Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Stworzenie stawu kolanowego na chipie do modelowania chorób stawów i testowania leków

4.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64186

⸱

27 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Bioengineering, University of Pittsburgh Swanson School of Engineering, 3Department of Neurobiology, University of Pittsburgh School of Medicine, 4Department of Orthopaedic Surgery, Stanford University, 5Department of Microbiology, Immunology, and Genetics, University of North Texas Health Science Center, 6Department of Bioengineering, Stanford University, 7McGowan Institute for Regenerative Medicine, University of Pittsburgh School of Medicine, 8The Chinese University of Hong Kong

W tym artykule

Podsumowanie

Udostępniamy szczegółowe metody generowania czterech typów tkanek z ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych, które są używane do rekapitulacji chrząstki, kości, poduszeczki tłuszczowej i błony maziowej w ludzkim stawie kolanowym. Te cztery tkanki są zintegrowane z dostosowanym bioreaktorem i połączone za pomocą mikrofluidyki, tworząc w ten sposób staw kolanowy na chipie.

Streszczenie

Wysokie rozpowszechnienie wyniszczających chorób stawów, takich jak choroba zwyrodnieniowa stawów (OA), stanowi duże obciążenie społeczno-ekonomiczne. Obecnie dostępne leki ukierunkowane na schorzenia stawów są w większości paliatywne. Niezaspokojone zapotrzebowanie na skuteczne leki modyfikujące przebieg choroby (DMOAD) wynika przede wszystkim z braku odpowiednich modeli do badania mechanizmów choroby i testowania potencjalnych leków zwyrodnieniowych stawów. W niniejszym artykule opisano powstanie miniaturowego systemu mikrofizjologicznego naśladującego staw maziowy (miniJoint) składającego się ze składników tkanki tłuszczowej, włóknistej i kostno-chrzęstnej pochodzących z ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC). Aby uzyskać trójwymiarowe (3D) mikrotkanki, MSCs zostały zamknięte w fotosieciowalnej żelatynie metakrylozowanej przed lub po różnicowaniu. Tkankowe konstrukty obciążone komórkami zostały następnie zintegrowane z bioreaktorem wydrukowanym w 3D, tworząc miniJoint. Wprowadzono oddzielne przepływy ośrodków osteogennych, fibrogennych i adipogennych w celu utrzymania odpowiednich fenotypów tkankowych. Powszechnie współdzielony strumień był perfundowany przez tkankę chrzęstną, maziową i tłuszczową, aby umożliwić przesłuch tkankowy. Ten wzorzec przepływu pozwala na indukcję zaburzeń w jednym lub więcej składnikach tkanki w badaniach mechanistycznych. Co więcej, potencjalne DMOAD mogą być testowane poprzez "podawanie ogólnoustrojowe" przez wszystkie strumienie pożywki lub "podawanie dostawowe" poprzez dodawanie leków tylko do wspólnego przepływu symulującego "płyn maziowy". W ten sposób miniJoint może służyć jako wszechstronna platforma in vitro do efektywnego badania mechanizmów chorobowych i testowania leków w medycynie spersonalizowanej.

Wprowadzenie

Choroby stawów, takie jak choroba zwyrodnieniowa stawów (OA), są powszechne i wyniszczające, stanowiąc jedną z głównych przyczyn niepełnosprawności na całym świecie1. Szacuje się, że w samych Stanach Zjednoczonych OA dotyka 27 milionów pacjentów i występuje u 12,1% osób dorosłych w wieku 60 lat i więcej2. Niestety, większość leków obecnie stosowanych w leczeniu chorób stawów ma charakter paliatywny i nie są dostępne żadne skuteczne leki modyfikujące przebieg choroby zwyrodnieniowej stawów (DMOADs)3. Ta niezaspokojona potrzeba medyczna wynika przede wszystkim z braku skutecznego modelu do badania mechanizmów choroby i opracowywania potencjalnych leków DMOADs. Konwencjonalna dwuwymiarowa (2D) hodowla komórkowa nie oddaje trójwymiarowej natury tkanek stawowych, a hodowla eksplantów tkankowych jest często utrudniona przez znaczną śmiertelność komórek i zazwyczaj nie pozwala na odtworzenie dynamicznych połączeń tkankowych4. Ponadto różnice genetyczne i anatomiczne znacząco ograniczają istotność fizjologiczną modeli zwierzęcych4.

