Artykuł metodologiczny

Stworzenie stawu kolanowego na chipie do modelowania chorób stawów i testowania leków

DOI:

10.3791/64186

⸱

27 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Bioengineering, University of Pittsburgh Swanson School of Engineering, 3Department of Neurobiology, University of Pittsburgh School of Medicine, 4Department of Orthopaedic Surgery, Stanford University, 5Department of Microbiology, Immunology, and Genetics, University of North Texas Health Science Center, 6Department of Bioengineering, Stanford University, 7McGowan Institute for Regenerative Medicine, University of Pittsburgh School of Medicine, 8The Chinese University of Hong Kong

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udostępniamy szczegółowe metody generowania czterech typów tkanek z ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych, które są używane do rekapitulacji chrząstki, kości, poduszeczki tłuszczowej i błony maziowej w ludzkim stawie kolanowym. Te cztery tkanki są zintegrowane z dostosowanym bioreaktorem i połączone za pomocą mikrofluidyki, tworząc w ten sposób staw kolanowy na chipie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wysokie rozpowszechnienie wyniszczających chorób stawów, takich jak choroba zwyrodnieniowa stawów (OA), stanowi duże obciążenie społeczno-ekonomiczne. Obecnie dostępne leki ukierunkowane na schorzenia stawów są w większości paliatywne. Niezaspokojone zapotrzebowanie na skuteczne leki modyfikujące przebieg choroby (DMOAD) wynika przede wszystkim z braku odpowiednich modeli do badania mechanizmów choroby i testowania potencjalnych leków zwyrodnieniowych stawów. W niniejszym artykule opisano powstanie miniaturowego systemu mikrofizjologicznego naśladującego staw maziowy (miniJoint) składającego się ze składników tkanki tłuszczowej, włóknistej i kostno-chrzęstnej pochodzących z ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC). Aby uzyskać trójwymiarowe (3D) mikrotkanki, MSCs zostały zamknięte w fotosieciowalnej żelatynie metakrylozowanej przed lub po różnicowaniu. Tkankowe konstrukty obciążone komórkami zostały następnie zintegrowane z bioreaktorem wydrukowanym w 3D, tworząc miniJoint. Wprowadzono oddzielne przepływy ośrodków osteogennych, fibrogennych i adipogennych w celu utrzymania odpowiednich fenotypów tkankowych. Powszechnie współdzielony strumień był perfundowany przez tkankę chrzęstną, maziową i tłuszczową, aby umożliwić przesłuch tkankowy. Ten wzorzec przepływu pozwala na indukcję zaburzeń w jednym lub więcej składnikach tkanki w badaniach mechanistycznych. Co więcej, potencjalne DMOAD mogą być testowane poprzez "podawanie ogólnoustrojowe" przez wszystkie strumienie pożywki lub "podawanie dostawowe" poprzez dodawanie leków tylko do wspólnego przepływu symulującego "płyn maziowy". W ten sposób miniJoint może służyć jako wszechstronna platforma in vitro do efektywnego badania mechanizmów chorobowych i testowania leków w medycynie spersonalizowanej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby stawów, takie jak choroba zwyrodnieniowa stawów (OA) są bardzo powszechne i wyniszczające oraz stanowią główną przyczynę niepełnosprawności na całym świecie1. Szacuje się, że w samych Stanach Zjednoczonych choroba zwyrodnieniowa stawów dotyka 27 milionów pacjentów i występuje u 12,1% dorosłych w wieku 60 lat i starszych2. Niestety, większość leków stosowanych obecnie w leczeniu chorób stawów ma charakter paliatywny i nie są dostępne żadne skuteczne leki modyfikujące przebieg choroby (DMOADs3. Ta niezaspokojona potrzeba medyczna wynika przede wszystkim z braku skutecznego modelu do badania mechanizmów choroby i opracowywania potencjalnych DMOAD. Konwencjonalna dwuwymiarowa (2D) hodowla komórkowa nie odzwierciedla trójwymiarowej natury tkanek stawowych, a hodowla eksplantatów tkanek jest często utrudniona przez znaczną śmierć komórki i zwykle nie udaje się odtworzyć dynamicznych połączeń tkankowych4. Ponadto różnice genetyczne i anatomiczne znacznie zmniejszają fizjologiczne znaczenie modeli zwierzęcych4.

