, gdzie sito #20; 840 µm jest najgrubszym), a na górze umieścić pokrywę.
  2. Zamontować wszystkie cztery sita w wstrząsarce, wkładając cztery piny w otwory wstrząsarki do sit.
  3. Przenieść poszczególne frakcje zebrane w kroku 1, 2 lub 3 na górę czterech kaskadowo ułożonych sit. Wstrząsać przez 10 min przy 300 min-1.
  4. Osobno odzyskać większą (górną) frakcję, która zostanie poddana dalszemu mieleniu.
    UWAGA: W razie potrzeby dostosować prędkość wstrząsania w wstrząsarce. Alternatywnie możliwe jest ręczne wstrząsanie sitami. Używać tylko jednego sita naraz, zaczynając od sita o rozmiarze oczek #20: mocno przytrzymać dół i pokrywę do sita ręką i wstrząsać w kierunku osiowym oraz poziomym przez 5 min.
  5. Wprowadzić przesianych cząstek o dp > 106 µm ponownie do rotacyjnej młynki tnącej, zgodnie z opisem w krokach 1.6-1.10.
  6. Odzyskać dolne frakcje z tacy i wprowadzić cząstki do następnego, mniejszego rozmiaru sita. Powtarzać procedurę do momentu, aż cząstki 106 µm będą stanowić główną frakcję.
  7. Połączyć zebrane frakcje 106 µm i przechowywać cząstki w suchym miejscu (prowadząc je w eksykatorze lub szczelnie zamkniętym plastikowym worku).
    ​UWAGA: Frakcja 45 µm jest częścią frakcji 106 µm; jednak ta pierwsza nie była izolowana ani analizowana osobno, ponieważ wydajność jest zazwyczaj bardzo niska. Odzysk wydajności i frakcje wielkości cząstek dla poszczególnych frakcji można określić za pomocą pomiarów grawimetrycznych w wt% dla każdej frakcji przesiewowej (sito #20 - sito #325) w stosunku do początkowej frakcji wsadowej, używając mikrobalansu o wysokiej precyzji.

5. Przygotowanie wodnej zawiesiny NP do mielenia na mokro

  1. Przygotować zawiesinę MP rozproszonych w wodzie DI, wlewając 800 mL wody destylowanej do szklanego zlewki o pojemności 1000 mL i umieszczając w niej mieszadło magnetyczne (średnica = 8 mm, długość = 50,8 mm).
  2. Wprowadzić 8 g frakcji tworzyw sztucznych o rozmiarze 106 µm z kroków 1, 2, 3 lub 4 do wody DI, tworząc 1 wt% zawiesinę.
  3. Umieścić szklaną zlewkę na mieszadle magnetycznym i mieszać przez 24 h przy 400 min-1, aby cząsteczki namokły w wodzie, co sprzyja ich zmiękczeniu.
  4. Przenieść cząsteczki do plastikowego pojemnika o pojemności 1000 mL.
  5. Napełnić dodatkowe dwa plastikowe pojemniki o pojemności 1000 mL wodą DI, która zostanie użyta do spłukania cząsteczek przylegających do zasobnika młynka podczas procesu mielenia.

6. Przygotowanie młyna do mielenia na mokro do produkcji NP

  1. Umieść kamienie o ziarnistości 46 (ziarno kamienia szlifującego = 297-420 µm) w mokrej młynce ciernej i dokręć nakrętki centralne ręcznie za pomocą klucza 17 mm.
  2. Zamontuj zasyp na górze i dokręć trzy nakrętki z śrubami kluczem 17 mm.
  3. Pod wylotem kolizera ustaw plastikowy słoik zbiorczy o pojemności 1 L. Obok wylotu ustaw drugi pusty kubeł 1 L, który będzie służył do wymiany podczas przetwarzania.
  4. Ustaw prześwit wgłębiomierza na + 1,0, co odpowiada dodatniemu przesunięciu o 0,10 µm względem pozycji zerowej.
  5. Włącz zasilanie i ostrożnie obracaj kołem regulacyjnym zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż usłyszysz dotknięcie kamieni szlifujących. Następnie ustaw elastyczny pierścień pomiarowy na zero i natychmiast obróć koło przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Domyślnie prędkość jest ustawiona na 1500 min-1.
    UWAGA: Unikaj „szlifowania na sucho” kamieni, ponieważ powoduje to nadmierne nagrzanie kamieni szlifujących.
  6. Obracaj kołem regulacyjnym zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż kamienie się dotkną, a następnie ostrożnie wlej zawiesinę wodno-NP do zasypu. Po wprowadzeniu zawiesiny stopniowo zmniejszaj przerwę do wartości wgłębiomierza -2,0, co odpowiada ujemnemu przesunięciu o 0,20 µm względem pozycji zerowej. Zawiesiny wodne z cząstkami tworzyw sztucznych między dwoma dyskami kamiennymi sprzyjają przemianie MP w NP i zapobiegają bezpośredniemu tarciu między kamieniami szlifującymi.
  7. Zbieraj zawiesinę, wymieniając kubły zbiorcze, gdy poziom napełnienia w kuble przekroczy 0,5 L.
  8. Zbieraj i wprowadzaj cząstki z powrotem do młynki od 30 do 60 razy; większa liczba przejść (liczba ponownych wprowadzeń) skutkuje mniejszym rozmiarem cząstek.
  9. Zmyj przylegające cząstki zaadsorbowane na zasypie przygotowaną butelką z wodą DI, aby umożliwić odpowiednie mieszanie zawiesiny podczas przetwarzania.
    ​UWAGA: Pobieranie próbek pośrednich w trakcie procesu jest możliwe poprzez podstawienie szklanych fiolek o pojemności 20 mL pod strumień wylotowy. Poszczególne etapy pozwolą ocenić mechanizmy fragmentacji cząstek wraz ze wzrostem intensywności procesu (liczby przejść). Odzyskaj zawiesinę i mieszaj przez 4 h przy 400 min-1 w temperaturze 25 °C w celu dokładnego wymieszania; pozostaw zawiesinę na 48 h do stabilizacji.

