Obecny protokół opisuje trzy metody podawania kardioaktywnych środków terapeutycznych w modelu świniowym. Samice świń rasy lądowej otrzymywały leczenie poprzez: (1) torakotomię i wstrzyknięcie przeznasierdziowe, (2) wstrzyknięcie przezwsierdziowe za pomocą cewnika lub (3) wlew dożylny za pomocą minipompy osmotycznej żyły szyjnej.
Artykuł metodologiczny
Dostarczanie terapii kardioaktywnej w modelu zawału mięśnia sercowego u świń
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zawał mięśnia sercowego jest jedną z głównych przyczyn zgonów i niepełnosprawności na całym świecie, dlatego istnieje pilna potrzeba opracowania nowych strategii kardioprotekcyjnych lub regeneracyjnych. Istotnym elementem opracowywania leku jest określenie, w jaki sposób nowy lek ma być podawany. Fizjologicznie istotne duże modele zwierzęce mają kluczowe znaczenie w ocenie wykonalności i skuteczności różnych strategii terapeutycznych. Ze względu na podobieństwa do ludzi w fizjologii układu krążenia, anatomii naczyń wieńcowych i stosunku masy serca do masy ciała, świnie są jednym z preferowanych gatunków w przedklinicznej ocenie nowych terapii zawału mięśnia sercowego. Niniejszy protokół opisuje trzy metody podawania kardioaktywnych środków terapeutycznych w modelu świniowym. Po przezskórnie wywołanym zawale mięśnia sercowego, samice świni rasy landrace były leczone nowymi środkami poprzez: (1) torakotomię i wstrzyknięcie przeznasierdziowe, (2) wstrzyknięcie przezwsierdziowe przez cewnik lub (3) wlew dożylny za pomocą minipompy osmotycznej żyły szyjnej. Procedury stosowane w każdej technice są powtarzalne, co skutkuje niezawodnym dostarczaniem leków kardioaktywnych. Modele te można łatwo dostosować do indywidualnych projektów badań, a każda z tych technik dostarczania może być wykorzystana do zbadania różnych możliwych interwencji. W związku z tym metody te są użytecznym narzędziem dla naukowców zajmujących się badaniami translacyjnymi nad nowatorskimi metodami biologicznymi w naprawie serca po zawale mięśnia sercowego.
Wprowadzenie
Choroba wieńcowa (CAD) i związany z nią zawał mięśnia sercowego z uniesieniem odcinka ST (STEMI) są najczęstszymi przyczynami zgonów na całym świecie. W ciągu ostatnich dwóch dekad poczyniono ogromne postępy w zmniejszaniu śmiertelności wewnątrzszpitalnej pacjentów z STEMI, dzięki wprowadzeniu przezskórnej interwencji wieńcowej, terapii fibrynolitycznych i standaryzacji algorytmów leczenia, aby zapewnić terminowe osiągnięcie reperfuzji1,2,3. Mimo to zachorowalność związana ze STEMI pozostaje znaczącym obciążeniem, co stwarza ogromną potrzebę opracowania nowych terapii kardioprotekcyjnych i regeneracyjnych2,3. Istotnym elementem rozwoju terapeutycznego jest określenie, w jaki sposób nowa terapia ma być podawana4. Bezpieczeństwo, skuteczność i wykonalność każdej metody muszą być dopasowane do charakterystyki samej terapii.
Fizjologicznie istotne duże modele zwierzęce są kluczowe w ocenie tych atrybutów różnych strategii terapeutycznych5. Ze względu na podobieństwa do ludzi w fizjologii układu krążenia, anatomii naczyń wieńcowych i stosunku masy serca do masy ciała, świnie są jednym z preferowanych gatunków w przedklinicznej ocenie nowych terapii zawału mięśnia sercowego6. Wcześniej używaliśmy modelu STEMI u świń, aby zademonstrować zdolność naprawczą terapii rekombinowanym białkiem7 i kontynuujemy badania nad nowymi terapiami farmakologicznymi, komórkowymi i genetycznymi przy użyciu tego modelu. Opisano tutaj trzy techniki podawania terapeutycznego stosowane w modelach świń po wytworzeniu zawału: torakotomia i iniekcja przeznasierdziowa, przezskórna iniekcja przezwsierdziowa oraz implantacja minipompy osmotycznej żyły szyjnej. Pierwsze dwie metody umożliwiają miejscowe dostarczanie do tkanek, zmniejszając wymagane dawki, efekty niezamierzone i metabolizm pierwszego przejścia w wątrobie8,9,10. Minipompa osmotyczna umożliwia ciągłe dostarczanie leku o krótkim okresie półtrwania, eliminując zależność od pompy infuzyjnej i opatentowanej kaniuli dożylnej, które są trudne do wprowadzenia w dużych modelach zwierzęcych.
Opisując te techniki, mamy nadzieję, że ten artykuł może pomóc naukowcom zajmującym się translacją w badaniu nowych środków kardioprotekcyjnych lub regeneracyjnych po zawale mięśnia sercowego na dużych modelach zwierzęcych.
Protokół
Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z 'Australijskim kodeksem opieki i wykorzystywania zwierząt do celów naukowych' i zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Lokalnego Dystryktu Zdrowia Zachodniego Sydney. Do badań wykorzystano duże loszki białe x landrace przed okresem dojrzewania o wadze 18-20 kg.
1. Hodowla zwierząt
- Trzymanie zwierząt w domu zgodnie z przepisami lokalnej komisji etyki zwierząt.
UWAGA: Zwierzęta objęte tym protokołem są trzymane indywidualnie, aby uniknąć walk i obrażeń oraz zapewnić, że nie ma konkurencji o pożywienie. Jednak wszystkie zwierzęta widziały, słyszały i wąchały przedstawicieli tego samego gatunku. Ich kojce mają podłogę ułatwiającą czyszczenie i mają osłoniętą część zarówno wewnątrz, jak i na zewnątrz. Świnie mają zapewnioną ściółkę ze słomy w części wewnętrznej i "zabawki" wzbogacające w części zewnętrznej.
2. Sedacja i znieczulenie ogólne
- sedacja
- Upewnij się, że zwierzę było na czczo przez co najmniej 12 godzin przed rozpoczęciem ciężkiej sedacji lub znieczulenia ogólnego.
- Jeśli zwierzę nie ma jeszcze dostępu naczyniowego w postaci linii centralnej, należy zastosować domięśniowy protokół uspokajający.
- Sedacja domięśniowa składa się z 8 mg/kg ketaminy, 0,3 mg/kg midazolamu, 0,2 mg/kg metadonu i 10 μg/kg medetomidyny (patrz tabela materiałów). Mieszaninę tę należy podać do mięśni osiowych zwierzęcia za pomocą igły 21 G. Średnio zwierzęta potrzebują 5-10 minut, aby stać się silnie uspokojone.
UWAGA: Zestresowana świnia jest bardziej odporna na sedację; Upewnij się, że spokojny i pewny siebie przewodnik uspokaja zwierzę i że zwierzę nie jest nadmiernie zestresowane. Jeśli zwierzę jest zestresowane, najlepiej zostawić je samo na 5-10 minut i spróbować ponownie. - Wykonaj sedację dożylną, jeśli linia centralna jest na miejscu i opatentowana. Sedacja dożylna składa się z 2 mg/kg ketaminy, 0,2 mg/kg midazolamu, 0,2 mg/kg metadonu i 2 μg/kg medetomidyny.