Narządy na chipach (OoC), czyli systemy mikrofizjologiczne, są obiecującą dziedziną badań na styku inżynierii, biologii i medycyny. Te platformy in vitro są minimalnymi jednostkami funkcjonalnymi, które replikują zdefiniowane zdrowe lub patologiczne cechy swoich odpowiedników in vivo5. Co więcej, te zminiaturyzowane systemy mogą zawierać różne komórki i matryce oraz symulować biofizyczne i biochemiczne interakcje między różnymi tkankami. Dlatego system mikrofizjologiczny, który może wiernie odtworzyć natywny staw maziowy, może stanowić skuteczną platformę do modelowania chorób stawów i opracowywania potencjalnych DMOAD.

Ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) mogą być izolowane z wielu tkanek w całym ciele i różnicowane na linie osteogenne, chondrogeniczne i adipogenne6. MSCs są z powodzeniem wykorzystywane do inżynierii różnych tkanek, w tym kości, chrząstek i tkanki tłuszczowej6, co oznacza, że stanowią obiecujące źródło komórek do inżynierii składników tkankowych stawu kolanowego. Niedawno opracowaliśmy miniaturowy system mikrofizjologiczny naśladujący stawy, nazwany miniJoint, który składa się z tkanki kostnej, chrzęstnej, włóknistej i tłuszczowej pochodzącej z MSC7. W szczególności nowatorski projekt umożliwia przesłuchy tkankowe poprzez przepływ lub przenikanie mikroprzepływowe (Rysunek 1). W niniejszym artykule przedstawiamy protokoły wytwarzania komponentów chipa, inżynierii komponentów tkankowych, hodowli zmodyfikowanych tkanek w chipie oraz pobierania tkanek do dalszych analiz

.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Schemat chipa miniJoint pokazujący rozmieszczenie różnych składników tkanki i przepływów medium. OC = tkanka kostno-chrzęstna. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poniższy protokół jest zgodny z wytycznymi etycznymi Uniwersytetu w Pittsburghu oraz komitetu etyki badań naukowych Uniwersytetu w Pittsburghu. Informacje na temat materiałów wykorzystanych w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Produkcja bioreaktorów drukowanych w 3D

  1. Użyj oprogramowania komputerowego, aby zaprojektować bioreaktory kostno-chrzęstne (Rysunek 2A) i miniJoint (Rysunek 2B), które zawierają komory, wkładki i pokrywy. Informacje o wymiarach dla każdej części pokazano na rysunku S1.
  2. Przenieś projekt na drukarkę 3D i wydrukuj za pomocą tuszu fotopolimerowego.
  3. Wypłucz części wydrukowane w 3D (Rysunek 2C-F) 15 ml 95% etanolu trzy razy. Następnie w pełni usieciuj wydrukowane elementy przez 200 s w urządzeniu do polimeryzacji latarki.
  4. Dodaj O-ringi do wkładek i pokrywek (Rysunek 2C, D) i sprawdź, czy części pasują (Rysunek 2G, H).

figure-protocol-1
Rysunek 2: Produkcja różnych komponentów do stworzenia bioreaktora miniJoint. (A,B), modele 3D bioreaktorów do tworzenia (A) chipów kostno-chrzęstnych i (B) miniJointów. (C,D) wydrukowane w 3D (C) pokrywy i (D) wkładki z zainstalowanym O-ringiem. (E,F) Wydrukowane w 3D komory do (E) hodowli tkanek kostno-chrzęstnych i (F) ministawów. (G,H) Montaż chipów (G) kostno-chrzęstnych i (H) miniJoint. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Inżynieria komponentów tkankowych

UWAGA: Procesy wytwarzania fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinianu litu (LAP) i metakrylozylobenzoilofosfinianu (GelMA) są opisane w poprzednich badaniach8,9.