Organy na chipie (OoCs), czyli systemy mikrofizjologiczne, stanowią obiecującą dziedzinę badań na styku inżynierii, biologii i medycyny. Te platformy in vitro są minimalnymi jednostkami funkcjonalnymi, które replikują określone cechy zdrowe lub patologiczne ich odpowiedników in vivo5. Co więcej, te zminiaturyzowane systemy mogą pomieścić różnorodne komórki i macierze oraz symulować biofizyczne i biochemiczne interakcje między różnymi tkankami. W związku z tym system mikrofizjologiczny, który potrafi wiernie odtworzyć natywny staw maziowy, obiecuje stworzenie skutecznej platformy do modelowania chorób stawów i opracowywania potencjalnych leków DMOAD.

Ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste (MSCs) mogą być izolowane z wielu tkanek w całym organizmie i różnicowane w linie osteogenne, chondrogenne i adipogenne6. MSCs z powodzeniem wykorzystywano do inżynierii różnych tkanek, w tym kości, chrząstki i tkanki tłuszczowej6, co oznacza, że stanowią one obiecujące źródło komórek do odtwarzania komponentów tkankowych stawu kolanowego. Opracowaliśmy niedawno miniaturowy mikrofizjologiczny system naśladujący staw, nazwany miniJoint, który składa się z tkanek kostnej, chrzęstnej, włóknistej i tłuszczowej pochodzących z MSCs7. W szczególności nowatorska konstrukcja umożliwia interakcje między tkankami poprzez przepływ mikrofluidalny lub przesiąkanie (Rycina 1). W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokoły wytwarzania komponentów chipa, inżynierii komponentów tkankowych, hodowli inżynieryjnych tkanek w chipie oraz pobierania tkanek do dalszych analiz.

figure-introduction-1
Rycina 1: Schemat chipa miniJoint przedstawiający rozmieszczenie poszczególnych komponentów tkankowych oraz przepływy pożywek. OC = tkanka osteochondralna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższy protokół jest zgodny z wytycznymi etycznymi University of Pittsburgh oraz komisją etyki badań nad ludźmi University of Pittsburgh. Informacje o materiałach wykorzystanych w niniejszym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Wytwarzanie bioreaktorów drukowanych w technologii 3D

  1. Użyj oprogramowania komputerowego do zaprojektowania bioreaktorów kostno-chrzęstnych (Rysunek 2A) oraz miniJoint (Rysunek 2B), składających się z komór, wkładów i pokrywek. Informacje o wymiarach poszczególnych elementów przedstawiono na Rysunku S1.
  2. Przenieś projekt do drukarki 3D i wydrukuj elementy, używając tuszu fotopolimerowego.
  3. Wypłucz wydrukowane części 3D (Rysunek 2C-F> trzykrotnie w 15 mL 95% etanolu. Następnie poddaj wydrukowane elementy pełnemu sieciowaniu przez 20 s w urządzeniu do polimeryzacji światłem latarki.
  4. Zamontuj o-ringi wkładach i pokrywkach (Rysunek 2C, D) i sprawdź, czy elementy do siebie pasują (Rysunek 2G, H).

figure-protocol-1
Rysunek 2: Wykonanie poszczególnych komponentów do budowy bioreaktora miniJoint. (A,B) modele 3D bioreaktorów do tworzenia chipów (A) osteochondralnych i (B) miniJoint. (C,D) wydrukowane w technologii 3D (C) pokrywy oraz (D) wkłady z zainstalowanym pierścieniem O-ring. (E,F) wydrukowane w technologii 3D komory do hodowli tkankowej (E) osteochondralnej i (F) miniJoint. (G,H) Montaż chipów (G) osteochondralnych i (H) miniJoint. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Projektowanie komponentów tkankowych

UWAGA: Procesy syntezy fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinianu litu (LAP) oraz żelatyny metakrylowanej (GelMA) zostały opisane w poprzednich badaniach8,9.