- Najpierw przepłukać linię dożylną 0,9% chlorkiem sodu, aby zapewnić drożność. Następnie powoli przepchnąć połowę wymieszanej strzykawki przez linię i przepłukać 0,9% chlorkiem sodu.
- Obserwuj zwierzę, które musi być silnie uspokojone w ciągu 20-30 sekund. Jeśli zwierzę nie jest jeszcze poddane sedacji, przepłukać pozostałą połowę strzykawki, jak opisano w kroku 2.1.5.
- Dostęp naczyniowy
- Po odpowiednim podaniu środków uspokajających przetransportuj świnię na salę operacyjną.
- Wstępnie natlenić świnię za pomocą maski na twarz i natężenia przepływu tlenu 5 l/min. Podłącz pulsoksymetr do ogona, uszu lub języka świni, aby monitorować zwierzę przez cały czas.
- Za pomocą kaniuli 22 lub 24 G uzyskaj dostęp do lewej i prawej żyły ucha brzeżnego i zabezpiecz taśmą.
- Znieczulenie ogólne
- Ustawić świnię w pozycji leżącej mostka.
- Podawać dożylnie 1-3 mg/kg propofolu (patrz tabela materiałów) w postaci powolnego parcia, stopniowo miareczkowanego do uzyskania efektu. Poproś asystenta, aby przytrzymał pysk zwierzęcia otwarty (na tym etapie szczęka powinna być luźna) i wyprostuj szyję.
- Użyj laryngoskopu (patrz tabela materiałów), aby wcisnąć podstawę języka i nagłośni, aby odsłonić chrząstki arytenoidalne krtani .
- Przełóż nasmarowaną rurkę dotchawiczą (rozmiar 5.5 lub 6.0; patrz Tabela materiałów) za pomocą sztyletu przez chrząstki arytenoidalne i do tchawicy. Czasami opór może być odczuwany podczas przechodzenia przez krtań; Można temu przeciwdziałać poprzez delikatne obracanie rurki dotchawiczej. Jeśli zwierzę opiera się intubacji, należy podać dożylnie więcej propofolu.
- Wyjmij trzpień z rurki dotchawiczej. Napompuj mankiet rurki dotchawiczej, aż upewnisz się, że wokół rurki nie ma wycieków powietrza. Ogólnie rzecz biorąc, wymagane jest 4-6 ml powietrza, chociaż objętość może się różnić w zależności od wielkości rurki i zwierzęcia.
- Zamocuj rurkę dotchawiczą za uszami zwierzęcia.
- Podłącz zwierzę do obwodu znieczulającego do oddychania z funkcją respiratora z regulacją głośności. Gdy zwierzę jest podłączone, należy wyłączyć wentylator".
UWAGA: Upewnij się, że przez cały czas regulowany zawór ograniczający ciśnienie (APL) lub "zawór odcinający" jest otwarty. Niepozostawienie otwartego zaworu może spowodować śmiertelną barotraumę zwierzęcia. - Zmniejszyć natężenie przepływu tlenu w obiegu anestezjologicznym do 2 l/min.
- Ustaw wentylator nadciśnieniowy w trybie "regulacji głośności". Ustaw objętość oddechową na 10 ml/kg, a częstość oddechów na 20 oddechów/min. Upewnij się, że stosunek wdechu do wydechu jest ustawiony na 1:2.
- Przez cały czas trwania zabiegu manipuluj częstością oddechów, aby upewnić się, że dwutlenek węgla w końcówce oddechu mieści się w przedziale 35-50 mmHg.
UWAGA: Ciśnienie wdechowe nie może przekraczać 20 cmH2O. Wzrost ciśnienia wdechowego skłania do zbadania załamań lub zatorów przewodów. Aby złagodzić zwiększone ciśnienie, które nie jest związane z rurkami, stosunek wdechu do wydechu można zmniejszyć do 1:1,5, a objętość oddechową zmniejszono. - Jeśli zwierzę jest stabilne hemodynamicznie, utrzymuj je w znieczuleniu wziewnym. Jeśli zwierzę nie jest stabilne hemodynamicznie, należy je utrzymać w całkowitym znieczuleniu dożylnym, jak opisano w kroku 2.3.14.
- Jeśli zwierzę ma być podane w znieczuleniu wziewnym, należy rozpocząć od 2,5% izofluranu od momentu pierwszego podłączenia obwodu znieczulającego.
- Przez następne 30 minut stopniowo odzwyczajaj zwierzę od 1,5% wziewnego izofluranu. Utrzymuj zwierzę na 1,5% izofluranie do końca zabiegu.
- Oceniaj głębokość znieczulenia co 10 minut, sprawdzając odruchy powiekowe i badając ton żuchwy. W razie potrzeby dostosować izofluran, aby utrzymać głębokość znieczulenia.
- Jeśli zwierzę jest niestabilne hemodynamicznie, utrzymuj je w całkowitym znieczuleniu dożylnym, co pozwala na większą kontrolę głębokości znieczulenia bez powikłań sercowo-naczyniowych związanych z wziewnymi środkami znieczulającymi.
- Przygotuj pompy strzykawkowe lub standardowe pompy do płynów z propofolem, fentanylem i midazolamem. Podłącz je do zwierzęcia za pomocą wspólnej linii.
UWAGA: Propofol może być podawany w dawce 0,1-0,6 mg/kg/min, fentanyl może być podawany w dawce 1-5 μg/kg/h, a midazolam w dawce 0,05-0,2 mg/kg/h. - Podobnie jak w przypadku znieczulenia wziewnego, należy dostosować te leki tak, aby działały przez cały okres znieczulenia, aby utrzymać odpowiednią głębokość znieczulenia.
- Przygotuj pompy strzykawkowe lub standardowe pompy do płynów z propofolem, fentanylem i midazolamem. Podłącz je do zwierzęcia za pomocą wspólnej linii.
- Zapewnić dożylne wspomaganie płynami 0,9% chlorku sodu lub roztworu Hartmanna (patrz tabela materiałów) z szybkością 5 ml/kg/h.
- Monitoruj zwierzę za pomocą pomiarów ciśnienia krwi, kapnografii, monitorowania gazów anestezjologicznych, temperatury, pulsoksymetrii i elektrokardiografii.
- Podczas każdego zabiegu należy zapewnić dodatkowe działanie przeciwbólowe w postaci 0,2 mg/kg metadonu dożylnie co 4 godziny po premedykacji.
UWAGA: Analgezja może być podawana w krótszych odstępach czasu, jeśli zwierzę wykazuje oznaki bólu podczas znieczulenia (tachykardia, zmniejszona głębokość znieczulenia bez zmian leków podtrzymujących).
3. Centralne umieszczenie linii
- Ustaw świnię w pozycji leżącej grzbietowej z wyciągniętymi kończynami tylnymi, lewą kończyną przednią wyprostowaną, a prawą kończyną przednią zgiętą i zabezpieczoną krawatem.
- Aseptycznie przygotuj szyję świni i przykryj zasłoną.
- Użyj liniowej sondy ultradźwiękowej (patrz Tabela materiałów) ze sterylną powłoką, aby zlokalizować prawą żyłę szyjną. Najlepiej osiągnąć to, gdy sonda jest ustawiona prostopadle do tchawicy i powoli przesuwa ją na boki od krtani.
- Włącz tryb kolorowego dopplera, aby pomóc zidentyfikować żyłę szyjną. Żyłę szyjną można odróżnić od tętnicy szyjnej, wykazując zapadalność i ciągły, niepulsacyjny przepływ.
