Artykuł metodologiczny

Larwy danio pręgowanego jako model do oceny potencjalnych radiosensybilizatorów lub obrońców

DOI:

10.3791/64233

⸱

25 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Tumor microenvironment and animal models lab, Institute of Life Sciences, 2Vascular Biology lab, Institute of Life Sciences, 3Regional Centre for Biotechnology, 4School of Biotechnology, KIIT University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany został ostatnio wykorzystany jako model do walidacji potencjalnych modyfikatorów promieniowania. Niniejszy protokół opisuje szczegółowe kroki w celu wykorzystania zarodków danio pręgowanego do eksperymentów przesiewowych opartych na promieniowaniu oraz niektóre podejścia obserwacyjne do oceny wpływu różnych metod leczenia i promieniowania.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany jest szeroko stosowany w wielu rodzajach badań, ponieważ są jednym z najłatwiejszych w utrzymaniu modeli kręgowców i wykazują kilka cech unikalnego i wygodnego systemu modelowego. Ponieważ wysoce proliferacyjne komórki są bardziej podatne na uszkodzenia DNA wywołane promieniowaniem, zarodki danio pręgowanego są pierwszym modelem in vivo w badaniach nad promieniowaniem. Ponadto model ten przewiduje wpływ promieniowania i różnych leków w krótkim czasie, wraz z głównymi zdarzeniami biologicznymi i związanymi z nimi reakcjami. W kilku badaniach nad rakiem wykorzystano danio pręgowanego, a protokół ten opiera się na zastosowaniu modyfikatorów promieniowania w kontekście radioterapii i raka. Metoda ta może być z łatwością stosowana do walidacji wpływu różnych leków na napromieniane i kontrolne (nienapromieniane) zarodki, identyfikując w ten sposób leki jako leki uczulające na promieniowanie lub ochronne. Chociaż metodologia ta jest stosowana w większości eksperymentów przesiewowych dotyczących leków, szczegóły eksperymentu i ocena toksyczności na tle ekspozycji na promieniowanie rentgenowskie są ograniczone lub omówione tylko pobieżnie, co utrudnia ich przeprowadzenie. W niniejszym protokole poruszono tę kwestię i omówiono procedurę oraz ocenę toksyczności wraz ze szczegółową ilustracją. Procedura opisuje proste podejście do wykorzystania zarodków danio pręgowanego do badań promieniowania i badań przesiewowych leków opartych na promieniowaniu, z dużą niezawodnością i powtarzalnością.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio rerio to dobrze znany model zwierzęcy, który był szeroko wykorzystywany w badaniach przez ostatnie 3 dekady. Jest to mała ryba słodkowodna, która jest łatwa w hodowli i rozmnażaniu w warunkach laboratoryjnych. Danio pręgowany był szeroko wykorzystywany do różnych badań rozwojowych i toksykologicznych1,2,3,4,5,6,7,8. Danio pręgowany ma wysoką płodność i krótkie pokolenie embrionalne; Zarodki nadają się do śledzenia różnych etapów rozwoju, są wizualnie przezroczyste i podatne na różne manipulacje genetyczne i platformy badań przesiewowych o wysokiej przepustowości9,10,11,12,13,14. Poza tym danio pręgowany zapewnia obrazowanie in toto i na żywo, dla którego jego proces rozwojowy i różne deformacje w obecności różnych substancji lub czynników toksycznych można łatwo zbadać za pomocą mikroskopii stereoskopowej lub fluorescencyjnej7,15,16.