  1. Aby przygotować GelMA, należy postępować zgodnie z poniższymi krokami.
    1. Dodać 17 g żelatyny typu B do 50 mL wody destylowanej, a następnie mieszać na shakerze przez 30 min w temperaturze 37 °C.
    2. Następnie dodać 13 mL bezwodnika metakrylowego, umieścić ponownie na shakerze w 37 °C i pozostawić do mieszania przez noc.
    3. Następnego dnia rozdzielić GelMA do poszczególnych worków dializacyjnych, wlewając ok. 60 mL do każdego worka.
    4. Umieścić wszystkie worki dializacyjne w wodzie destylowanej z mieszadłem magnetycznym i przeprowadzić dializę przez 7 dni. Wodę zmieniać kilka razy dziennie, a worki pozostawiać w temperaturze 4 °C przez noc.
    5. Siódmego dnia zamrozić GelMA w temperaturze −80 °C. Po całkowitym zamrożeniu przystąpić do liofilizacji.
    6. Umieścić GelMA w naczyniu w komorze próżniowej liofilizatora i przeprowadzić liofilizację. Przed wyjęciem z urządzenia upewnić się, że GelMA została całkowicie wysuszona.
  2. Rozpuścić GelMA w zrównoważonym roztworze soli Hanksa (HBSS z Ca2+ i Mg2+) do stężenia 15% (w/v). Aby zapewnić pH 7,4, dodawać NaOH w niewielkich ilościach, aż pH osiągnie wartość 7,4. Uzupełnić roztwór o 1x antybiotyk-antymykotyk oraz 0,15% (w/v) LAP, zależnie od uzyskanej objętości. Roztwór 15% GelMA przechowywać w temperaturze −20 °C do czasu użycia, chroniąc przed światłem.
  3. Umieścić wydrukowane w technologii 3D komory bioreaktora dwustrumieniowego, pokrywki i wkłady w workach do autoklawowania i wysterylizować w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 20 min z użyciem pary wodnej, a następnie przez 20 min za pomocą suchego ciepła.
  4. Wewnątrz komory laminarnym przepływem namoczyć komory bioreaktora, pokrywki i wkłady w 15 mL sterylnego roztworu soli fosforanowo-buforowanej (PBS) przez noc, a następnie pozostawić do wyschnięcia.
  5. Wyizolować ludzkie MSC pochodzące ze szpiku kostnego z odpadów chirurgicznych po całkowitej endoprotezoplastyce stawu, za zgodą komisji IRB (University of Pittsburgh i University of Washington).
    1. W szczególności wypłukać szpik kostny z kostki gąbczastej szyjki i głowy kości udowej, a następnie resuspendować go w podłożu DMEM (Dulbecco's Modified Eagle's Medium).
    2. Przefiltrować zawiesinę przez sito 40 µm i odwirować odciek przy 30 x g przez 5 min.
    3. Usunąć nadsącz, resuspendować osad w podłożu wzrostowym [DMEM, 10% płatkowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1x antybiotyk-antymykotyk], a następnie przelać do kolb do hodowli tkankowej.
    4. Wymieniać podłoże hodowlane co 3 do 4 dni. Przed dalszymi etapami upewnić się, że osiągnięto konfluencję na poziomie 70% do 80%.
    5. Odczepić komórki poprzez inkubację z trypsyną-EDTA przez 2-3 min i przeprowadzić pasaż w stosunku 1 milion komórek na kolbę T150.
    6. Namnażać komórki do pasażu P5. Po trypsynizacji zawiesić komórki, policzyć je, a następnie odwirować przy 30x g przez 5 min w celu uzyskania osadu.