- Użyj igły Cooka o sile 18 G (patrz Tabela materiałów), aby uzyskać dostęp do żyły pod kontrolą USG. Po uzyskaniu dostępu przełóż drut z końcówką J o średnicy 0,035 cala (patrz Tabela materiałów) przez igłę i wkręć go do naczynia. Wyjmij igłę z drutu.
- Przeciągnij wstępnie przepłukaną linię środkową na drut i wepchnij do żyły. Upewnij się, że drut jest cały czas widoczny wyłaniający się z dystalnego końca linii.
UWAGA: Dwukanałowy cewnik do żył centralnych o średnicy 5 Fr (patrz tabela materiałów) stosowano u pacjentów wymagających dostępu dożylnego przez okres 1-4 tygodni. - Jeśli występują trudności z przeciągnięciem żyłki przez skórę, użyj skalpela nr 11, aby wykonać małe, 2-4 mm nacięcie, aby ułatwić przejście żyłki przez drut. Zastosuj podciśnienie, a następnie spłukiwanie do każdej linii zewnętrznej, aby zapewnić drożność. Zaciśnij każdą linię.
- Przymocuj dostarczone kotwy do przewodów zewnętrznych i zabezpiecz je za pomocą nierozpuszczalnych szwów 2-0 lub 3-0 (patrz Tabela materiałów). Umieść dodatkowe szwy, aby zabezpieczyć zewnętrzne linie grzbietowo, aby zwierzę nie mogło ich pogryźć.
- Podłącz przepłukane przedłużki do zewnętrznych przewodów cewnika i zaciśnij.
- Dopasuj zwierzę do komercyjnej kurtki dla świń (patrz Tabela materiałów) i zabezpiecz linki w środku. Jeśli podczas tego samego znieczulenia nie zostaną jeszcze wykonane inne zabiegi, załóż kurtkę tuż przed rekonwalescencją zwierzęcia.
4. Zawał mięśnia sercowego
UWAGA: Zwierzęta użyte w tym modelu otrzymały zawał mięśnia sercowego zgodnie z wcześniej opublikowaną metodą7.
- Wykonaj zawał mięśnia sercowego 2 tygodnie przed zabiegiem iniekcji przesierdziowej i przezwsierdziowej8,9,10. Implantację minipompy osmotycznej wykonano bezpośrednio po reperfuzji wieńcowej w ramach tej samej procedury.
5. Podawanie leków lub komórek
- Torakotomia i wstrzyknięcie komórek nasierdzia
- Profilaktycznie podawać dożylnie antybiotyki w postaci 22 mg/kg cefazoliny (patrz tabela materiałów). Kontynuuj co 90 minut przez cały zabieg.
- Ustawić zwierzę w prawej bocznej pozycji leżącej.
- Nałożyć plaster z fentanylem o stężeniu 100 μg/h (patrz tabela materiałów) na płaską płaszczyznę za uszami świni. Przykryć opatrunkiem adhezyjnym lub szwem 2-0.
UWAGA: Ten plaster jest uważany za "aktywny" po 12 godzinach od umieszczenia i zapewnia działanie przeciwbólowe przez 72 godziny. - Skonfiguruj okablowanie i łatki systemu mapowania elektroanatomicznego zgodnie ze specyfikacją produktu (patrz Tabela materiałów).
- Zaznacz na zwierzęciu 10 cm poziomą linię między żebrami 4 i 5 kredką lub markerem chirurgicznym.
- Przygotować mieszaninę lidokainy (2 mg/kg) i bupiwakainy (1 mg/kg) w jednej strzykawce z igłą 25 G.
- Przygotować aseptyczne miejsce operacji i ułożyć zwierzę. Wykonać blok linii skórnej w zaznaczonym miejscu nacięcia, wprowadzając igłę do skóry pod płytkim kątem, lekko wycofując tłok, aby upewnić się, że krew nie cofa się do strzykawki i powoli wstrzykiwać roztwór w miarę wyjmowania igły ze skóry. Powtórz ten proces, przesuwając się w dół linii.
UWAGA: W każdym nowym miejscu wstrzyknięcia należy zastosować podciśnienie do strzykawki, aby upewnić się, że bupiwakaina nie jest podawana donaczyniowo. Wewnątrznaczyniowa bupiwakaina może szybko zakończyć się zgonem. - Za pomocą skalpela nr 22 wykonaj 10 cm nacięcie skóry wzdłuż zaznaczonej linii.
- Stosując kauteryzację monopolarną (patrz Tabela materiałów), pogłębić nacięcie przez leżące poniżej warstwy mięśni, aż do osiągnięcia mięśni międzyżebrowych.
- Przygotować sterylną strzykawkę zawierającą 0,5 mg/kg bupiwakainy i 1 mg/kg lignokainy i przymocować igłę 25 G.
- Wprowadzić igłę pod płytkim kątem na ogonowej krawędzi czwartego żebra. Zastosować podciśnienie na tłoku, aby upewnić się, że igła nie przeszła przez żyłę międzyżebrową lub tętnicę. Powoli wstrzyknąć jedną czwartą objętości strzykawki, trzymając igłę nieruchomo.
- Powtórzyć krok 5.1.12 w trzech kolejnych miejscach, w odległości 3-5 cm od siebie wzdłuż ogonowej krawędzi czwartego żebra.
- Za pomocą nożyczek Metzenbaum (patrz tabela materiałów) ostrożnie naciąć mięśnie międzyżebrowe, a następnie naciąć opłucną po potwierdzeniu u anestezjologa.
- Gdy opłucna zostanie nacięta, wyłącz respirator, aby płuca mogły oderwać się od opłucnej. Po wykonaniu nacięcia ponownie włączyć wentylator i wyregulować dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe do 4 cmH2O.
- Umieść samozabezpieczające się zwijacze żeber między żebrami i powoli otwieraj, aby odsłonić serce. Za pomocą kleszczy tkankowych delikatnie chwyć osierdzie i naciąć nożyczkami Metzenbauma, aby można było wyeksterioryzować serce.
UWAGA: Podczas tego kroku i kilku następnych często występują zaburzenia rytmu serca. EKG musi być ściśle monitorowane, a wszelkie manipulacje serca muszą zostać tymczasowo przerwane, jeśli zwierzę stanie się niestabilne hemodynamicznie (średnie ciśnienie tętnicze poniżej 55 mmHg). Dożylne bolusy metaraminolu (0,25 mg) należy podawać w razie potrzeby w celu poprawy ciśnienia krwi. - Umieść tymczasowe szwy rozciągowe 2-0 na obu końcach i bokach nacięcia osierdzia, aby przymocować je do ściany klatki piersiowej i stworzyć studzienkę osierdziową. Upewnij się, że boki osierdzia są podparte, aby osierdzia były jak najbardziej płytkie.
- Użyj zwilżonych wacików lub gąbek do laparotomii, aby wypełnić obszar otaczający serce. Pomoże to w utrzymaniu stabilności serca i zapobiegnie wysuszeniu odsłoniętych tkanek.
- Dostarcz wierzchołek serca z jamy osierdzia palcem wskazującym za lewą komorą. Uważaj, aby zminimalizować ucisk lewej komory.