Radioterapia jest jednym z głównych sposobów leczenia raka17,18,19,20,21,22,23,24. Jednak radioterapia nowotworów wymaga potencjalnych radioprotektorów, aby chronić normalne, zdrowe komórki przed śmiercią podczas zabijania komórek nowotworowych lub chronić zdrowie ludzkie podczas terapii z wykorzystaniem promieniowania o wysokiej energii25,26,27,28,29. Z drugiej strony, badane są również silne radiosensybilizatory w celu zwiększenia skuteczności promieniowania w zabijaniu komórek nowotworowych, zwłaszcza w terapiach celowanych i precyzyjnych30,31,32,33. W związku z tym, aby zweryfikować silne radioprotektory i uczulacze, bardzo pożądany jest model odpowiedni do półwysokoprzepustowych badań przesiewowych leków i mierzalnie wykazujący skutki promieniowania. Kilka dostępnych modeli jest wykorzystywanych w badaniach promieniowania i bierze udział w eksperymentach z badaniami przesiewowymi leków. Jednak wyższe kręgowce, a nawet najczęściej stosowany model in vivo, myszy, nie nadają się do badań przesiewowych leków na dużą skalę, ponieważ projektowanie takich eksperymentów przesiewowych przy użyciu tych modeli jest czasochłonne, kosztowne i trudne. Podobnie, modele hodowli komórkowych są idealne dla różnych odmian wysokoprzepustowych eksperymentów przesiewowych leków34,35. Jednak eksperymenty z udziałem hodowli komórkowej nie zawsze są pragmatyczne, wysoce powtarzalne lub wiarygodne, ponieważ komórki w hodowli mogą znacznie zmienić swoje zachowanie w zależności od warunków wzrostu i kinetyki. Również różne typy komórek wykazują zróżnicowane uczulenie na promieniowanie. Warto zauważyć, że systemy hodowli komórkowych 2D i 3D nie reprezentują całego scenariusza organizmu, a zatem uzyskane wyniki mogą nie odzwierciedlać rzeczywistego poziomu radiotoksyczności36,37. Pod tym względem danio pręgowany zapewnia kilka korzyści w badaniach przesiewowych pod kątem nowych radiosensybilizatorów i radioprotektorów. Łatwość obsługi, duży rozmiar sprzęgła, krótka żywotność, szybki rozwój embrionalny, przezroczystość zarodka i mały rozmiar ciała sprawiają, że danio pręgowany jest odpowiednim modelem do badań przesiewowych leków na dużą skalę. Dzięki powyższym zaletom eksperymenty można łatwo powtórzyć w krótkim czasie, a efekt można łatwo zaobserwować pod mikroskopem preparacyjnym na płytkach wielodołkowych. W związku z tym danio pręgowany zyskuje na popularności w badaniach przesiewowych leków, w tym w badaniach nad promieniowaniem38,39.

Potencjał danio pręgowanego jako prawdziwego modelu do badania modyfikatorów promieniowania został wykazany w różnych badaniach40,41,42,43,44,45. Opisano radioprotekcyjne działanie potencjalnych modyfikatorów radiowych, takich jak nanocząstki DF1, amifostyna (WR-2721), białka naprawy DNA KU80 i ATM oraz przeszczepione hematopoetyczne komórki macierzyste, a także działanie radiouczulaczy, takich jak flawopiridol i AG1478, w modelu danio pręgowanego19,41,42,43,44,45,46. Korzystając z tego samego systemu, oceniono radioprotekcyjne działanie DF-1 (nanocząstki fulerenu) zarówno na poziomie ogólnoustrojowym, jak i specyficznym dla narządów, a także zbadano wykorzystanie zarodków danio pręgowanego do badań przesiewowych pod kątem radioprotektorów47. Niedawno doniesiono, że miód Kelulut jest radioprotektorem w zarodkach danio pręgowanego i stwierdzono, że zwiększa przeżywalność zarodków i zapobiega uszkodzeniom specyficznym dla narządów, uszkodzeniom DNA komórkowego i apoptozie48.

Podobnie, radioprotekcyjne efekty polimerów powstałych w wyniku reakcji Hantzscha zostały sprawdzone na zarodkach danio pręgowanego w wysokoprzepustowym badaniu przesiewowym, a ochrona była głównie zapewniona przez ochronę komórek przed uszkodzeniem DNA49. W jednym z poprzednich badań lipofilowa statyna fluwastatyna została uznana za potencjalny radiosensybilizator przy użyciu modelu danio pręgowanego z tym podejściem50. Podobnie, nanocząstki złota są uważane za idealny radiosensybilizator i były używane w wielu badaniach51,52.