  6. Za pomocą pipety 1 0 µL resuspendować komórki do stężenia 20 x 106 komórek/mL w 15% roztworze GelMA.
    UWAGA: Wyłączyć oświetlenie w komorze laminarnym przepływem.
  7. Używając sterylnych rękawiczek, przycisnąć sterylny, suchy formierze silikonowy do szalki Petriego. Następnie, za pomocą pęsety, włożyć jeden wkład do każdego otworu formy silikonowej stroną z otworem skierowaną w dół.
  8. Za pomocą pipety 20 µL dodać zawiesinę komórkową, aby wypełnić wkład (~50 µL na wkład).
  9. Użyć latarki UV (diody LED o długości fali 395 nm), aby sieciować górną część żelu/wkładu przez 1,5 min. Następnie naświetlać drugą stronę przez 30 s. Sieciowanie zachodzi, gdy fotoinicjator LAP zostanie wystawiony na działanie światła UV.
    UWAGA: Zawiesinę komórkową można w tym czasie przechowywać w inkubatorze lub chronić przed światłem.
  10. Za pomocą sterylnej pęsety natychmiast przenieść wkłady do 8 mL podłoża wzrostowego w niepowlekanej płytce 6-dołkowej (DMEM uzupełniony o 10% [v/v] FBS i 1x antybiotyk-antymykotyk), aby umożliwić regenerację komórek przez noc.
  11. Różnicować komórki w kierunku czterech linii.
    1. Aby wytworzyć tkankę tłuszczową (AT), przenieść wkłady do 8 mL podłoża adipogennego (AM; Alpha-MEM, 10% FBS, 0,2 mM indometacyny, 1x insulin-transferrin-selenium (ITS), 0,45 mM 3-izobutyl-1-metyloxantyny, 0,1 μM deksametazonu i 1x antybiotyk-antymykotyk), aby zainicjować różnicowanie. Optymalnie cztery wkłady umieszcza się w jednej dołku niepowlekanej płytki z 8 mL podłoża adipogennego. Hodować komórki w płytkach przez 28 dni, wymieniając podłoże co drugi dzień.
    2. Aby wytworzyć jednostki osteochondralne (OC), umieścić wkłady w komorach bioreaktora dwustrumieniowego, zamknąć dołki i infundować dwa strumienie oddzielnie przy szybkości przepływu 5 µL/min, używając 35 mL podłoża osteogennego (OM; DMEM, 10% FBS, 1x antybiotyk-antymykotyk, 0,1 μM deksametazonu, 0,01 M β-glicerylofosforanu, 10 ng/mL białka morfogenetycznego kości 7 (BMP7), 50 µg/mL kwasu askorbinowego i 10 nM witaminy D3) oraz 35 mL podłoża chondrogennego (CM; DMEM, 1x antybiotyk-antymykotyk, 1x ITS, 0,1 μM deksametazonu, 40 µg/mL proliny, 50 µg/mL kwasu askorbinowego i 10 ng/mL czynnika wzrostu TGF-β3)10. Prowadzić różnicowanie komórek przez 28 dni, wymieniając podłoże dwa razy w tygodniu.
    3. Aby uzyskać fibroblasty, różnicować MSC w hodowli 2D przez 21 dni w kolbie do hodowli tkankowej T150 cm2 przy użyciu 20 mL podłoża fibrogennego (FM; zaawansowany DMEM, 5% FBS, 1x GlutaMAX, 1x antybiotyk-antymykotyk i 50 µg/mL kwasu askorbinowego). Wymieniać podłoże co tydzień. Użyć 4 mL trypsyny do odczepienia komórek, a następnie enkapsulować żele 3D we wkładach, zgodnie z opisanym powyżej protokołem, aby uzyskać tkankę włóknistą podobną do błony maziowej (SFT).
      UWAGA: Składy wszystkich podłoży różnicujących znajdują się w Tabeli 1.