UWAGA: Zdrowe serce może bić wygodnie z wierzchołkiem skierowanym pionowo, siedząc na jego podstawie z delikatnym podparciem, ale bez ucisku. Z manipulacją związany jest początkowy spadek ciśnienia krwi, ale musi ono powrócić do akceptowalnego poziomu przy braku kompresji zewnętrznej komory.- Jeśli w ciągu 15 s nie nastąpi rekonwalescencja lub nastąpi bardzo powoli, należy natychmiast przywrócić serce do jamy osierdzia i podjąć niezbędne kroki w celu poprawy parametrów hemodynamicznych przed dalszym zwichnięciem.
UWAGA: Jeśli komora może ulec zwichnięciu, położenie wierzchołka na zewnątrz osierdzia można utrzymać, umieszczając w osierdziu okłady z gazy o odpowiedniej wielkości, aby podeprzeć komorę. Podobnie, wydłużony, zwilżony wacik można umieścić pod podstawą serca, gdzie działa jak "zawiesie", które prowadzi wierzchołek serca w górę w kierunku nacięcia (Rysunek 1A).
- Jeśli w ciągu 15 s nie nastąpi rekonwalescencja lub nastąpi bardzo powoli, należy natychmiast przywrócić serce do jamy osierdzia i podjąć niezbędne kroki w celu poprawy parametrów hemodynamicznych przed dalszym zwichnięciem.
- Utwórz elektroanatomiczną mapę napięcia powierzchni nasierdzia lewej komory za pomocą cewnika do mapowania elektrofizjologicznego (Rysunek 1B). Identyfikuj blizny, granice i odległe strefy za pomocą standardowych odcięć napięcia.
UWAGA: Blizna i strefa oddalna zostały zdefiniowane za pomocą dwubiegunowych punktów odcięcia wynoszących odpowiednio <0,5 mV lub >1,5 mV, a jednobiegunowych odcięć odpowiednio <3 mV lub >8,3 mV11,12. - Zegnij igłę terapeutycznej strzykawki 27 G pod kątem około 80-90°.
- Wsunąć igłę w tkankę docelową pod płytkim kątem i przycisnąć tłok strzykawki, aby uzyskać od 1/4 do 1/3 całkowitej objętości. Należy zaobserwować blanszowanie tkanki (Rysunek 1C). Użyj cewnika do mapowania elektrofizjologicznego, aby oznaczyć lokalizację miejsca wstrzyknięcia na wygenerowanej mapie napięcia nasierdziowego (Rysunek 1D).
UWAGA: Wstrzyknięcia nośnika składające się z pożywki do hodowli komórkowych (RPMI 1640) zostały wykorzystane do celów demonstracyjnych w protokole wideo. - Częściowo wycofać igłę i przekierować ją w obrębie mięśnia sercowego. Wypuścić kolejne 1/4 do 1/3 objętości strzykawki. Kontynuować aż do opróżnienia strzykawki.
- Czynności opisane w punktach 5.1.20-5.1.24 należy powtarzać aż do podania żądanej dawki.
- Usuń waciki z serca i delikatnie wyjmij "chustę" pod sercem, aby powróciła do neutralnej pozycji. Na tym etapie często występują zaburzenia rytmu serca i należy zachować ostrożność zgodnie z opisem w kroku 5.1.17.
- Usuń szwy rozwleczone 2-0 z osierdzia. Poluzuj zwijacz i zdejmij go z klatki piersiowej.
- Użyj szwów polidioksanonowych (PDS) w rozmiarze 1 z, okrągłą igłą, aby zamknąć klatkę piersiową, przepuszczając ją przez przestrzenie między żebrami 3 i 4 oraz żebrami 5 i 6,
UWAGA: Wąskie szwy ósemkowe zapewniają efekt koła pasowego w celu przybliżenia żeber. Należy zastosować dwa lub trzy takie szwy, w zależności od wielkości zwierzęcia. - Przed zaciśnięciem i zawiązaniem szwów przybliżających żebra należy włożyć krótki odcinek silikonowej rurki w brzuszną krawędź nacięcia.
- Umieść wolny koniec rurki w misce ze sterylną solą fizjologiczną, aby uzyskać podwodny, szczelny drenaż jamy opłucnej.
- Zamknij leżące nad nimi warstwy mięśni w prosty, ciągły wzór za pomocą wchłanialnych szwów 2-0. Zamknij skórę w prosty, ciągły lub blokujący wzór Forda13 za pomocą niewchłanialnego szwu 2-0 lub 3-0.
- Po zakończeniu zamykania rany należy usunąć wolne powietrze z klatki piersiowej w wyniku wentylacji nadciśnieniowej.
- Ustaw wentylator w pozycji "swobodne oddychanie". Użyj worka z bukłakiem w obwodzie ponownego oddychania, aby zapewnić stałe nadciśnienie w drogach oddechowych (utrzymuj na poziomie 20-30 cmH2O).
- Kontynuuj to ciśnienie, aż w misce soli fizjologicznej nie będzie już obserwowane bulgotanie, co wskazuje na brak wolnego powietrza w klatce piersiowej.
- Wyjmij silikonową rurkę.
- Nałożyć opatrunek adhezyjny na miejsce operacji i umieścić rozproszone proste, przerwane szwy, aby pomóc w utrzymaniu opatrunku na miejscu.
- Po wyzdrowieniu należy podać podskórnie 0,3 mg/kg metadonu i 0,2-0,5 mg/kg ondansetronu (patrz tabela materiałów) dożylnie.
- Implantacja minipompy osmotycznej żyły szyjnej
- Ułóż zwierzę zgodnie z opisem w kroku 3.1. Przygotuj w asepcie i ułóż prawą stronę szyi zwierzęcia.
- Za pomocą ostrza skalpela nr 22 wykonaj nacięcie o długości 8-10 cm rozciągające się w kierunku czaszki od punktu 2-3 cm w bok do manubrium sterni. To nacięcie musi stać się nieco bardziej boczne, gdy porusza się czaszką.
- Użyj nożyczek Metzenbaum, aby przeciąć mięśnie skórne colli, sternohyoideus i mostkowate. Użyj technik preparacji, aby pogłębić nacięcie, aż zewnętrzna żyła szyjna będzie widoczna.
- Umieść samozatrzymujące się zwijacze w nacięciu i otwórz je, aby poprawić widoczność.
- Za pomocą kleszczyków do tkanek brunatnych Adson (patrz tabela materiałów) i nożyczek Metzenbaum usuń tkankę miękką otaczającą żyłę szyjną, zarówno powyżej, jak i poniżej (Rysunek 2A). Jest to kluczowy krok, ponieważ w późniejszych etapach tkanka miękka pokrywająca naczynie może utrudniać przejście rurki minipompy.
- Użyj wchłanialnego szwu 5-0 przez odsłonięty ogonowo koniec żyły, około 1 cm czaszki od najbardziej widocznej ogonowej krawędzi naczynia. Przełóż szew w 5 mm "ugryzieniach" w następujący sposób: czaszkowo-ogonowy po prawej stronie, od prawej do lewej i ogonowo-czaszkowy po lewej stronie. Wynikowy wzór musi wyglądać jak "trzy boki kwadratu". Upewnij się, że ogony szwów z obu końców są równej długości.
- Zamontuj minipompę zgodnie z opisem w instrukcji obsługi produktu (patrz Tabela materiałów).
- Zawiąż pętlę elastycznych opasek naczyniowych wokół naczynia zarówno na końcach czaszki, jak i ogona. Początkowo trzymaj je luźno. Poproś asystenta, aby naprężył więzy naczyniowe, aby zatkać naczynie.