7. Odzyskiwanie i suszenie NP z zawiesiny

  1. Jeśli w zawiesinie zaobserwowano wiele warstw, należy wyizolować frakcję dolną (lub fazę o najwyższym stężeniu nanocząsteczek), powoli przelewając zawiesinę do dodatkowego zlewka szklanego o pojemności 1000 mL.
  2. Przenieść frakcje do probówek do wirowania (50 ml) i wirować przez 10 min (względna siła odśrodkowa [RCF] = 20 x 102 g). RCF (nazywana również siłą g) to generowana siła radialna będąca funkcją promienia i prędkości obrotowej rotora, która powoduje rozdzielenie cięższych cząstek od wody zawiesiny.
  3. Usuń przezroczystą warstwę wierzchnią, zlewając ją do osobnej aluminiowej kuwety.
  4. Przenieś pozostałą warstwę dolną (zawierającą zawiesinę nanocząstek) do dodatkowego naczynia aluminiowego i umieść ją w suszarce próżniowej w temperaturze 30 °C przez 48 h.
  5. Zebrać wysuszony materiał za pomocą szpatułki w dygestorium lub komorze z rękawicami, używając maski ochronnej dróg oddechowych. Przenieść wysuszoną zawartość do szklanego naczynia o pojemności 100 ml i szczelnie zamknąć pokrywką.
  6. Umieścić NP w fiolce i przechowywać je w szczelnym, suchym i chłodnym miejscu (np. w eksyكاتهrze).
    UWAGA: Mikro- i nanoplastiki (MNPs) uwalniane do środowiska podczas procesu produkcyjnego (w tym przypadku albo podczas procesu mokrego mielenia, albo w postaci wysuszonych cząstek) mogą stanowić poważne zagrożenie dla ekosystemów wodnych i lądowych. W szczególności środki regulacyjne są opracowywane w celu zminimalizowania ryzyka związanego z produkcją i stosowaniem inżynieryjnych nanomateriałów.30W związku z tym synteza MNPs wymaga podjęcia konkretnych środków ostrożności, takich jak obchodzenie się z materiałami w dygestorium lub komorze rękawicowej. Ponadto wodne roztwory odpadowe powstałe podczas izolacji NPs (kroki 6.7–6.9) będą podlegały procedurze utylizacji przeprowadzonej przez Dział Zdrowia, Bezpieczeństwa i Ochrony Środowiska (Environmental Health and Safety Department).

8. Obrazowanie MP poprzez stereomikroskopia

  1. Rozmieścić ~20 mg cząstek (zebranych w kroku 4) na powierzchni o obszarze ~4 cm2. Białe lub półprzezroczyste mikroplastiki (MP) należy rozłożyć na ciemnej powierzchni, a czarne lub ciemne MP na białym tle (arkusz papieru), aby zmaksymalizować kontrast tła.
  2. Ustawić mikroskop na najniższym powiększeniu, aby uchwycić jak największy obszar (środek obszaru z cząstkami). Następnie skierować zewnętrzną lampę na centrum ostrości, aby oświetlić obszary zainteresowania.
  3. Zastosować powiększenie umożliwiające wykrycie >50 cząstek w środkowej części pola widzenia. Taka liczba jest zalecana w celu uzyskania wiarygodnych wyników oceny statystycznej.
  4. Ustawić ostrość na obszarach, w których cząstki nie nakładają się na siebie lub nakładają się w niewielkim stopniu i wykazują dobry kontrast kolorystyczny.
  5. Wykonać co najmniej pięć reprezentatywnych obrazów, koncentrując się na zewnętrznych kształtach cząstek. Komputer lokalny wykorzystywany do obrazowania zapisuje obrazy o wysokiej rozdzielczości jako mapy bitowe w oprogramowaniu.
  6. Zapisać obrazy zarejestrowane za pomocą stereomikroskopu w formacie pliku rozpoznawanym przez ImageJ (bitmap, tiff lub jpeg) do późniejszej ilościowej analizy danych.
    UWAGA: Wykonać jeden obraz referencyjny przy dokładnie tych samych ustawieniach powiększenia, przy których wykonano obraz główny, wykorzystując linijkę lub inny obiekt referencyjny zarejestrowany na obrazie. Procedura ta umożliwi łatwą kalibrację obrazów podczas przygotowywania i analizowania ich w oprogramowaniu ImageJ.