3. Przygotowanie chipa miniJoint

  1. Autoklawować komory bioreaktora 3D miniJoint, rurki silikonowe o średnicy wewnętrznej 0,062 cala i średnicy zewnętrznej 0,125 cala oraz złączki F 1/16 Luer-lock. Połączyć rurkę silikonową jednym końcem z króćcem bioreaktora miniJoint, a drugim końcem złączką Luer-lock.
  2. Przygotować AM, OM (bez BMP7) oraz FMCM wspomniane w kroku 2.1. Dodatkowo przygotować wspólną pożywkę (SM; DMEM bez czerwieni fenolowej, 1x antybiotyk-antymykotyk,  1x Na-pyruvate, 1x ITS, 40 µg/mL proliny, 50 µg/mL kwasu askorbinowego oraz 0,5 ng/mL czynnika wzrostu przekształcającego β3), która będzie wykorzystywana do hodowli w systemie miniJoint. Napełnić zbiorniki na pożywki ilością 35 mL każdej z pożywek.
  3. Za pomocą pęsety prostych przenieść jednostkę osteochondralną z bioreaktora o podwójnym przepływie do prawej studzienki bioreaktora miniJoint. Przenieść wkład z tkanki tłuszczowej oraz wkład z tkanki włóknistej odpowiednio do studzienki lewej i środkowej. Zamknąć wszystkie studzienki sterylnymi pokrywkami.
  4. Połączyć wloty chipa miniJoint ze zbiornikami na pożywki, a wyloty ze strzykawkami (Rysunek 3A-C).
  5. Zamontować strzykawki w pompie strzykawkowej (Rysunek 3C) i przenieść pompę oraz chipy do inkubatora. Zbiorniki na pożywki należy przechowywać na lodzie poza inkubatorem.
  6. Uruchomić pompę w trybie pobierania, aby wciągnąć pożywkę ze zbiornika do komory bioreaktora miniJoint. Proces hodowli miniJoint trwa 28 dni.
  7. Aby modelować zapalenie stawu i degenerację chrząstki, dodać interleukinę 1β (IL-1β) do strumienia pożywki fibrogennej w stężeniu 10 ng/mL. W trzecim dniu leczenia IL-1β wymienić strzykawki i dostarczyć świeżą IL-1β do pożywki fibrogennej. Leczenie trwa 7 dni.
  8. W kroku testowania leku, po 3 dniach leczenia IL-1β, podać lek albo w pożywce wspólnej, symulując „podanie dostawowe” (Rysunek 3D) w przypadku miejscowego zastosowania leku w stawie kolanowym, albo we wszystkich rodzajach pożywek, symulując „podanie ogólnoustrojowe” (Rysunek 3E), gdy lek działa na staw kolanowy poprzez krwiobieg.
  9. zebrać poszczególne tkanki do analizy po 7 dniach leczenia IL-1β, niezależnie od tego, czy próbki były poddawane leczeniu lekiem przez poprzednie 4 dni.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Montaż urządzenia miniJoint. (A,B) Pożywki specyficzne dla danej tkanki są wprowadzane przez wloty 1-3 (I1-3) i odprowadzane przez wyloty 1-3 (O1-3). Wspólna pożywka jest perfundowana z I4 do O4. (C) Pełny układ hodowli miniJoint. Leki (zielone kształty przypominające słońce) mogą być wprowadzane albo do (D) wyłącznie wspólnej pożywki, albo do (E) wszystkich pożywek, aby odpowiednio symulować „podanie wewnątrzstawowe” lub „podanie ogólnoustrojowe”. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

4. Pobieranie poszczególnych tkanek

  1. Użyć sterylnej pęsety zakrzywionej do usunięcia wkładów.
  2. Przeciągnąć wycinak do biopsji przez środek wkładu, aby usunąć żel, a następnie umieścić żel w PBS.
  3. Przeciąć żele osteochondralne na pół podczas oceny ekspresji genów.
    UWAGA: Ponieważ żel osteochondralny składa się z dwóch typów tkanek, ważne jest oddzielenie komórek osteogennych i chondrogennych.
  4. Zebrać pożywki warunkujące oraz tkanki do różnych eksperymentów.
    1. Zebrać około 1,5 mL z każdego źródła pożywki.
    2. Szybko zamrozić pożywki warunkujące w ciekłym azocie po odwirowaniu przy 14 0 x g przez 10 min i usunięciu osadu.
    3. W przypadku barwienia histologicznego i immunobarwienia, najpierw utrwalić próbki OC i SFT w 10% buforowanej formalinie, odwodnić je w etanolu o rosnącym stężeniu, przejrzeć w ksylenie, zalać parafiną, a na koniec wykonać przekroje o grubości 6 µm.
    4. W przypadku mikro-tkanek AT, utrwalić próbki w 10% buforowanej formalinie, a następnie bezpośrednio zabarwić je roztworem Oil Red O lub BODIPY.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie tkanki miniJoint zostały pobrane w celu analizy ich fenotypów po 28 dniach hodowli w miniJoint (Rysunek 4A). Procedura ta została szczegółowo opisana w naszej poprzedniej publikacji7.