- Za pomocą igły 14 G wykonać nakłucie w żyle w środku "kwadratu trójbocznego" utworzonego z materiału do szycia (krok 5.2.7; Rysunek 2B).
- Wkręć rurkę minipompy w nakłucie. Musi on łatwo przedostać się do zbiornika. Jeśli napotkasz opór, nie naciskaj; Zamiast tego wyciągnij rurkę i spróbuj ponownie.
- Przesuń rurkę, aż 1-2 cm pozostanie na zewnątrz naczynia. Zaciśnij materiał szwu wokół rurki cewnika i zawiąż go w prosty, przerwany węzeł. Poproś asystenta o uwolnienie i usunięcie więzi naczyniowych.
- Owiń kilkakrotnie niewchłanialny szew 2-0 wokół korpusu mini pompki i zawiąż tak, aby szew był bezpiecznie przymocowany do pompy. Następnie przymocuj pompę do pobliskiej tkanki miękkiej za pomocą prostego przerwanego węzła (Rysunek 2C, D).
- Wyjmij zwijacze z nacięcia. Zamknij nacięcie w standardowym trójwarstwowym, prostym, ciągłym zamknięciu.
- W czasie rekonwalescencji należy podawać 0,2 mg/kg meloksykamu podskórnie.
- Przezskórne wstrzyknięcie przezwsierdziowe
- Ułóż zwierzę w pozycji grzbietowej z wyciągniętymi kończynami przednimi i tylnymi i zabezpiecz wiązaniami.
- Przygotować w asepcie odwłok ogonowy i przyśrodkowe uda zwierzęcia. Udrapuj zwierzę za pomocą zasłoniętej serwestracji do angiografii kości udowej (patrz Tabela materiałów).
- Skonfiguruj okablowanie i łatki systemu mapowania elektroanatomicznego zgodnie ze specyfikacją produktu (patrz Tabela materiałów).
- Użyj liniowej sondy ultradźwiękowej, aby zidentyfikować tętnicę udową. Pod kontrolą USG przebić tętnicę udową igłą Cooka i wkręcić prowadnik o średnicy 0,035 cala do naczynia za pomocą igły. Wyjmij igłę z drutu.
- Nawlecz osłonę tętnicy 8 Fr i wprowadzacz na drut tętniczy i przepchnij, aż tylko piasta będzie wystawiona na działanie skóry. Upewnij się, że drut jest zawsze widoczny, wychodząc z piasty osłony.
UWAGA: Ponieważ jest to większa osłona, czasami może być wymagany skalpel nr 11 do wykonania małego nacięcia skóry w celu ułatwienia przejścia. - Zdejmij wprowadzanie osłony i przewód. Podawać dożylnie heparynę (100-200 jednostek/kg).
- Wprowadzić cewnik do iniekcji przezwsierdziowej przez osłonkę i przejść do lewej komory przez wsteczne podejście aortalne.
- Utwórz mapę elektroanatomiczną lewej komory, delikatnie przeciągając cewnik po powierzchni wsierdzia. Wykonaj rotację osiową i delikatne zmiany zgięcia końcówki, aby uzyskać dobry kontakt wsierdziowy. Identyfikuj blizny, strefy graniczne i odległe za pomocą standardowych odcięć napięcia.
- Skierować cewnik z prowadzeniem fluoroskopowym i elektroanatomicznym do preferowanego miejsca wstrzyknięcia. Wykonaj delikatny obrót osiowy z ugięciem dystalnej końcówki, aby włączyć i utrzymać stabilny kontakt wsierdziowy.
- Potwierdź umieszczenie końcówki cewnika za pomocą co najmniej dwóch widoków fluoroskopowych. Delikatnie przesunąć cewnik gruboigłowy, a następnie wysunąć igłę do kontrolowanej głębokości wewnątrzmięśniowej serca (3,5 mm w przypadku wstrzyknięcia wierzchołkowego, 5 mm w przypadku wstrzyknięcia przegrody międzymięśniowej).
- Przepłukać 4-6 ml jodowego kontrastu (patrz Tabela materiałów) przez cewnik iniekcyjny, aż będzie widoczny na fluoroskopii. Obserwuj kontrast przez następne 10-30 sekund, aby upewnić się, że pozostaje w tkance (Rysunek 3A).
- Należy uważnie obserwować EKG podczas wysuwania igły i wstrzykiwania, ponieważ często występują przypadki ektopii komorowej.
UWAGA: Ektopia komorowa ma miejsce, gdy końcówka igły weszła w kontakt z mięśniem sercowym. - Jeśli wstrzyknięcie kontrastu zakończy się sukcesem, należy wykonać wstrzyknięcie interesującego go środka. Przepłukać to kontrastem, aż do obserwacji fluoroskopowej.
UWAGA: Czynnik, który Cię interesuje, jest specyficzny dla użytkownika, w zależności od tego, jaką terapię testuje. - Wycofać igłę. Usunąć cewnik do wstrzykiwań z osłonki tętnicy.
- Usuń osłonkę tętniczą i uciskaj miejsca przez maksymalnie 20 minut, aż do uzyskania hemostazy.
6. Powrót do zdrowia w znieczuleniu ogólnym
- Wyłącz używane pompy wziewne lub dożylne pompy znieczulające. Zmniejsz częstość oddechów na respiratorze do 8-10 oddechów/min.
- Po 2-5 minutach przełącz wentylator w tryb "swobodnego oddychania" na nie dłużej niż 30 sekund za każdym razem. Obserwuj zwierzę i kapnograf pod kątem spontanicznego oddychania.
- Jeśli wystąpiło oddychanie spontaniczne, pozostaw respirator wyłączony. Jeśli zwierzę ma bezdech, włącz ponownie wentylator na kolejne 1-2 minuty i spróbuj ponownie, aż do uzyskania spontanicznego oddychania.
UWAGA: Czas rekonwalescencji jest zmienny w zależności od procedury i cech zwierzęcia, ale może wynosić od 15 minut do 1 godziny. - Gdy zwierzę oddycha komfortowo (częstość oddechów 15-30 oddechów/min, dwutlenek węgla na końcu oddechu poniżej 60, SpO2 powyżej 95%), odłącz tlen, pozostawiając podłączone inne monitory.
- Usunąć tymczasowe miejsca dostępu naczyniowego i zastosować ucisk, aby zapobiec tworzeniu się krwiaka. Jeśli zwierzę pozostaje stabilne i kontynuuje natlenienie przez następne 5 minut, można je przetransportować do obszaru rekonwalescencji.
- Po trzech kolejnych spontanicznych połknięciach opróżnij mankiet rurki dotchawiczej i delikatnie wyjmij rurkę.
- Monitoruj zwierzę przez co najmniej kolejne 5 minut, aby upewnić się, że nadal odpowiednio się natlenia i nie występuje niewydolność oddechowa. W razie potrzeby należy użyć tlenu przepływowego, jeżeli zwierzę ulega desturacji po ekstubacji.
Wyniki
Torakotomia i wstrzyknięcie komórek do osierdzia
Z 29 zwierząt, u których przeprowadzono torakotomię i wstrzyknięcie do osierdzia, 26 przeżyło. Analiza histologiczna potwierdziła przyjęcie ludzkich komórek dostarczonych tą metodą u wszystkich przeżywających zwierząt (Rysunek 1E). U jednego zwierzęcia podczas wstrzykiwania komórek wystąpiły śmiertelne arytmie, których nie udało się zniwelować poprzez reanimację. U innego podczas zamykania rany wystąpiła elektryczna aktywność bez tętna, a mimo przedłużonego stosowania dodatniego ciśnienia w drogach oddechowych nie udało się go uratować. Trzecie zwierzę po ekstubacji wymiotowało i doznało zatrzymania oddechu. Reanimacja tego zwierzęcia zakończyła się niepowodzeniem.