Rozwój embrionalny u ryb zebry obejmuje rozszczepienie w ciągu pierwszych 3 godzin, podczas których jednokomórkowa zygota dzieli się na 2 komórki, 4 komórki, 8 komórek, 16 komórek, 32 komórki i 64 komórki, które można łatwo zidentyfikować za pomocą stereomikroskopu. Następnie osiąga stadium blastuli ze 128 komórkami (2,25 h po zapłodnieniu, hpf), gdzie komórki podwajają się co 15 minut i przechodzą przez następujące etapy: 256 komórek (2,5 hpf), 512 komórek (2,75 hpf) i osiągając 1,000+ komórek w zaledwie 3 godziny (Rysunek 1). Po 4 godzinach jajo osiąga stadium kuli, po którym następuje formowanie się kształtu kopuły w masie embrionalnej7,53,54. Gastrulacja u danio pręgowanego zaczyna się od 5.25 hpf54, gdzie osiąga etap tarczy. Tarcza wyraźnie wskazuje na szybki ruch konwergencji komórek na jedną stronę pierścienia zarodkowego (Rysunek 1) i jest wyraźną i wyraźną fazą gastrulatujących zarodków, którą można łatwo zidentyfikować53,54. Chociaż narażenie embrionów na promieniowanie może być przeprowadzone na każdym etapie ich rozwoju, narażenie na promieniowanie podczas gastrulacji może mieć bardziej wyraźne zmiany morfologiczne, co ułatwia lepsze odczyty toksyczności wywołanej promieniowaniem55; Podobnie, podawanie leków do zarodków można rozpocząć już od 2 HPF54.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne badanie zostało przeprowadzone za uprzednią zgodą i zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu Etyki Zwierząt, Instytut Nauk Przyrodniczych, Bhubaneswar. Wszystkie czynności pielęgnacyjne i hodowlane danio pręgowanego przeprowadzono w pomieszczeniu do hodowli ryb w temperaturze 28,5 °C, a zarodki utrzymywano w inkubatorze z biologicznym zapotrzebowaniem na tlen (BZT) w temperaturze 28,5 °C. W tym przypadku użyto szczepu AB danio pręgowanego, a inscenizacja została przeprowadzona zgodnie z Kimmel et al.54. Promieniowanie rentgenowskie podawano przy 6 hpf (stadium tarczy), a różne fenotypy obserwowano do 120 hpf.

1. Hodowla i pobieranie zarodków

  1. Ustaw zbiorniki hodowlane (wykonane z poliwęglanu, pojemność 1 l, patrz tabela materiałów). Wlać wodę systemową (pH, 6,8-7,5; przewodność, 500 μS; i temperaturę, 28,5 °C) do zbiorników hodowlanych, pokrywając prawie 40% jej objętości. Umieść przegrodę w zbiorniku, aby utworzyć dwie komory, jedną dla samic, a drugą dla samców.
  2. Ze zbiorników rodzicielskich ostrożnie zebrać dwie zdrowe samice i jednego zdrowego samca za pomocą siatki, umieścić je w odpowiednich połówkach i trzymać w ciemności przez noc (minimum 10 godzin) w temperaturze 28,5 °C.
  3. Następnego ranka usuń przegrodę i pozwól rybom łączyć się w pary, nie zakłócając pracy zbiorników hodowlanych.
    UWAGA: Samice rozpoczną tarło, a jaja będą widoczne leżące na dnie zbiornika w ciągu 10-15 minut po tym, jak ryby będą mogły się kojarzyć56,57,58.
  4. Po tarle ryb należy umieścić z powrotem w zbiornikach, zebrać zarodki ze zbiornika hodowlanego za pomocą sitka, umyć je odpowiednio wodą systemową i przechowywać zebrane jaja na szalce Petriego z pożywką E-3 (4,94 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,43 mM CaCl2, 0,85 mM soli MgCl2, 1% w/v błękitu metylenowego, patrz tabela materiałów).
  5. Obserwować jaja pod mikroskopem preparacyjnym, usunąć niezapłodnione lub martwe zarodki za pomocą pipety Pasteura i przechowywać płytki Petriego zawierające zapłodnione jaja w pożywce E-3 w temperaturze 28,5 °C w inkubatorze w celu ich prawidłowego wzrostu i utrzymania.
    UWAGA: Niezapłodnione jaja można zidentyfikować po mlecznobiałym wyglądzie ze skoagulowaną kosmówką lub z pękniętymi komórkami wewnątrz kosmówki. Wraz z niezapłodnionymi komórkami jajowymi, jaja nieulegające rozszczepieniu oraz jaja z deformacjami, takimi jak nieprawidłowości podczas rozszczepienia, np. asymetria, tworzenie się pęcherzyków, uszkodzenia kosmówki lub nierozwijające się aktywnie, muszą zostać odrzucone, aby utrzymać pobrane zarodki w zdrowiu i utrzymać podłoże w czystości7,56.