Za pomocą RT-qPCR, immunobarwienia oraz barwienia histologicznego potwierdzono, że fenotypy specyficzne dla tkanek zostały dobrze zachowane w poszczególnych mikrotkankach (Rysunek 4). Na przykład komponent kostny mikrotk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule przedstawiamy protokół tworzenia systemu stawu kolanowego na chipie, w którym kości, chrząstki, tkanka tłuszczowa i tkanki maziowe są formowane z MSCs i współhodowane w dostosowanym do potrzeb bioreaktorze. Ten wieloskładnikowy system oparty na komórkach ludzkich z funkcjami plug-and-play stanowi nowe narzędzie do badania patogenezy chorób stawów i opracowywania leków.

Biorąc pod uwagę, że różne tkanki faworyzują określone pożywki hodowlane, bardzo ważne jest zapewnienie odpowi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

To badanie było głównie wspierane przez fundusze z National Institutes of Health (UG3/UH3TR002136, UG3/UH3TR003090). Ponadto dziękujemy dr Paulowi Mannerowi (Uniwersytet Waszyngtoński) za dostarczenie próbek tkanek ludzkich oraz dr Jian Tan za pomoc w wyizolowaniu MSCs i stworzeniu puli komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-izobutylo-1-metyloksantynaSigma -AldrichI17018-1G
6-dołkowa płytka do hodowli nietkankowejCorning Falcon® Płytki351146
24-dołkowa płytka do hodowli nietkankowejCorning Falcon® Płytki351147
strzykawki 30 mlStrzykawka BD Luer Lock Cascade Health302832
Alcian niebieska bejcaEK Industries11981% w/v, pH 1,0
Advanced DMEMGibco12491-015
α MEMGibco12571-063
Antybiotykowo-przeciwgrzybiczoGibco15240-062
Stempel do biopsjiIntegra Miltex12-460-407
BODIPY® fluoroforSondy molekularne
Białko morfogenne kości 7 (BMP7)Peprotech
Kleszcze zakrzywioneFisher Brand16100110
DMEMGibco11995-065Dulbecco' s Zmodyfikowany Eagle Medium
DexmethasomeSigma -Aldrich02-05-2002
E-Shell 450 fotopolimer wEnvisionTecRES-01-4022
Płodowa surowica bydlęcaGemini-Bio Products900-208
GlutaMAXGibco3505-061
żelatyna ze skóry bydlęcejHyklon1003372809
Hank’ s Zrównoważony roztwór soliSigma -AldrichSH30588.02
indometacynaSigma -AldrichI7378-56
Insulina-Transferyna-Selen-Etanoloamina (ITS)Gibco51500-056
interleukina 1βZłącza Peprotech200-01B
Leur-locCole-Parmer Instruments45508-50
L-prolinaSigma -Aldrich115388-93-7
β-glicerofosforanSigma -Aldrich1003129352
Średnie workiKiYATECFC045
Bezwodnik metakrylowySigma -Aldrich102378580
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiCorning21-040-CM
Kleszcze spiczasteMarka Fisher 12000122
Forma silikonowaMcMaster-CarrRC00114P
O-ringi silikonoweMcMaster-CarrZMCCs1X51mm x 5mm
SolidWorksDassault Systè mes SE, Vé lizy-Villacoublay, Francja
Ostrza chirurgiczneIntegra Miltex4-122
Pompa strzykawkowaLagato210P, KD ScientificZ56963110 stojaków na strzykawki
Kolby do hodowli tkankowych T-182Marka Fisher FB012939
Naczynie do hodowli tkankowych 150 mmMarka Fisher FB012925
Transformujący czynnik wzrostu beta (TGF-& Beta; 3)Peprotech100-36E
TrypsinGibco25200-056
Latarka UVKBSKB70109395 nm
Biurkowa drukarka 3D VidaEnvisionTec
Witamina D3Sigma -Aldrich32222-06-31,25-dihydroksywitamina D3