U dwóch zwierząt wystąpiły poważne powikłania, ale udało się je uratować. U jednego zwierzęcia podczas wstrzyknięcia domięśniowego rozwinęła się migotanie komór, a następnie dokonano reanimacji przy użyciu wewnętrznych elektrod defibrylacyjnych i masażu serca. Drugie zwierzę zwymiotowało po ekstubacji, co doprowadziło do krótkiego zatrzymania oddechu, jednak szybko reintubowano zwierzę i w pełni odzyskało ono sprawność. Wszystkie te zdarzenia miały miejsce podczas wczesnych eksperymentów, a liczba zdarzeń niepożądanych malała wraz ze wzrostem doświadczenia zespołu w stosowaniu protokołu (Tabela 1).
Implantacja osmotycznej minipompy do żyły szyjnej
Nie zgłoszono żadnych przypadków śmiertelności ani poważnych powikłań związanych z implantacją osmotycznej minipompy do żyły szyjnej. U większości z siedmiu zwierząt wystąpił łagodny obrzęk w miejscu operacyjnym w ciągu pierwszych 24 h, który ustąpił bez interwencji. Analiza ELISA przeprowadzona na surowicy w 3. dniu po implantacji pompy wykazała skuteczność urządzenia, osiągając istotne stężenie ludzkiego czynnika wzrostu pochodzenia płytkowego-AB (PDGF-AB) we krwi w porównaniu z grupą kontrolną7 (Rycina 2E).
Przezskórne wstrzykiwanie przezwsierdniowe
Łącznie 22 zwierzęta otrzymały wstrzyknięcia wsierdniowe. Z tych wstrzyknięć 17 uznano za „skuteczne”, co określono na podstawie fluorescencji lub barwienia tuszem zaobserwowanego w tkance docelowej podczas sekcji (Rycina 3B). Nie odnotowano żadnych zgonów związanych z tą procedurą. U jednego zwierzęcia rozwinął się niewielki wysięk osierdziowy w wyniku perforacji prawej komory. Miał on charakter samoograniczający i nie doprowadził do upośledzenia funkcji układu sercowo-naczyniowego. To samo zwierzę padło, jednak stało się to w wyniku niezwiązanej z tym dodatkowej procedury przeprowadzonej po wstrzyknięciu wewnątrzmięśniowym.
Rysunek 1: Transepicardialna iniekcja kardiomiocytów umożliwia bezpośrednią wizualizację serca i pozwala na dostarczenie wysokiego odsetka żywotnych komórek do mięśnia sercowego. (A) Wierzchołek serca zostaje odsłonięty za pomocą wilgotnej gazy prowadzonej pod podstawę serca. (B) Cewnik do mapowania epikardialnego wyznacza bliznę oraz strefy brzeżne i oznacza miejsca iniekcji. (C) Do transepicardialnej iniekcji komórek do mięśnia sercowego używa się igły 31 G. (D) Mapa napięcia epikardialnego z oznaczeniem miejsc iniekcji. Fioletowy: prawidłowe napięcie, zdrowy mięsień sercowy; Czerwony: nieprawidłowe napięcie, chory mięsień sercowy; Szare kropki: miejsca iniekcji. Po uśmierceniu zwierzęcia serce jest pobierane i utrwalane w formalinie do dalszej oceny histologicznej. Na obrazie (E) przeszczepione ludzkie komórki są wykrywane poprzez immunobarwienie przeciwciałem przeciwjądrowym przeciwko białku ludzkiemu Ku80 oraz przeciwciałem anty-GFP. Pasek skali = 200 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
Rycina 2Wprowadzenie minipompy do żyły szyjnej zapewnia bezpieczną i niezawodną metodę dostarczania PDGF w okresie 7 dni. (AOdsłania się prawą żyłę szyjną i usuwa tkankę miękką z okolic naczynia.B) Naczynia zostają zamknięte za pomocą podwiązek naczyniowych, a następnie za pomocą igły 14 G wykonuje się nakłucie, przez które wprowadza się rurkę minipompy. (CPrzewód minipompy zostaje wprowadzony do żyły, a korpus minipompy zostaje przymocowany do sąsiednich tkanek miękkich.D) Korpus minipompy i cewka przed implantacją. (E) Stężenie rekombinowanego białka w surowicy po podaniu poprzez minipompę oraz poziom PDGF-AB zmierzono za pomocą testu ELISA u każdego zwierzęcia w 3. dobie po implantacji. Wykazano, że zwierzęta otrzymujące PDGF-AB miały znacznie wyższe stężenie PDGF-AB we krwi niż zwierzęta kontrolne, co potwierdziło skuteczność metody podawania za pomocą osmotycznej minipompy. **oznacza statystycznie istotną różnicę między grupami (p = 0,005, test U Manna-Whitneya) Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 3: Przezendokardialna iniekcja domięśniowa umożliwia małoinwazyjną metodę podawania środków terapeutycznych. (A) Fluoroskopowy obraz w prawej projekcji skośnej przedniej, przedstawiający cewnik do iniekcji (biała strzałka) podający materiał kontrastowy (żółta strzałka) do mięśnia sercowego. Podanie materiału kontrastowego odbywa się zarówno przed, jak i po iniekcji terapeutycznej, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie igły w mięśniu sercowym. (B) Wstrzyknięty wektor wykazywał ekspresję zielonego białka fluorescencyjnego (GFP), dzięki czemu wstrzyknięty materiał fluorescował podczas pobierania tkanek, co potwierdziło powodzenie iniekcji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
| Iniekcja transepikardialna (n = 29) | Iniekcja transendokardialna (n = 22) | Osmotyczna minipompa (n = 7) | |
| Śmiertelność | 3 | 0 | 0 |
| Powymiotowanie i zatrzymanie oddechu pooperacyjnego | 1 | 0 | 0 |
| Migotanie komór podczas iniekcji | 1 | 0 | 0 |
| Elektryczna aktywność bez tętna podczas zamykania klatki piersiowej | 1 | 0 | 0 |
| Zachorowalność | 0 | 1 | 0 |
| Odma opłucnowa | 0 | 0 | 0 |
| Wysięk opłucnowy | 0 | 0 | 0 |
| Perforacja komory serca | 0 | 1 | 0 |
| Krwotok | 0 | 0 | 0 |
Tabela 1: Lista powikłań.
Dyskusja
Iniekcja przeznasierdziowa do mięśnia sercowego
Zaletą tej procedury jest bezpośrednia wizualizacja pracy serca i wykazano, że zapewnia większą miejscową retencję leków niż metody podawania ogólnoustrojowego 9,10,14. Jednak torakotomia jest inwazyjna, wymaga znacznych umiejętności technicznych i stwarza większe ryzyko zachorowalności i śmiertelności niż inne omawiane metody10,15. Wiedza na temat krytycznych i niepewnych etapów procedury może pomóc w zażegnaniu tego zwiększonego ryzyka.