  1. Aby utworzyć GelMA, wykonaj poniższe czynności.
    1. Dodać 17 g żelatyny typu B do 500 ml wody destylowanej, a następnie mieszać na shakerze przez 30 minut w temperaturze 37 °C.
    2. Następnie dodać 13 ml bezwodnika metakrylowego, umieścić z powrotem na shakerze o temperaturze 37 °C i pozostawić na noc do wstrząsnięcia.
    3. Następnego dnia należy podać porcję GelMA do indywidualnych worków dializacyjnych, po ~60 ml w każdym worku.
    4. Umieść wszystkie worki dializacyjne w wodzie destylowanej z mieszadłem i pozostaw na 7 dni dializy. Zmieniaj wodę kilka razy dziennie i pozostaw worki w temperaturze 4 °C na noc.
    5. W dniu 7 należy zamrozić GelMA w temperaturze -80 °C. Po całkowitym zamrożeniu przystąp do liofilizacji.
    6. Umieścić GelMA w naczyniu w komorze próżniowej liofilizatora i pozostawić do liofilizacji. Upewnij się, że GelMA jest całkowicie wysuszony przed wyjęciem z liofilizatora.
  2. Rozpuść GelMA w zrównoważonym roztworze soli Hanka (HBSS z Ca2+ i Mg2+) w stężeniu 15% (w/v). Aby upewnić się, że pH wynosi 7,4, dodawaj NaOH w małych ilościach, aż pH osiągnie 7,4. Uzupełnij roztwór 1x antybiotykowo-przeciwgrzybiczo i 0,15% (w/v) LAP w zależności od uzyskanej objętości. Przechowywać 15% roztwór GelMA w temperaturze -20 °C do czasu użycia i chronić przed światłem.
  3. Umieść wydrukowane w 3D komory bioreaktora dwuprzepływowego, pokrywy i wkładki w workach autoklawu i autoklaw w temperaturze 121 °C przez 20 minut z parą, a następnie przez 20 minut z suchym ciepłem.
  4. Wewnątrz komory bezpieczeństwa biologicznego namocz komory, pokrywy i wkładki bioreaktora w 15 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami przez noc, po czym pozwól im wyschnąć.
  5. Wyizoluj MSC pochodzące z ludzkiego szpiku kostnego z całkowitych odpadów chirurgicznych związanych z endoprotezoplastyką stawów za zgodą IRB (Uniwersytet w Pittsburghu i Uniwersytet Waszyngtoński).
    1. W szczególności należy wypłukać szpik kostny z kości beleczkowej szyjki kości udowej i głowy, a następnie ponownie zawiesić go w zmodyfikowanym podłożu Eagle's Medium (DMEM) firmy Dulbecco.
    2. Przefiltrować zawiesinę przez sitko o średnicy 40 μm i odwirować przepływ przy stężeniu 300 x g przez 5 minut.
    3. Usunąć supernatant, ponownie zawiesić granulki za pomocą pożywki wzrostowej [DMEM, 10% płodowa surowica bydlęca (FBS) i 1x antybiotyk-antybiotyk przeciwgrzybiczy], a następnie umieścić w kolbach do hodowli tkankowych.
    4. Zmieniaj pożywkę co 3 dni na 4 dni. Upewnij się, że osiągnięto zbieg od 70% do 80%, zanim przejdziesz dalej.
    5. Odłączyć komórki przez inkubację z trypsyną-EDTA przez 2-3 minuty i pasaż w stosunku 1 miliona komórek na kolbę T150.
    6. Rozwiń komórki do P5. Po trypsynizacji zawiesić komórki, policzyć je, a następnie osadzać przez odwirowanie przy 300x g przez 5 minut.
  6. Za pomocą pipety o pojemności 1 000 μl ponownie zawiesić komórki w temperaturze 20 x 106 komórek/ml w 15% roztworze GelMA.