9. Analiza obrazu za pomocą programu ImageJ

  1. Otwórz oprogramowanie ImageJ31 i przygotuj import pliku, naciskając (CTRL + L), aby otworzyć Command finder. Następnie wpisz Bio-Formats w prawym dolnym rogu. Funkcja ta aktywuje ścieżkę menu File > Import > Bio formats (> odnosi się do kroków nawigacji w oprogramowaniu). Wyszukaj katalog z zapisanymi plikami obrazów.
    UWAGA: Jeśli pakiet Bio-Formats nie pojawia się w Command finder, wyszukaj w internecie frazę Bio-Formats ImageJ. Postępuj zgodnie z instrukcjami pobierania i instalacji ImageJ. Importer Bio-Formats umożliwia prostą obsługę importowania/eksportowania plików obrazów w ImageJ oraz wyszukiwanie poleceń.
  2. Otwórz obraz (alternatywnie za pomocą importu Bio-Formats opisanego w kroku 9.1), klikając File > Open > wybierz obraz cząstki w lokalizacji plików określonej w kroku 4.7 oraz obraz odniesienia z linijką opisany w kroku 1.6. Zaleca się utworzenie duplikatu obrazu poprzez naciśnięcie Shift + Command + D, aby móc go porównać z oryginałem podczas regulacji ustawień progu (threshold) obrazu kopii.
    UWAGA: Polecenie File > Open otwiera różne formaty natywnie obsługiwane przez ImageJ, jak opisano w kroku 8.7. Alternatywnie można zaznaczyć lokalizację obrazu na komputerze i przeciągnąć plik na pasek stanu głównego okna ImageJ. Plik obrazu otworzy się automatycznie w osobnym oknie.
  3. Przybliżaj i oddalaj obraz, używając odpowiednio CTRL + oraz CTRL -.
  4. Ustaw pomiary, klikając Analyze > Set Measurements, a następnie wybierz Area oraz Shape Descriptors jako wartości domyślne.
  5. Zdefiniuj pasek skali, rysując linię dokładnie wzdłuż długości paska skali, korzystając z obrazu odniesienia z linijką, jak opisano w kroku 8. Wybierz Analyze > Set Scale, a następnie wprowadź wartość liczbową długości paska w polu Known distance oraz jednostkę odpowiadającą tej długości.
  6. Wyświetl pasek skali na obrazie, klikając Analyze > Tools > Scale Bar, i dostosuj ustawienia, np. aby zapewnić wyraźny kontrast na obrazie. W ustawieniach paska skali wybierz miejsce na obrazie, w którym ma on zostać umieszczony. Wybierz Width , aby dostosować szerokość paska w jednostkach skalibrowanych, Height , aby ustawić wysokość paska w pikselach, oraz Font Size dla etykiety paska skali. Wybierz background , aby dostosować kolor wypełnienia pola tekstowego etykiety.
    UWAGA: W przypadku mikrometrów wystarczy wpisać µm; program automatycznie adaptuje µm w wynikach danych.
  7. Przekształć obraz w obraz 8-bitowy, wybierając Image > Type > 8-bit.
  8. Konwertuj skopiowany obraz na 8-bitowy, wybierając Image > Type > 8-bit.
  9. Dostosuj ustawienia, wybierając Image > Adjust > Threshold > Set (porównaj rozmiar z obrazem oryginalnym).
  10. Określ, jakie pomiary należy wykonać, wybierając Analyze > Set Measurements.
  11. Wybierz Analyze particles > 0-infinity, kliknij Display results oraz in situ show.
  12. Zapisz wyniki ROI (.zip) w Save Measurements i Select Folder.
  13. Zapisz wyniki (*.csv) w File > Save as > Select Folder.

10. Obliczanie średnicy cząstek (dp) i współczynnika kształtu w arkuszu kalkulacyjnym

UWAGA: Znajomość średnicy cząstek i współczynników kształtu jest niezbędna dla zrozumienia zachowania cząstek (losów, transportu) w środowisku oraz wyznaczenia powierzchni właściwej. Dlatego geometria jest kluczowa, gdy mikroplastiki (MPs) są wykorzystywane w badaniach środowiskowych. Na przykład, w zależności od rozmiaru i kształtu MPs zaobserwowano różne mechanizmy oddziaływania z glebą, takie jak aglomeraty MP-MP oraz MP-gleba, które wpływają na ruch cząstek w glebie15,32. W związku z tym sugeruje się następujące kroki w celu wyznaczenia rozkładu wielkości cząstek dp-particle oraz parametrów geometrycznych.

  1. Zaimportuj do programu arkusza kalkulacyjnego odpowiedni plik *.csv uzyskany i zapisany z analizy w programie ImageJ (krok 9.13).
    UWAGA: Wartości numeryczne w każdej kolumnie odzwierciedlają poszczególne obliczenia dla każdej cząstki zgodnie z równaniem 1 oraz równaniem 2.
  2. Oblicz średnie wartości parametrów kształtu, takich jak kolistość (CIR) i współczynnik kształtu (AR), wpisując = średnia (x,y) na dole każdej kolumny, gdzie x oznacza pierwszy wiersz, a y ostatni wiersz kolumny, a następnie naciśnij Enter. Wartości CIR opisują relację między polem rzutu a idealnym kołem, przy czym dla pojedynczej cząstki CIR = 1 (równanie 1). AR reprezentuje stosunek długości do szerokości cząstki opisany w równaniu 2.
  3. Ustal, czy średnie AR < 2,5, a następnie oblicz wartości dp w nowej kolumnie, korzystając z równania 3. Jeśli AR ≥ 2,5, oblicz wartości dp zgodnie z równaniem 4. Dodaj nową kolumnę, aby obliczyć dp na podstawie kolumny pola otrzymanej z wyników programu ImageJ.
    UWAGA: Wybór progowych wartości AR ≥ 2,5 reprezentuje cząstki o kształcie bardziej prostokątnym, podczas gdy AR < 2,5 odzwierciedla cząstki o kształcie bardziej okrągłym. Wybór ten pozwala na zminimalizowanie błędu obliczeń dp wynikającego z pola zmierzonego mikroskopowo i wyznaczonego za pomocą programu ImageJ.
    (1) Równanie kolistości: Kolistość = 4π * [Pole rzutu]/[Obwód]^2; formuła matematyczna.
    (2) Wzór na współczynnik kształtu w geometrii, pokazujący równanie dla długości osi głównej i pobocznej.
    (3) Wzór na rozmiar cząstek, równanie do obliczania średnicy cząstki z pola rzutu, użytek edukacyjny.
    (4) Wzór na średnicę cząstki \(d_p\): \(\sqrt{\frac{{\text{Pole rzutu} \times \text{Szerokość cząstki}}}{\text{Długość cząstki}}}\)