Należy zachować dużą ostrożność podczas manipulowania sercem w celu odsłonięcia wierzchołka serca ze względu na wysokie ryzyko arytmii i związanego z nią zaburzenia hemodynamicznego. Ciągłe inwazyjne monitorowanie ciśnienia krwi i elektrokardiografia pozwalają na szybką identyfikację niedociśnienia lub niestabilnych arytmii, ułatwiając szybką interwencję i korekcję. Przemijające niedociśnienie tętnicze można na ogół leczyć bolusami metaraminolu. Utrzymujące się niedociśnienie można zmniejszyć, zmniejszając wziewny środek znieczulający (uważne monitorowanie głębokości znieczulenia) i rozpoczynając wlew wazopresyjny, jednocześnie ustalając przyczynę zmienionej hemodynamiki. Niestabilne zaburzenia rytmu serca, takie jak częstoskurcz komorowy lub migotanie komór, można leczyć za pomocą kardiowersji elektrycznej z dożylnymi lekami przeciwarytmicznymi lub bez nich.
Równie ważne dla przetrwania zwierząt jest skuteczne usunięcie wolnego gazu z jamy opłucnej przed zamknięciem klatki piersiowej. Niezastosowanie się do tego może doprowadzić do rozwoju odmy opłucnowej, narażając zwierzę na duże ryzyko upośledzenia oddechowego i śmierci po odłączeniu od respiratora mechanicznego podczas rekonwalescencji. Dodatnie ciśnienie w drogach oddechowych musi być utrzymywane przez co najmniej 30 s, aż do momentu, gdy przestanie być obserwowane bulgotanie. Silikonowa rurka jest natychmiast usuwana po ustaniu bulgotania, a klatka piersiowa jest następnie szybko zamykana. Możliwe jest również chirurgiczne założenie rurki torakostomicznej przy zamknięciu, co pozwala na ręczne usunięcie powietrza i płynu zapalnego w ciągu najbliższych 24-72 godzin. Jest to jednak trudne do utrzymania w czystości i nienaruszonym stanie, zwłaszcza jeśli zwierzęta są trzymane razem. Uszkodzenie lub zanieczyszczenie rurki może prowadzić do ropnego gardła, odmy opłucnowej lub sepsy. Z naszego doświadczenia wynika, że założenie tymczasowego drenażu klatki piersiowej nie jest wymagane, jeśli wolny gaz zostanie odpowiednio usunięty przed zamknięciem klatki piersiowej.
Przezskórne wstrzyknięcie przezwsierdziowe do mięśnia sercowego
Ta metoda podawania terapeutycznego ma tę zaletę, że pozwala na miejscowe dostarczenie tkanek przy mniejszym ryzyku ze względu na jej mniej inwazyjny charakter w porównaniu z podejściem chirurgicznym10,14. Technika ta jest już stosowana w badaniach na dużych zwierzętach, z zarówno fluoroskopią, jak i mapowaniem elektromechanicznym jako wskazówką w przypadku braku bezpośredniej wizualizacji 10,16,17.
Biorąc pod uwagę, że serce nie jest pod bezpośrednim widzeniem, rozsądne jest, aby procedurolog używał ortogonalnych widoków fluoroskopowych przy wyborze miejsca wstrzyknięcia. Co więcej, wstrzyknięcie rozcieńczonego jodu kontrastowego przed i podanie leku jest niezwykle cenne w potwierdzaniu kontaktu mięśnia sercowego. Odpowiedni kontakt można potwierdzić, obserwując charakterystyczny "rumieniec mięśnia sercowego", który może być jednym z niewielu markerów powodzenia wstrzyknięcia przed pobraniem tkanki. Ze względu na ryzyko perforacji komory, zaleca się również, aby grubość ściany mięśnia sercowego w wybranym miejscu wstrzyknięcia była większa niż 9 mm14,16.
Minipompa osmotyczna żył szyjnych
Minipompa osmotyczna jest popularnym urządzeniem powszechnie stosowanym w badaniach na małych zwierzętach. Rośnie zainteresowanie stosowaniem tego urządzenia w dużych modelach zwierzęcych 7,18,19, ze względu na jego wyjątkową zaletę polegającą na podawaniu środka terapeutycznego w stałej dawce przez określony czas. Możliwym ograniczeniem tej metody jest niemożność zmiany lub zatrzymania szybkości infuzji leku bez wymiany lub wyjęcia pompy. Należy to wziąć pod uwagę przed wypróbowaniem terapii w ten sposób.
Badanie to wykazało, że metoda ta może być stosowana z wysokim wskaźnikiem powodzenia u świń, z niską zachorowalnością i śmiertelnością. Należy zauważyć, że do pola operacyjnego przylega wiele ważnych struktur, w tym węzły chłonne, grasica i tętnica szyjna. Zdecydowanie zaleca się przestrzeganie metody i zapoznanie się z tekstami anatomicznymi20, aby zapobiec niezamierzonemu uszkodzeniu którejkolwiek z tych struktur. Najbardziej niepokojącym powikłaniem tej metody jest wstrząs krwotoczny spowodowany nieumyślnym uszkodzeniem żyły szyjnej lub otaczającej ją struktury. Dlatego tak ważne jest, aby tkanka miękka otaczająca żyłę szyjną została ostrożnie usunięta. Nieprawidłowe wykonanie tego kroku może prowadzić do trudności w umieszczeniu rurki minipompy lub opanowania niezamierzonego krwawienia.
W artykule opisano trzy metody dostarczania terapii kardioaktywnej. Pomimo doniesień o sukcesie każdej techniki, istnieją nieodłączne ograniczenia, które należy wziąć pod uwagę. Zabiegi inwazyjne (iniekcja przeznasierdziowa) pozwalają na zwiększenie dokładności dostarczania terapeutycznego; Niosą jednak ze sobą większe ryzyko potencjalnie śmiertelnych powikłań. Co więcej, poród inwazyjny wiąże się z większym wymaganiem umiejętności technicznych, aby zminimalizować ryzyko powikłań. Podobnie, wstrzyknięcie przezwsierdziowe pod kontrolą fluoroskopii wymaga pewnego stopnia umiejętności technicznych w zakresie cewnikowania i manipulacji sprzętem. Jeśli ta metoda zostanie wykonana nieprawidłowo, możliwe jest niepowodzenie wstrzyknięcia i śmiertelne powikłania.
Opisane metody iniekcji bezpośredniej pozwalają na jednorazowe podanie środka terapeutycznego do tkanki docelowej. Minipompa osmotyczna żył szyjnych pozwala na ogólnoustrojowe podawanie leku przez okres 7 dni. Dla porównania, ta metoda jest prostsza i wiąże się z mniejszym ryzykiem, jednak opiera się na ogólnoustrojowym leczeniu znajdującym drogę do mięśnia sercowego. Dodatkowo, po założeniu pompy, nie można przerwać podawania ani zmienić dawki bez ponownego znieczulenia zwierzęcia i odłączenia pompy.
Wszystkie metody opisane w tym artykule zostały wykonane na zwierzętach w dniu lub 2 tygodnie po zawale mięśnia sercowego. W związku z tym praca ta nie może informować o sukcesie wspomnianych metod u zwierząt zdrowych lub zwierząt poddanych alternatywnej patologii serca. Wreszcie, farmakologia i biotechnologia każdego zamierzonego środka muszą być dokładnie przemyślane, ponieważ będzie to nierozerwalnie związane ze skutecznością wybranej drogi podawania. Szczegółowe omówienie tego zagadnienia wykracza poza zakres tego manuskryptu.