    UWAGA: Wyłącz światło w szafie bezpieczeństwa biologicznego.
  7. Używając sterylnych rękawiczek, dociśnij sterylną, suchą silikonową formę do szalki Petriego. Następnie włóż po jednej wkładce do każdego otworu silikonowej formy za pomocą kleszczy, stroną z otworem wkładki skierowaną w dół.
  8. Za pomocą pipety o pojemności 200 μl dodaj zawiesinę komórek, aby wypełnić wkładkę (~50 μl na wkładkę).
  9. Za pomocą latarki UV (światło LED o długości fali 395 nm) sieciuj górną część żelu/wkładki przez 1,5 minuty. Następnie oświetl drugą stronę przez 30 s. Sieciowanie zachodzi, gdy fotoinicjator LAP jest wystawiony na działanie światła UV.
    UWAGA: W tym okresie zawiesina komórek może być przechowywana w inkubatorze lub chroniona przed światłem.
  10. Za pomocą sterylnych kleszczy natychmiast przenieś wkładki do 8 ml pożywki wzrostowej na 6-dołkowej płytce z hodowli nietkankowej (DMEM uzupełnione 10% [v/v] FBS i 1x antybiotyk-antybiotyk-grzybik), aby umożliwić komórkom regenerację przez noc.
  11. Różnicuj komórki w kierunku czterech linii.
    1. Aby zmodyfikować tkankę tłuszczową (AT), przenieś wkładki do 8 ml podłoża adipogennego (AM; Alpha-MEM, 10% FBS, 0,2 mM indometacyna, 1x insulina-transferyna-selen (ITS), 0,45 mM 3-izobutylo-1-metyloksantyna, 0,1 μM deksametazon i 1x antybiotyk-antybiotyk przeciwgrzybiczy) w celu zainicjowania różnicowania. Idealnie byłoby, gdyby cztery wkładki umieszcza się w jednym dołku płytki studzienkowej z kulturą tkankową z 8 ml pożywki adipogennej. Hoduj komórki w płytkach studzienkowych przez 28 dni, zmieniając podłoże co drugi dzień.
    2. Aby zaprojektować jednostki osteochondralne (OC), umieść wkładki w komorach bioreaktora o podwójnym przepływie, zakryj studzienki i wlej oba strumienie oddzielnie z natężeniem przepływu 5 μl/min z 35 ml pożywki osteogennej (OM; DMEM, 10% FBS, 1x antybiotyk-antybiotyk, 0,1 μM deksametazon, 0,01 M β-glicerofosforan, 100 ng/ml białka morfogennego kości 7 (BMP7), 50 μg/ml kwasu askorbinowego i 10 nM witaminy D3) i 35 ml pożywki chondrogennej (CM; DMEM, 1x antybiotyk-antybiotyk, 1x ITS, 0,1 μM deksametazon, 40 μg/ml proliny, 50 μg/ml kwas askorbinowy i 10 ng/ml transformujący czynnik wzrostu β3)10. Utrzymuj różnicowanie komórek przez 28 dni, wykonując zmiany pożywki co dwa tygodnie.
    3. Aby uzyskać fibroblasty, należy rozróżnić MSCs w hodowli 2D przez 21 dni w kolbie do hodowli tkankowej T150 cm2 przy użyciu 20 ml pożywki fibrogennej (FM; zaawansowany DMEM, 5% FBS, 1x GlutaMAX, 1x antybiotyk-antybiotyk przeciwgrzybiczy i 50 μg/ml kwasu askorbinowego). Zmieniaj podłoże co tydzień. Użyj 4 ml trypsyny, aby odłączyć komórki i zamknąć żele 3D we wstawkach, postępując zgodnie z protokołem opisanym powyżej, aby uzyskać tkankę maziową podobną do włóknistej (SFT).
      UWAGA: Składy wszystkich ośrodków różnicujących można znaleźć w tabeli 1.