11. Analiza statystyczna dla MP i NP

  1. Otwórz plik danych *.csv w oprogramowaniu statystycznym, wybierając Plik > Otwórz > Wybierz lokalizację pliku dla odpowiedniego pliku utworzonego w kroku 9.13.
    UWAGA: Alternatywnie tabelę można przenieść bezpośrednio do oprogramowania statystycznego za pomocą funkcji kopiuj-wklej. Markę i wersję oprogramowania statystycznego sprawdź w Tabeli Materiałów, a następnie użyj Edycja > Wklej wraz z nazwami kolumn.
  2. Przeanalizuj dane dp, wybierając Analiza > Rozkład.
  3. Wybierz dp, co odpowiada danym z kolumny, przeciągnij i upuść do kolumn Y, a następnie naciśnij przycisk OK. Funkcja ta tworzy histogram z wynikami statystycznymi, w tym wartościami statystyk opisowych, średniej oraz odchylenia standardowego w osobnym oknie.
  4. Oceń, czy histogram odpowiada rozkładowi normalnemu (lub najlepiej dopasowanemu rozkładowi dla dp) za pomocą krzywej dopasowania, wybierając trójkąt obok dp > Dopasowanie ciągłe, a następnie wybierz krzywą uznaną za najlepiej dopasowaną (na przykład Dopasowanie normalne). Krok ten nakłada na histogram krzywą rozkładu normalnego.
  5. Wyznacz i zaraportuj wartości średniej i odchylenia standardowego z wyników statystyk opisowych dla średnich wartości parametrów kształtu: kolistości (Cir), współczynnika kształtu (AR), zaokrąglenia (Round) i zwartości (Sol).
    UWAGA: Zaleca się stosowanie poziomu istotności statystycznej α = 0.05, który został wykorzystany we wszystkich ocenach. Poziom istotności jest prawdopodobieństwem odrzucenia hipotezy zerowej, gdy jest ona prawdziwa, podczas porównywania wyników liczbowych.

12. Optymalne dopasowanie rozkładu wielkości dp i współczynników kształtu cząstek

  1. Wczytaj zestaw danych do oprogramowania statystycznego i użyj tego samego zestawu danych *.csv dla rozkładu dp obliczonego w kroku 10.
  2. Wybierz Analiza > Niezawodność i przeżywalność > Rozkład czasu życia.
  3. Przeciągnij kolumnę dp do pola Y, Czas do zdarzenia i wybierz OK. Funkcja ta utworzy wynik z wykresem prawdopodobieństwa jako funkcją dp.
  4. Wyznacz optymalny rozkład w sekcji Porównaj rozkłady, zaznaczając opcje Nieparametryczny, Lognormalny, Weibulla, Loglogistyczny oraz Normalny.
  5. Oceń jakość dopasowania modelu na podstawie najniższych wartości liczbowych dla kryteriów informacyjnych Akaike'a i Bayesiana (odpowiednio AIC i BIC) w Tabeli porównania modeli statystycznych pod wykresem, szukając najniższych wartości BIC. Model o najlepszym dopasowaniu jest domyślnie prezentowany w pierwszym wierszu. Pola wyników szacunków parametrycznych lub nieparametrycznych dla każdej oceny rozkładu znajdują się poniżej wykresu Porównaj rozkłady.
  6. Zapisz skrypt wynikowy w tabeli danych, wybierając czerwony trójkąt rozwijany w górnym lewym rogu, a następnie Zapisz skrypt > Do tabeli danych. Następnie zapisz oryginalną Tabelę danych w wybranej lokalizacji pliku, wybierając Plik > Zapisz jako > *.jmp.

13. Charakterystyka wymiarowa NP za pomocą dynamicznego rozpraszania światła

  1. Uruchom oprogramowanie do dynamicznego rozpraszania światła (DLS), dwukrotnie klikając ikonę na pulpicie. Wybierz File > New > SOP. Wprowadź nazwę próbki i w oprogramowaniu DLS w sekcji Sample Setup ustaw material refractive index na 1.33 dla wody destylowanej oraz 1.59 dla polimerów33. Wybierz Material z menu rozwijanego, a następnie kliknij OK.
    UWAGA: Kliknięcie menu rozwijanego otwiera Materials Manager, który umożliwia dodawanie nowych próbek lub modyfikowanie istniejących poprzez zmianę Refractive index oraz Absorption. Jako dyspersant wybierz Water.
  2. Wybierz odpowiednią kuwetę w sekcji Cell > Cell Type i wybierz Reports, aby określić, jakie wyniki zostaną przedstawione po każdym pomiarze.
  3. Uruchom urządzenie, zamykając pokrywę i włączając system poprzez zamknięcie pokrywy (jeśli była otwarta) i naciśnięcie przycisku ON. Odczekaj do pierwszego sygnału dźwiękowego, a następnie odczekaj około 30 min, aby wiązka uległa stabilizacji.
  4. Poczekaj do zakończenia procedury inicjalizacji i drugiego sygnału dźwiękowego, który wskazuje osiągnięcie zaprogramowanej temperatury (zazwyczaj 25 °C).
  5. Przygotuj zawiesinę NP (otrzymaną w kroku 7) i wody DI w probówce 15 mL o stężeniu ~0.1 wt%, mieszając magnetycznie przez ~1 h w celu dokładnego wymieszania.
  6. Wstrząśnij zawiesiną przed przeniesieniem ~1.0 mL do kwarcowej kuwety 4.5 mL i otwórz pokrywę. Następnie ostrożnie włóż kuwetę z próbką do uchwytu na próbki w urządzeniu DLS.
    UWAGA: Przygotuj trzy próbki z tej samej partii zawiesiny o tym samym stężeniu, jak opisano w kroku 13.5.
  7. Wykonaj trzy pomiary (wybór w oprogramowaniu DLS) dla każdej próbki. Pomiędzy pomiarami wyjmij kuwetę i delikatnie wstrząśnij próbkami przez 5 s, aby zapewnić ich wymieszanie.
  8. Wyodrębnij i wyeksportuj dane za pomocą oprogramowania DLS, przenieś zestaw danych do programu arkusza kalkulacyjnego i stwórz histogramy dla MP i NP zgodnie z opisem w krokach 11.1-11.5 (Rycina 1). Z zakładki Records View Tab skopiuj Tabelę lub Wykres, wybierając Edit-copy, a następnie wklej je do innej aplikacji, np. programu arkusza kalkulacyjnego.