2. Monitorowanie embrionów i selekcja do eksperymentów radiacyjnych

  1. Monitoruj rosnące zarodki pod mikroskopem preparacyjnym, zidentyfikuj właściwy etap7,54 i usuń wszelkie martwe lub niezdrowe zarodki. Należy zapewnić odpowiednią ocenę zarodka, ponieważ dawki promieniowania i leków będą podawane na określonym etapie gastrulacji.
    UWAGA: Codziennie sprawdzaj poziom i jakość pożywek w naczyniach hodowlanych. Zmieniaj pożywkę co 24 godziny, wraz z usuwaniem martwych zarodków. Pipety Pasteura są preferowane do pobierania zarodków lub zmiany podłoża.
  2. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy ostrożnie rozprowadzić zdrowe zarodki na płytkach doświadczalnych za pomocą pipety Pasteura. Dla każdej grupy eksperymentalnej należy pobrać 15-20 zarodków.
    UWAGA: Na płytce doświadczalnej umieszczać tylko zdrowe zarodki w pożądanych stadiach rozwojowych. Załóżmy, że leczenie farmakologiczne musi być przeprowadzone na zarodkach w temperaturze 6 hpf, a następnie zacznij wysiewać je na płytki eksperymentalne co najmniej 30-60 minut wcześniej.

3. Leczenie odwykowe

  1. Dodaj leki o pożądanym stężeniu do zarodków danio pręgowanego. Pożywkę E-3 zawierającą lek należy przygotować z dużym wyprzedzeniem. Upewnij się, że roztwór podstawowy leku nie zawiera nierozpuszczonego leku przed przygotowaniem pożywki roboczej do leczenia zarodków danio pręgowanego.
  2. Przed dodaniem jakiegokolwiek leku do pożywki w celu badania przesiewowego promieniowania należy sprawdzić cytotoksyczne działanie leku wraz ze stopniami stężeń leku. Postępuj zgodnie z wytycznymi OECD, aby ocenić LC 50 ocenianych leków59,60,61.
    UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas przesuwania talerzy i naczyń w czasie naświetlania lub obserwacji. Istnieje wiele szans, że płytki zostaną naruszone podczas tego obchodzenia się, powodując wyciek pożywki ze studzienek lub wylanie się zarodków z odpowiednich studzienek, potencjalnie zanieczyszczając pobliskie studnie i rujnując eksperyment.