3. Ustanawianie chipa miniJoint

  1. Autoklawuj komory bioreaktora 3D miniJoint, silikonowe rurki o średnicy wewnętrznej 0,062 cala i średnicy zewnętrznej 0,125 cala oraz złącza F 1/16 Luer-lock. Podłącz silikonową rurkę do króćca bioreaktora miniJoint na jednym końcu i podłącz blokadę Luer na drugim końcu.
  2. Przygotuj AM, OM (usuwanie BMP7) i FMCM wymienione w kroku 2.11. Dodatkowo przygotuj wspólną pożywkę (SM; DMEM bez czerwieni fenolowej, 1x antybiotyk-antybiotyk, 1x Na-pirogronian, 1x ITS, 40 μg/ml proliny, 50 μg/ml kwasu askorbinowego i 0,5 ng/ml transformującego czynnika wzrostu β3), które będą używane do hodowli miniJoint. Załaduj 35 ml każdej pożywki do zbiorników pożywki.
  3. Użyj prostych kleszczy, aby przenieść jednostkę kostno-chrzęstną z bioreaktora o podwójnym przepływie do prawej studzienki bioreaktora miniJoint. Przenieś wkładkę z tkanki tłuszczowej i wkładkę z tkanki włóknistej odpowiednio do lewej i środkowej studzienki. Zakryj wszystkie studzienki wysterylizowanymi pokrywkami.
  4. Podłącz wloty chipa miniJoint do zbiorników pożywki, a wyloty do strzykawek (Rysunek 3A-C).
  5. Zamontuj strzykawki na pompie strzykawkowej (Rysunek 3C) i przenieś pompę wraz z wiórami do inkubatora. Zbiorniki pożywki są utrzymywane na lodzie na zewnątrz inkubatora.
  6. Uruchomić pompę w trybie wycofania, zasysając medium ze zbiornika medium do komory bioreaktora miniJoint. Ten proces hodowli miniJoint trwa 28 dni.
  7. Aby modelować zapalenie stawów i zwyrodnienie chrząstki, dodaj interleukinę 1β (IL-1β) do strumienia pożywki fibrogennej w dawce 10 ng / ml. Wymień strzykawki w trzecim dniu leczenia IL-1β i dostarcz świeżą IL-1β do podłoża fibrogennego. Kuracja trwa 7 dni.
  8. Na etapie testowania leku, po 3 dniach leczenia IL-1β, podawaj lek albo we wspólnym pożywce, symulując "podanie dostawowe" (Rycina 3D), gdy lek jest stosowany miejscowo w stawie kolanowym, lub we wszystkich typach pożywki, symulując "podawanie ogólnoustrojowe" (Rysunek 3E), gdy lek działa na staw kolanowy poprzez krążenie.
  9. Zbierz poszczególne tkanki do analizy po 7 dniach leczenia IL-1β, niezależnie od tego, czy próbki były poddawane leczeniu farmakologicznemu przez ostatnie 4 dni.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Montaż miniJoint. (A,B) Pożywki specyficzne dla tkanek są wprowadzane z wlotów 1-3 (I1-3) i wyprowadzane z wylotów 1-3 (O1-3). Współdzielone medium jest perfaktorowane od I4 do O4. (C) Pełna konfiguracja kultury miniJoint. Leki (kształty przypominające zielone słońce) mogą być wprowadzane albo do (D) tylko wspólnego podłoża, albo (E) do wszystkich pożywek, aby odpowiednio symulować "podawanie dostawowe" lub "podawanie ogólnoustrojowe". Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Indywidualne pobieranie tkanek

  1. Użyj sterylnych zakrzywionych kleszczyków, aby usunąć wkładki.
  2. Przepchnij stempel biopsyjny przez środek wkładki, aby usunąć żel, i umieść żel w PBS.
  3. Przeciąć żele kostno-chrzęstne na pół podczas oceny ekspresji genu.
    UWAGA: Ponieważ żel kostno-chrzęstny składa się z dwóch typów tkanek, ważne jest, aby oddzielić komórki osteogenne i chondrogenne.
  4. Zbierz kondycjonowane podłoża i tkanki do różnych eksperymentów.
    1. Zbierz około 1,5 ml z każdego źródła pożywki.
    2. Kondycjonowane podłoże należy błyskawicznie zamrozić w ciekłym azocie po odwirowaniu przy 14 000 x g przez 10 minut i odrzuceniu osadu.
    3. W przypadku barwienia histologicznego i barwienia immunologicznego należy najpierw utrwalić próbki OC i SFT w 10% buforowanej formalinie, odwodnić je w etanolu o rosnących stężeniach, oczyścić w ksylenie, zatopić w parafinie, a na koniec przeciąć je na grubość 6 μm.
    4. W przypadku mikrotkanek AT utrwal próbki w 10% buforowanej formalinie i bezpośrednio zabarwić je roztworem Oil Red O lub BODIPY.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie tkanki miniJoint zostały zebrane w celu analizy ich fenotypów po 28 dniach hodowli w miniJoint (Rysunek 4A). Zostało to szczegółowo opisane w naszej poprzedniej publikacji7.