14. Analiza chemiczna MNPs przy użyciu spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) z osłabionym całkowitym odbiciem (ATR)

UWAGA: Analizy chemiczne MNPs z wykorzystaniem spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) oraz spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) są odpowiednimi narzędziami do oceny wpływu mielenia na mokro na właściwości wiązań chemicznych, a także odpowiednio na względne ilości głównych składników i monomerów wchodzących w skład polimerów10. Dodatkowo, właściwości termiczne oraz stabilność składników polimerowych MNPs można ocenić odpowiednio za pomocą różnicowej kalorymetrii skaningowej (DSC) i analizy termograwimetrycznej (TGA)29.

  1. Oczyścić system detekcji (powierzchnię kryształu ATR) za pomocą etanolu i ściereczki bezpyłowej.
  2. Uruchomić oprogramowanie i nacisnąć przycisk Background Button na pasku poleceń, aby wykonać Background Scan (skan tła) w powietrzu, po uprzednim oczyszczeniu ścieżki wiązki instrumentu. Widmo tła zostanie wyświetlone krótko po zakończeniu pomiaru.
  3. Wprowadzić Sample ID (identyfikator próbki) oraz Sample Description (opis próbki) w pasku narzędzi ustawień instrumentu.
  4. Ustawić zakres liczb falowych widma między 4000 cm-1 a 600 cm-1 i wybrać rozdzielczość 2,0 cm-1 w trybie absorbancji. Wybrać 32 scans per spectrum (32 skany na widmo) i rozpocząć pomiar.
  5. Umieścić plastikową próbkę (~20 mg lub ~ 1-3 mm3) MP (106 µm) i NP (~300 nm) wewnątrz stalowej podkładki o średnicy wewnętrznej ~10 mm lub równoważnej, na powierzchni kryształu.
    UWAGA: Podkładka zapobiega rozprzestrzenianiu się materiału na krysztale podczas dociskania próbki przez uchwyt, co mogłoby prowadzić do niejednorodności materiału i błędów w danych wynikających z niespójnych pomiarów.
  6. Umieścić podkładkę w centrum kryształu ATR i za pomocą szpatułki wprowadzić próbkę polimeru do otworu podkładki.
  7. Opuścić dźwignię próbki nad środek materiału i obracać pokrętłem zgodnie z ruchem wskazówek zegara, monitorując wartość siły na wskaźniku Force Gauge, aby mieściła się w zakresie 50-90. Wyświetlone zostanie wstępne widmo próbki. Nacisnąć przycisk Scan po raz drugi, aby zarejestrować widmo.
  8. Zebrać od 8 do 10 widem, klikając przycisk Scan , a po każdym pomiarze starannie wymieszać próbki szpatułką, aby umożliwić uzyskanie reprezentatywnych wyników.
  9. Kliknąć folder Sample View w Data Explorer, aby wyświetlić wszystkie zebrane widma nałożone na siebie w obszarze podglądu. Najpierw usunąć widma znacząco odbiegające od reszty, reprezentujące wartości odstające. Następnie wybrać w pasku narzędzi tryb Absorbance (absorbancja) lub Transmittance (transmitancja).
  10. Zapisać widma, zaznaczając folder Sample View zawierający widma i wybierając opcję Save As z menu pliku. dialog window (okno dialogowe) umożliwia zmianę nazwy pliku, katalogu docelowego oraz domyślnej lokalizacji dla wszystkich widem.
    UWAGA: Alternatywnie widma można zapisać jako *.sp file, wybierając widmo i klikając prawym przyciskiem myszy, aby wyświetlić opcję Binary option. Wybrać Save Binary i wskazać końcową Save location (lokalizację zapisu).
  11. Wykonać baseline correction (korekcję linii bazowej) oraz mean normalization (normalizację średnią), zaznaczając pojedyncze widmo w Data Explorer i wybierając z menu Process > Normalization, korzystając z oprogramowania lub w następnym kroku.
    UWAGA: Normalizacja średnia kompensuje błędy spektralne wynikające z grubości lub zmienności materiałowej próbki.
  12. Po zakończeniu gromadzenia danych oczyścić obszar kryształu etanolu i ściereczką bezpyłową.
  13. Zinterpretować różnice między MP a NP zgodnie z przypisanymi pasmami wibracyjnymi FTIR, które zostały określone i ocenione w poprzedniej publikacji10.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zwalidować metodę procedury eksperymentalnej oraz analizę, z granulatu i materiałów foliowych utworzono mikroplastiki (MPs) i nanoplastiki (NPs), a następnie porównano je pod kątem wielkości i kształtu przy użyciu obrazów mikroskopowych. Metoda opisana na Rysunku 1 pozwoliła na efektywne uzyskanie MPs i NPs z biodegradowalnych plastikowych granulatów i folii; osiągnięto to poprzez chłodzenie kriogeniczne, mielenie, mokre rozcieranie oraz charakterystykę. Pierwszy krok był zbędny w przypa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda ta opisuje skuteczny proces opisany pierwotnie w poprzedniej publikacji29 w celu przygotowania MNP pochodzących z granulek i folii ściółkowych do badań środowiskowych. Proces rozdrabniania obejmował chłodzenie kriogeniczne (tylko dla folii), mielenie na sucho i mielenie na mokro w celu wytworzenia modelowych MNP. Zastosowaliśmy tę metodę do przygotowania MNP z szerokiej gamy surowców polimerowych, w tym polietylenu o niskiej gęstości (LDPE), adypinianu-kotereftalanu polimaślanu (PBAT) i kwa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Te badania zostały sfinansowane przez Herbert College of Agriculture, Wydział Inżynierii Biosystemów i Gleby oraz Science Alliance na Uniwersytecie Tennessee w Knoxville. Ponadto autorzy z wdzięcznością dziękują za wsparcie finansowe udzielone w ramach grantu USDA 2020-67019-31167 na te badania. Początkowe surowce do przygotowania MNP biodegradowalnej folii ściółkowej na bazie PBAT zostały dostarczone przez BioBag Americas, Inc. (Dunevin, FL, USA), a granulki PBAT przez Mobius, LLC (Lenoir City, TN).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Talerz aluminiowy, 150 mL Fisher Scientific, Waltham, MA, USA08-732-103Suszenie zebranych NPs