Kompleksowe przedstawienie metod przedklinicznych przynosi korzyści dobrostanowi zwierząt i szerszej społeczności naukowej. Wynikająca z tego zwiększona powtarzalność procedur i wyników prowadzi do mniejszej liczby komplikacji zdrowotnych zwierząt, zmniejszenia liczby zwierząt potrzebnych do uzyskania znaczących wyników oraz większej pewności co do wyników eksperymentalnych21,22. W artykule opisano trzy metody podawania nowatorskich środków terapeutycznych w leczeniu zawału mięśnia sercowego na modelu świniowym. Przewiduje się, że dzięki wyszczególnieniu zastosowanych technik i określeniu korzyści i zagrożeń związanych z każdą z nich, naukowcy będą w stanie wygodnie tworzyć spójne i wiarygodne modele przedkliniczne, które będą odpowiadały ich celom badawczym.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca została sfinansowana z grantów Narodowej Rady Zdrowia i Badań Medycznych APP1194139/APP1126276 (JC), Narodowej Fundacji Komórek Macierzystych Australii oraz Biura Zdrowia i Badań Medycznych Rządu Nowej Południowej Walii (JC). DS był wspierany przez Royal Australasian College of Physicians, Instytut Patologii Klinicznej i Badań Medycznych oraz Program Szkoleniowy Rządu Australijskiego. TD był wspierany przez Instytut Patologii Klinicznej i Badań Medycznych, Stypendium Rodziny Penfolds, Narodową Radę Zdrowia i Badań Medycznych (APP2002783) oraz Narodową Fundację Serca Australii (104615).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Centralne umieszczenie linii | |||
| 2-0 | szwy Ethicon | JJ9220 | |
| Pediatryczny dwukanałowy zestaw do cewnikowania żył centralnych Arrow' z niebieskim cewnikiem FlexTip (zawiera igłę kuchenną 18 g i drut 0,035 cala z końcówką J) | Teleflex | CS-14502 | |
| Białko zielonej fluorescencji Central Line (GFP) | Abcam | ab13970 | Stosunek rozcieńczenia 1:100 |
| Histology przeciwciała | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | Stosunek rozcieńczenia 1:500 |
| Skalpel nr 11 | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterylna osłona sondy ultradźwiękowej | Atris | 28041947 | |
| Kurtka dla świń z kieszenią, rozmiar 'Medium'Lomir | Biomedical | SS J2YJJET | |
| Implantacja minipompy osmotycznej żyły szyjnej | |||
| Adson Brązowe kleszczyki do tkanek | Icon Artykuły medyczne | KLINI316012 | |
| Bellucci Retraktor samozabezpieczający | surgicalinstruments.net.au | grupa-24.26.02 | Samozatrzymujący się retraktor tkankowy |
| Ołówki elektrochirurgiczne z elektrodami powlekanymi "Edge" Covidien | E2450H | Ołówek kauteryczny | |
| Nożyczki Metzenbaum | Icon Artykuły medyczne | ARMO3250 | |
| Ostrze skalpela nr 22 Szew | Swann-Morton | 208 | |
| (2:0, 3:0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Minipompka do infuzji osmotycznej | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Naczyniowe opaski silikonowe | Vecmedical | 95001 | |
| Szew Vicryl (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Przezskórne wstrzyknięcie przezsercowe | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| System CARTO' 3 | Biosense Webster | i System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Igła do kaniulacji |
| Fast-Cath' Introducer (6 francuskich, 8 francuskich) | Abbott | 406204, 406142 | Osłonka naczyniowa z wprowadzaczem i prowadnikiem |
| Cewnik iniekcyjny Myostar' | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Cewnik do iniekcji domięśniowej |
| serca Skalpel nr 11 | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Jodowany środek kontrastowy |
| System ultrasonograficzny Sparq | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & znieczulenie ogólne | |||
| Compound Mleczan sodu Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/ml | Pfizer | AUST R 107027. | Znieczulenie dożylne i analgezja |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Wziewny środek znieczulający |
| Aparat anestezjologiczny GE Aestiva 5 | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Maszyna anestezjologiczna |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg / ml | Roche | AUST R 13726 | Uspokajająca |
| Kaniula dożylna | BD Angiocath | 381137 | Kaniula 20 G |
| Ketamil' Ketamina 10 mg / ml | Numer | APVMA: 51188c | środek uspokajający |
| Laryngoskop | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidyna 1 mg/ml | Ilium | Numer APVMA 64251; Numer ACVM A10488 | środek uspokajający |
| Metaraminol 10 mg/ml | Phebra | AUST R 284784 | Krótko działający wazopresor |
| Metadon 10 mg/ml | Ilium | Numer APVMA: 63712 | Środek uspokajający, Lek podlegający ograniczeniom |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/ml | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Działa przeciwwymiotnie |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/ml | Braun | AUST R 142906 | Znieczulenie dożylne |
| Pulsoksymetr | Przenośny pulsoksymetr | Meditech | GVPMT-M3S |
| Podstawowa rurka dotchawicza Shiley' z mankietem (rozmiar 5.5 i 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109-Shiley | |
| ' Stylik do intubacji, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Chlorek sodu 0,9% | Free flex | FAH1322 | |
| Torakotomia i wstrzyknięcie komórek nasierdzia< / silny> | |||
| Igła do insuliny 27 G | Terumo | 51907 | |
| Adson Brązowe kleszcze do tkanek | Icon Artykuły medyczne | KLINI316012 | |
| System CARTO' 3 | Biosense Webster | i System | |
| Cefazolin 1 g Fiolka | AFT Farmaceutyki | 9421900137367 CH2 | Profilaktyka antybiotykowa |
| Rurka drenażowa klatki piersiowej | SurgiVet | SKU-336 | |
| Igła Cook Access | Cook Medical | G07174 | Igła do kaniulacji |
| Cooley Retraktor sternotomii Pediatryczny | Millennium Chirurgiczny | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Plaster fentanylowy | Janssen | AUST R 112371 | Analgezja pooperacyjna |
| Ołówki elektrochirurgiczne z elektrodami powlekanymi "Edge" | Ołówek kauteryczny | Covidien | E2450H |
| Ołówki elektrochirurgiczne z elektrodami powlekanymi "Edge" Ołówek | kauteryczny | Covidien | E2450H |
| Fast-Cath' Introducer (6 francuskich, 8 francuskich) | Abbott | 406204, 406142 | Osłonka naczyniowa z wprowadzaczem i prowadnikiem |
| Lignocaina 20 mg/ml | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 i AUST R 49295. | Znieczulenie miejscowe, antyarytmiczne |
| Marcaine' Bupiwakaina 0,5% | Pfizer | AUST R 48328 | Znieczulenie miejscowe. |
| Nożyczki Metzenbaum | Icon Zaopatrzenie medyczne | ARMO3250 | |
| Skalpel nr 22 Szew | Swann-Morton | 208 | |
| (2:0, 3:0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Rozmiar 1 Szew PDS | System | ||
| Sparq' | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterylna gaza | Kerlix | KE5072 | |
| Sterylne gąbki do laparotomii | Cewnik Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | cewnik do mapowania nasierdzia |
Bibliografia
- Vogel, B., et al. ST-segment elevation myocardial infarction. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 39(2019).
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483(2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y. Direct myocardial injection of vectors. Methods in Molecular Biology. 1521, 237-248 (2017).
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392(2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897(2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411(2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
Przedruki i uprawnienia