Bibliografia

  1. Safiri, S., et al. Global, regional and national burden of osteoarthritis 1990-2017: A systematic analysis of the Global Burden of Disease Study 2017. Annals of the Rheumatic Diseases. 79 (6), 819-828 (2020).
  2. Lawrence, R. C., et al. Estimates of the prevalence of arthritis and other rheumatic conditions in the United States: Part II. Arthritis and Rheumatism. 58 (1), 26-35 (2008).
  3. Makarczyk, M. J., et al. Current models for development of disease-modifying osteoarthritis drugs. Tissue Engineering. Part C, Methods. 27 (2), 124-138 (2021).
  4. He, Y., et al. Pathogenesis of osteoarthritis: risk factors, regulatory pathways in chondrocytes, and experimental models. Biology. 9 (8), 194(2020).
  5. Ronaldson-Bouchard, K., Vunjak-Novakovic, G. Organs-on-a-chip: A fast track for engineered human tissues in drug development. Cell Stem Cell. 22 (3), 310-324 (2018).
  6. Lin, H., Sohn, J., Shen, H., Langhans, M. T., Tuan, R. S. Bone marrow mesenchymal stem cells: aging and tissue engineering applications to enhance bone healing. Biomaterials. 203, 96-110 (2019).
  7. Li, Z., et al. Human mesenchymal stem cell-derived miniature joint system for disease modeling and drug testing. Advanced Science. 9 (21), 2105909(2022).
  8. Lin, H., Cheng, A. W., Alexander, P. G., Beck, A. M., Tuan, R. S. Cartilage tissue engineering application of injectable gelatin hydrogel with in situ visible-light-activated gelation capability in both air and aqueous solution. Tissue Engineering. Part A. 20 (17-18), 2402-2411 (2014).
  9. Fairbanks, B. D., Schwartz, M. P., Bowman, C. N., Anseth, K. S. Photoinitiated polymerization of PEG-diacrylate with lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate: polymerization rate and cytocompatibility. Biomaterials. 30 (35), 6702-6707 (2009).
  10. Lin, H., Lozito, T. P., Alexander, P. G., Gottardi, R., Tuan, R. S. Stem cell-based microphysiological osteochondral system to model tissue response to interleukin-1β. Molecular Pharmaceutics. 11 (7), 2203-2212 (2014).
  11. Yin, B., et al. Hybrid macro-porous titanium ornamented by degradable 3D gel/nHA micro-scaffolds for bone tissue regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 17 (4), 575(2016).
  12. Lin, Z., et al. Osteochondral tissue chip derived from iPSCs: Modeling OA pathologies and testing drugs. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 411(2019).
  13. Atukorala, I., et al. Synovitis in knee osteoarthritis: A precursor of disease. Annals of the Rheumatic Diseases. 75 (2), 390-395 (2016).
  14. Occhetta, P., et al. Hyperphysiological compression of articular cartilage induces an osteoarthritic phenotype in a cartilage-on-a-chip model. Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 545-557 (2019).
  15. He, C., et al. Modeling early changes associated with cartilage trauma using human-cell-laden hydrogel cartilage models. Stem Cell Research and Therapy. 13 (1), 400(2022).
  16. Elsissy, J. G., et al. Bacterial septic arthritis of the adult native knee joint: A review. JBJS Reviews. 8 (1), 0059(2020).
  17. Romero-Lopez, M., et al. Macrophage effects on mesenchymal stem cell osteogenesis in a three-dimensional in vitro bone model. Tissue Engineering. Part A. 26 (19-20), 1099-1111 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Chip stawu kolanowegomodelowanie chorób stawówleki na chorobę zwyrodnieniową stawówmikrofizjologiczny systemmezenchymalne komórki macierzystebioreaktor 3Ddegeneracja chrząstkitkanka błony maziowejplatforma do testowania lekówinterakcje międzytkankowe
Stworzenie stawu kolanowego na chipie do modelowania chorób stawów i testowania leków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.