Naczynie aluminiowe, 500 mLVWR International, Radnor, PA, USA25433-018Zbieranie NP po mieleniu na mokro
WirówkaFisher Scientific, Waltham, MA, USACentrific 228Pojemnik do wirowania
Rurka tłocząca, #20, 840 µ mThomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA3383M30Przesiewanie pierwszej frakcji podczas mielenia
Rura tłocząca, #60, 250 µ mThomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA3383M45Przesiewanie drugiej frakcji (3x)  podczas mielenia
Thermomixer,  5350 MieszalnikEppendorf North America, Enfield, CT, USA05-400-200Analiza eksperymentów przesiewania
FT-IR Spectrum Two, spektrometr z tłumionym całkowitym współczynnikiem odbicia (ATR)Perkin Elmer, Waltham, MA, USAL1050228 Pomiar widm FTIR
Szklana zlewka, 1000 mlDWK Life Sciences, Milville, NJ, USA02-555-113Mieszanie zawiesiny wodnej MPs przed zmieleniem
Szklana płyta czołowaThomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA3383N55 Osłona przednia do Wiley Mini Mill
Szklany słoik, 50 mlUline, Pleasant Prairie, WI, USAS-15846PCollective MPS po frezowaniu
Schowek na rękawiczki, neoprenBel-Art-SP Scienceware, Wayne, NJ, USABEL-H50029000022-calowy, rozmiar 10
Analizator wielkości Zetasizer Nano ZS 90Malvern Panalytical, Worcestershire, Wielka Brytania Zetasizer Nano ZSPomiar nanoplastików zdyspergowanych w kamerze mikroskopu wodnego
DI Nikon, Tokio,  108-6290, JaponiaCelownik cyfrowy Nikon 10W połączeniu z mikroskopem Olympus do odbierania obrazów cyfrowych
MikroskopOlympus, Shinjuku, Tokio, JaponiaModel SZ 61Obrazowanie MPS
Słoik z azotem, niskie kolby DewaraCole-Palmer, Vernon Hills, IL, USAUX-03771-23Przechowywanie ciekłego azotu podczas chłodzenia kriogenicznego
Accurate Blend 200, 12-biegowy blenderOster, Boca Raton, FL, USA6684Rozpoczęcie procesu zmniejszania rozmiaru folii z tworzywa sztucznego poddanej obróbce kriogenicznej
, folii PBAT, - BioAgri™ (Mater-Bi®)BioBag Americas, Inc, Dunedin, FL, Stany ZjednoczoneGrubość 0,7 mmSurowiec do tworzenia MP i NP, rolniczy granulat folii
ściółkowej PBATMobius, LLC, Lenoir City, TN, USAŚrednica 3 mmSurowiec do tworzenia mikroplastików (MPs) i nanoplastików (NPs) Mielenie i mielenie korytowe
z tworzywa sztucznego, 50 mlFisher Scientific, Waltham, MA, USA06-443-18Wirowanie gnojowicy po mieleniu
na mokroSłoik plastikowy, 1000 mL, wstępnie oczyszczony, prostyFisher Scientific, Waltham, MA, USA05-719-733Zbieranie NP podczas i po mieleniu na mokro
Mieszadła wielokątne, średnicaø=8 mm, długość=50,8 mm   Fisher Scientific, Waltham, MA, USA14-512-127Mieszanie gnojowicy MPS przed szlifowaniem na mokro
Nożyczki, wiązane tytanemWestcott, Shelton, CT, USA13901Cięcie początkowych materiałów wsadowych do folii PBAT
Kwadratowa szklana komórka z kwadratowym otworem i nasadką, 12 mm ODMalvern Panalytical, Worcestershire, Wielka Brytania PCS1115Pomiar wielkości cząstek NPs
Dno ze stali nierdzewnej, 3 cale, patelniaHogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA8401Do przesiewania po mieleniu Wileya
Sito ze stali nierdzewnej, 3 cale, nr 140 (106 µ m)Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA1308Do przesiewania po mieleniu Wileya
Sito ze stali nierdzewnej, 3 cale, nr 20 (850 µ m)Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA1296Przesiewanie parlamentarzystów po mieleniu Wileya
Sito ze stali nierdzewnej, 3 cale, nr 325 (45 &mikro; m)Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA1313Przesiewanie parlamentarzystów po mieleniu Wileya
Sito ze stali nierdzewnej, 3 cale, nr 60 (250 &mikro; m)Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA1303Przesiewanie MP po mieleniu Wileya
Górna pokrywa ze stali nierdzewnej, 3 caleHogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA8406Przesiewanie MP po mieleniu Wileya
Pęseta ze stali nierdzewnejGlobal Industrial, Port Washington, NY, USAT9FB2264892Przenoszenie  zamrożonych cząstek filmu ze słoika do blendera
Piec próżniowy, model 281AFisher Scientific, Waltham, MA, USA13-262-50Piec próżniowy do suszenia NP po zmieleniu na mokro
Szlifierka cierna, koloider supermassMasuko Sangyo, Tokio, JaponiaMKCA6-2JSzlifierka do formowania NP z MPS
Kamień do szlifowania na mokro, ziarnistość: 297 μ m -420 &MU; mMasuko Sangyo, Tokio, JaponiaMKE6-46DDKamień szlifierski do formowania NP od MP
Wiley Mini Mill, obrotowy młyn tnącyThomas Scientific, Swedesboro, NJ, USANC1346618Redukcja wielkości granulek i folii na MP i NPs
Software
FTIR-Oprogramowanie do spektroskopiiPerkin Elmer, Waltham, MA, USAWidmo 10 Zbieranie widm z początkowego tworzywa sztucznego, MP i NP
Image J, program do przetwarzania obrazówNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USAWersja 1.53nAnaliza obrazów cyfrowych otrzymanych z mikroskopii 
Oprogramowanie mikroskopowe, oprogramowanie ds-fi1Malvern Panalytical , Malvern, Wielka BrytaniaOprogramowanie układowe DS-U1 Ver3.10Nagrywanie obrazów cyfrowych
Microsoft, Windows,   Excel 365, oprogramowanie do obsługi arkuszy kalkulacyjnychMicrosoft, Redmond, WA, USAOffice 365Obliczanie średniej wielkości cząstek i tworzenie obrazów widm FTIR
Oprogramowanie JMP, oprogramowanie statystyczneSAS Institute Inc., Cary, NC, 1989-2021Wersja 15Analiza statystyczna wielkości cząstek i najlepsze dopasowanie zestawu danych
Oprogramowanie UnscramblerCamo Analytics, Oslo, NorwegiaWersja 9.2Normalizacja i konwersja widm FTIR na .csv zat
Probówki wirówkowe