Dzięki zastosowaniu RT-qPCR, barwienia immunologicznego i barwienia histologicznego, potwierdzono, że fenotypy specyficzne dla tkanek zostały dobrze zachowane dla poszczególnych mikrotkanek (Rysunek 4). Na przykład składnik kostny mikrotkanek...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule przedstawiamy protokół tworzenia systemu stawu kolanowego na chipie, w którym kości, chrząstki, tkanka tłuszczowa i tkanki maziowe są formowane z MSCs i współhodowane w dostosowanym do potrzeb bioreaktorze. Ten wieloskładnikowy system oparty na komórkach ludzkich z funkcjami plug-and-play stanowi nowe narzędzie do badania patogenezy chorób stawów i opracowywania leków.

Biorąc pod uwagę, że różne tkanki faworyzują określone pożywki hodowlane, bardzo ważne jest zapewnienie odpowi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było głównie wspierane przez fundusze z National Institutes of Health (UG3/UH3TR002136, UG3/UH3TR003090). Ponadto dziękujemy dr Paulowi Mannerowi (Uniwersytet Waszyngtoński) za dostarczenie próbek tkanek ludzkich oraz dr Jian Tan za pomoc w wyizolowaniu MSCs i stworzeniu puli komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-izobutylo-1-metyloksantynaSigma -AldrichI17018-1G
6-dołkowa płytka do hodowli nietkankowejCorning Falcon® Płytki351146
24-dołkowa płytka do hodowli nietkankowejCorning Falcon® Płytki351147
strzykawki 30 mlStrzykawka BD Luer Lock Cascade Health302832
Alcian niebieska bejcaEK Industries11981% w/v, pH 1,0
Advanced DMEMGibco12491-015
α MEMGibco12571-063
Antybiotykowo-przeciwgrzybiczoGibco15240-062
Stempel do biopsjiIntegra Miltex12-460-407
BODIPY® fluoroforSondy molekularne
Białko morfogenne kości 7 (BMP7)Peprotech
Kleszcze zakrzywioneFisher Brand16100110
DMEMGibco11995-065Dulbecco' s Zmodyfikowany Eagle Medium
DexmethasomeSigma -Aldrich02-05-2002
E-Shell 450 fotopolimer wEnvisionTecRES-01-4022
Płodowa surowica bydlęcaGemini-Bio Products900-208
GlutaMAXGibco3505-061
żelatyna ze skóry bydlęcejHyklon1003372809
Hank’ s Zrównoważony roztwór soliSigma -AldrichSH30588.02
indometacynaSigma -AldrichI7378-56
Insulina-Transferyna-Selen-Etanoloamina (ITS)Gibco51500-056
interleukina 1βZłącza Peprotech200-01B
Leur-locCole-Parmer Instruments45508-50
L-prolinaSigma -Aldrich115388-93-7
β-glicerofosforanSigma -Aldrich1003129352
Średnie workiKiYATECFC045
Bezwodnik metakrylowySigma -Aldrich102378580
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiCorning21-040-CM
Kleszcze spiczasteMarka Fisher 12000122
Forma silikonowaMcMaster-CarrRC00114P
O-ringi silikonoweMcMaster-CarrZMCCs1X51mm x 5mm
SolidWorksDassault Systè mes SE, Vé lizy-Villacoublay, Francja
Ostrza chirurgiczneIntegra Miltex4-122
Pompa strzykawkowaLagato210P, KD ScientificZ56963110 stojaków na strzykawki
Kolby do hodowli tkankowych T-182Marka Fisher FB012939
Naczynie do hodowli tkankowych 150 mmMarka Fisher FB012925
Transformujący czynnik wzrostu beta (TGF-& Beta; 3)Peprotech100-36E
TrypsinGibco25200-056
Latarka UVKBSKB70109395 nm
Biurkowa drukarka 3D VidaEnvisionTec
Witamina D3Sigma -Aldrich32222-06-31,25-dihydroksywitamina D3