Bibliografia

  1. Jin, Z., Dan, L. Review on the occurrence, analysis methods, toxicity and health effects of micro-and nano-plastics in the environment. Environmental Chemistry. (1), 28-40 (2021).
  2. Kumar, M., et al. Current research trends on micro-and nano-plastics as an emerging threat to global environment: a review. Journal of Hazardous Materials. 409, 124967(2021).
  3. Alimba, C. G., Faggio, C., Sivanesan, S., Ogunkanmi, A. L., Krishnamurthi, K. Micro (nano)-plastics in the environment and risk of carcinogenesis: Insight into possible mechanisms. Journal of Hazardous Materials. 416, 126143(2021).
  4. Serrano-Ruiz, H., Martin-Closas, L., Pelacho, A. M. Biodegradable plastic mulches: Impact on the agricultural biotic environment. Science of The Total Environment. 750, 141228(2021).
  5. Hayes, D. G., et al. Biodegradable plastic mulch films for sustainable specialty crop production. Polymers for Agri-Food Applications. , Springer. Cham. 183-213 (2019).
  6. Viaroli, S., Lancia, M., Re, V. Microplastics contamination of groundwater: Current evidence and future perspectives. A review. Science of The Total Environment. , 153851(2022).
  7. Rillig, M. C., Lehmann, A. Microplastic in terrestrial ecosystems. Science. 368 (6498), 1430-1431 (2020).
  8. Anunciado, M. B., et al. Effect of environmental weathering on biodegradation of biodegradable plastic mulch films under ambient soil and composting conditions. Journal of Polymers and the Environment. 29 (9), 2916-2931 (2021).
  9. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Science of The Total Environment. 814, 152572(2022).
  10. Hayes, D. G., et al. Effect of diverse weathering conditions on the physicochemical properties of biodegradable plastic mulches. Polymer Testing. 62, 454-467 (2017).
  11. Schwaferts, C., Niessner, R., Elsner, M., Ivleva, N. P. Methods for the analysis of submicrometer-and nanoplastic particles in the environment. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 112, 52-65 (2019).
  12. Gigault, J., et al. Current opinion: what is a nanoplastic. Environmental Pollution. 235, 1030-1034 (2018).
  13. Naqash, N., Prakash, S., Kapoor, D., Singh, R. Interaction of freshwater microplastics with biota and heavy metals: a review. Environmental Chemistry Letters. 18 (6), 1813-1824 (2020).
  14. Manzoor, S., Naqash, N., Rashid, G., Singh, R. Plastic material degradation and formation of microplastic in the environment: A review. Materials Today: Proceedings. , 3254-3260 (2022).
  15. de Souza Machado, A. A., et al. Impacts of microplastics on the soil biophysical environment. Environmental Science & Technology. 52 (17), 9656-9665 (2018).
  16. Jacques, O., Prosser, R. A probabilistic risk assessment of microplastics in soil ecosystems. Science of The Total Environment. 757, 143987(2021).
  17. Kwak, J. I., An, Y. -J. Microplastic digestion generates fragmented nanoplastics in soils and damages earthworm spermatogenesis and coelomocyte viability. Journal of Hazardous Materials. 402, 124034(2021).
  18. Wahl, A., et al. Nanoplastic occurrence in a soil amended with plastic debris. Chemosphere. 262, 127784(2021).
  19. Vighi, M., et al. Micro and nano-plastics in the environment: research priorities for the near future. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology Volume 257. , 163-218 (2021).
  20. Pironti, C., et al. Microplastics in the environment: intake through the food web, human exposure and toxicological effects. Toxics. 9 (9), 224(2021).
  21. Zurier, H. S., Goddard, J. M. Biodegradation of microplastics in food and agriculture. Current Opinion in Food Science. 37, 37-44 (2021).
  22. Horton, A. A., Dixon, S. J. Microplastics: An introduction to environmental transport processes. Wiley Interdisciplinary Reviews: Water. 5 (2), 1268(2018).
  23. Panno, S. V., et al. Microplastic contamination in karst groundwater systems. Groundwater. 57 (2), 189-196 (2019).
  24. Su, Y., et al. Delivery, uptake, fate, an transport of engineered nanoparticles in plants: a critical review and data analysis. Environmental Science: Nano. 6 (8), 2311-2331 (2019).
  25. Yu, Y., Griffin-LaHue, D. E., Miles, C. A., Hayes, D. G., Flury, M. Are micro-and nanoplastics from soil-biodegradable plastic mulches an environmental concern. Journal of Hazardous Materials Advances. 4, 100024(2021).
  26. Hayes, D. G. Enhanced end-of-life performance for biodegradable plastic mulch films through improving standards and addressing research gaps. Current Opinion in Chemical Engineering. 33, 100695(2021).
  27. Qin, M., et al. A review of biodegradable plastics to biodegradable microplastics: Another ecological threat to soil environments. Journal of Cleaner Production. 312, 127816(2021).
  28. Phuong, N. N., et al. Is there any consistency between the microplastics found in the field and those used in laboratory experiments. Environmental Pollution. 211, 111-123 (2016).