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Safiri, S., et al. Global, regional and national burden of osteoarthritis 1990-2017: A systematic analysis of the Global Burden of Disease Study 2017. Annals of the Rheumatic Diseases. 79 (6), 819-828 (2020).
  2. Lawrence, R. C., et al. Estimates of the prevalence of arthritis and other rheumatic conditions in the United States: Part II. Arthritis and Rheumatism. 58 (1), 26-35 (2008).
  3. Makarczyk, M. J., et al. Current models for development of disease-modifying osteoarthritis drugs. Tissue Engineering. Part C, Methods. 27 (2), 124-138 (2021).
  4. He, Y., et al. Pathogenesis of osteoarthritis: risk factors, regulatory pathways in chondrocytes, and experimental models. Biology. 9 (8), 194(2020).
  5. Ronaldson-Bouchard, K., Vunjak-Novakovic, G. Organs-on-a-chip: A fast track for engineered human tissues in drug development. Cell Stem Cell. 22 (3), 310-324 (2018).
  6. Lin, H., Sohn, J., Shen, H., Langhans, M. T., Tuan, R. S. Bone marrow mesenchymal stem cells: aging and tissue engineering applications to enhance bone healing. Biomaterials. 203, 96-110 (2019).
  7. Li, Z., et al. Human mesenchymal stem cell-derived miniature joint system for disease modeling and drug testing. Advanced Science. 9 (21), 2105909(2022).
  8. Lin, H., Cheng, A. W., Alexander, P. G., Beck, A. M., Tuan, R. S. Cartilage tissue engineering application of injectable gelatin hydrogel with in situ visible-light-activated gelation capability in both air and aqueous solution. Tissue Engineering. Part A. 20 (17-18), 2402-2411 (2014).
  9. Fairbanks, B. D., Schwartz, M. P., Bowman, C. N., Anseth, K. S. Photoinitiated polymerization of PEG-diacrylate with lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate: polymerization rate and cytocompatibility. Biomaterials. 30 (35), 6702-6707 (2009).
  10. Lin, H., Lozito, T. P., Alexander, P. G., Gottardi, R., Tuan, R. S. Stem cell-based microphysiological osteochondral system to model tissue response to interleukin-1β. Molecular Pharmaceutics. 11 (7), 2203-2212 (2014).
  11. Yin, B., et al. Hybrid macro-porous titanium ornamented by degradable 3D gel/nHA micro-scaffolds for bone tissue regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 17 (4), 575(2016).
  12. Lin, Z., et al. Osteochondral tissue chip derived from iPSCs: Modeling OA pathologies and testing drugs. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 411(2019).
  13. Atukorala, I., et al. Synovitis in knee osteoarthritis: A precursor of disease. Annals of the Rheumatic Diseases. 75 (2), 390-395 (2016).
  14. Occhetta, P., et al. Hyperphysiological compression of articular cartilage induces an osteoarthritic phenotype in a cartilage-on-a-chip model. Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 545-557 (2019).
  15. He, C., et al. Modeling early changes associated with cartilage trauma using human-cell-laden hydrogel cartilage models. Stem Cell Research and Therapy. 13 (1), 400(2022).
  16. Elsissy, J. G., et al. Bacterial septic arthritis of the adult native knee joint: A review. JBJS Reviews. 8 (1), 0059(2020).
  17. Romero-Lopez, M., et al. Macrophage effects on mesenchymal stem cell osteogenesis in a three-dimensional in vitro bone model. Tissue Engineering. Part A. 26 (19-20), 1099-1111 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Chip stawu kolanowegomodelowanie chor b staw wleki na chorob zwyrodnieniow staw wmikrofizjologiczny systemmezenchymalne kom rki macierzystebioreaktor 3Ddegeneracja chrz stkitkanka b ony maziowejplatforma do testowania lek winterakcje mi dzytkankowe

Powiązane artykuły