  29. Astner, A., et al. Mechanical formation of micro-and nano-plastic materials for environmental studies in agricultural ecosystems. Science of The Total Environment. 685, 1097-1106 (2019).
  30. Rist, S., Hartmann, N. B. Aquatic ecotoxicity of microplastics and nanoplastics: lessons learned from engineered nanomaterials. Freshwater Microplastics. , Springer. Cham. 25-49 (2018).
  31. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  32. Raju, S., et al. Improved methodology to determine the fate and transport of microplastics in a secondary wastewater treatment plant. Water Research. 173, 115549(2020).
  33. Caputo, F., et al. Measuring particle size distribution and mass concentration of nanoplastics and microplastics: addressing some analytical challenges in the sub-micron size range. Journal of Colloid and Interface Science. 588, 401-417 (2021).
  34. Xu, M., et al. Polystyrene microplastics alleviate the effects of sulfamethazine on soil microbial communities at different CO2 concentrations. Journal of Hazardous Materials. 413, 125286(2021).
  35. Ding, L., et al. Insight into interactions of polystyrene microplastics with different types and compositions of dissolved organic matter. Science of The Total Environment. 824, 153883(2022).
  36. Abbasimaedeh, P., Ghanbari, A., O'Kelly, B. C., Tavanafar, M., Irdmoosa, K. G. Geomechanical behaviour of uncemented expanded polystyrene (EPS) beads-clayey soil mixtures as lightweight fill. Geotechnics. 1 (1), 38-58 (2021).
  37. Li, Z., Li, Q., Li, R., Zhou, J., Wang, G. The distribution and impact of polystyrene nanoplastics on cucumber plants. Environmental Science and Pollution Research. 28 (13), 16042-16053 (2021).
  38. Sobhani, Z., Panneerselvan, L., Fang, C., Naidu, R., Megharaj, M. Chronic and transgenerational effects of polystyrene microplastics at environmentally relevant concentrations in earthworms (Eisenia fetida). Environmental Toxicology and Chemistry. 40 (8), 2240-2246 (2021).
  39. Lionetto, F., Esposito Corcione, C., Rizzo, A., Maffezzoli, A. Production and characterization of polyethylene terephthalate nanoparticles. Polymers. 13 (21), 3745(2021).
  40. Dümichen, E., et al. Analysis of polyethylene microplastics in environmental samples, using a thermal decomposition method. Water Research. 85, 451-457 (2015).
  41. Robotti, M., et al. Attrition and cryogenic milling production for low pressure cold gas spray and composite coatings characterization. Advanced Powder Technology. 27 (4), 1257-1264 (2016).
  42. Ducoli, S., et al. A different protein corona cloaks "true-to-life" nanoplastics with respect to synthetic polystyrene nanobeads. Environmental Science: Nano. 9 (4), 1414-1426 (2022).
  43. El Hadri, H., Gigault, J., Maxit, B., Grassl, B., Reynaud, S. Nanoplastic from mechanically degraded primary and secondary microplastics for environmental assessments. NanoImpact. 17, 100206(2020).
  44. Eitzen, L., et al. The challenge in preparing particle suspensions for aquatic microplastic research. Environmental research. 168, 490-495 (2019).
  45. Ekvall, M. T., et al. Nanoplastics formed during the mechanical breakdown of daily-use polystyrene products. Nanoscale advances. 1 (3), 1055-1061 (2019).
  46. Caldwell, J., et al. Fluorescent plastic nanoparticles to track their interaction and fate in physiological environments. Environmental Science: Nano. 8 (2), 502-513 (2021).
  47. Zeb, A., et al. Evaluating the knowledge structure of micro-and nanoplastics in terrestrial environment through scientometric assessment. Applied Soil Ecology. 177, 104507(2022).
  48. Ji, Z., et al. Effects of pristine microplastics and nanoplastics on soil invertebrates: A systematic review and meta-analysis of available data. Science of The Total Environment. 788, 147784(2021).
  49. de Alkimin, G. D., Gonçalves, J. M., Nathan, J., Bebianno, M. J. Impact of micro and nanoplastics in the marine environment. Assessing the Effects of Emerging Plastics on the Environment and Public Health. , IGI Global. 172-225 (2022).
  50. Pires, A., Cuccaro, A., Sole, M., Freitas, R. Micro (nano) plastics and plastic additives effects in marine annelids: A literature review. Environmental Research. , 113642(2022).
  51. Hurley, R. R., Nizzetto, L. Fate and occurrence of micro (nano) plastics in soils: Knowledge gaps and possible risks. Current Opinion in Environmental Science & Health. 1, 6-11 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Powstawanie mikroplastikupowstawanie nanoplastikumielenie kriogenicznemielenie na mokrotereftalan adipianu polybutylenuanaliza wielko ci cz stekwietrzenie rodowiskowemielenie mechanicznetworzywa biodegradowalne
Formowanie mikro- i nanoplastików z rolniczych folii z tworzyw sztucznych do zatrudnienia w badaniach podstawowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.