4. Naświetlanie promieniowaniem rentgenowskim

  1. Przygotowując się do eksperymentu z promieniowaniem, należy uwzględnić grupę kontrolną/nienapromieniowaną i grupę tylko napromieniowaną. Podobnie, wykonując badanie przesiewowe leków, uwzględnij inną grupę, w której leki będą podawane w takim samym stężeniu, jak te podawane w eksperymencie przesiewowym wraz z promieniowaniem.
    UWAGA: Oznacz zarówno pokrywkę, jak i podstawę płytek studzienkowych lub naczyń hodowlanych, aby pokrywki nie zostały zgubione.
  2. Rozmieścić zarodki w płytce studzienki, jeśli osłony przed promieniowaniem mogą zakryć i chronić dodatkowe studzienki przed promieniowaniem, podczas gdy inne studzienki są wystawione na działanie określonej dawki promieniowania; w przeciwnym razie należy użyć pojedynczych płytek lub krążków do wysiewu zarodków według dawki promieniowania.
  3. Włączyć promiennik promieniowania rentgenowskiego (patrz Tabela materiałów) i rozpocząć inicjalizację i rozgrzewanie urządzenia.
    UWAGA: Wartość odległości od źródła do obiektu (SSD) musi wynosić 50 cm; można jeszcze raz korzystać z różnych dysków SSD, co wymaga standaryzacji.
  4. Umieść płytkę eksperymentalną pod promiennikiem wewnątrz urządzenia pośrodku, upewniając się, że płytka znajduje się bezpośrednio pod źródłem promieniowania rentgenowskiego, a następnie ustaw dawkę (np. 5 GY) i rozpocznij promieniowanie rentgenowskie.
    UWAGA: Uszczelnij płytki folią parafinową, aby uniknąć niepożądanego rozlania lub zanieczyszczenia podczas transportu płytek z inkubatora do nagrzewnicy i z powrotem.
  5. Po zakończeniu naświetlania należy wyjąć płytki, wyłączyć program maszyny, wyłączyć maszynę i sprawdzić płytki pod mikroskopem natychmiast po napromieniowaniu. Usunąć martwe zarodki i umieścić płytki z powrotem w inkubatorze w temperaturze 28,5 °C. Zanotować liczbę martwych zarodków po ich ocenie pod mikroskopem preparacyjnym.
    UWAGA: Napromieniać różne grupy zarodków wyznaczonymi dawkami promieniowania bez większej zwłoki między poszczególnymi grupami, ponieważ na efekt promieniowania może mieć znaczący wpływ różnica w stadium rozwoju.
    UWAGA: Podczas obsługi aparatu rentgenowskiego należy podjąć odpowiednie środki ochronne.

5. Zbieranie, obrazowanie i analiza danych

  1. Zbieraj dane w określonych odstępach czasu, np. co 24 godziny po podaniu promieniowania. Zapisz wszystkie możliwe obserwacje, takie jak przeżywalność, wydajność wylęgu, etap rozwoju, liczba uderzeń serca, krzywizna ciała i ogona, obrzęk osierdzia, rozszerzenie woreczka żółtkowego, małogłowie, rozwój pęcherza pławnego, ogólna ruchliwość lub aktywność itp.62,63,64.
  2. Aby uchwycić obrazy, wybierz reprezentatywne zarodki na czystym szkiełku, sprawdź zarodki pod mikroskopem, ustaw je w określonym kierunku i kliknij obrazy. Zmień nazwy plików obrazów zgodnie z grupą i czasem.
    UWAGA: Podczas robienia zdjęć w różnych odstępach czasu należy używać tego samego powiększenia i oświetlenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólny układ protokołu jest przedstawiony w Rysunek 2. Wpływ promieniowania i charakterystykę w sposób zależny od dawki oceniono za pomocą następujących analiz.

Ocena toksyczności wywołanej promieniowaniem rentgenowskim
Za pomocą stereomikroskopu oceniono i scharakteryzowano następujące nieprawidłowości po leczeniu farmakologicznym i/lub radioterapii. Zgodnie z wytycznymi OECD61, do oceny toksyczności u...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany jest wykorzystywany jako cenne modele w wielu badaniach, w tym w kilku rodzajach badań nad rakiem. Model ten stanowi użyteczną platformę do badań przesiewowych narkotyków na dużą skalę67,68. Podobnie jak w przypadku każdej innej metody oceny toksyczności, ilościowa ocena głównych zmian biologicznych po napromieniowaniu i/lub leczeniu farmakologicznym jest najważniejszą częścią tego protokołu. W tego rodzaju badaniach przeżycie nie może być jedynym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy zadeklarowali brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Laboratorium SS i laboratorium RKS są finansowane z grantów DBT i SERB z Indii. APM jest stypendystą ICMR Fellowship Rządu Indii. DP jest stypendystą CSIR Rządu Indii. ONZ jest stypendystą DST-Inspire przyznawanym przez rząd Indii. Rysunek 2 został wygenerowany przy użyciu narzędzia Biorender (https://biorender.com).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Płytki 6-dołkoweCorningCLS3335Polistyren
B.O.D InkubatorOswaldJRIC-10
Chlorek wapniaFisher Scientific10101-41-4
Mikroskop preparacyjnyZeissStemi 2000
Zbiornik zewnętrzny do zbiornika hodowlanego 1,0 lTecniplastZB10BTEPoliwęglan
Szklane płytkiszklane Borosil3165A75Szkło
GraphpadPrismGraphPad Software, Inc.Wersja 5.01
Prowadnice wklęsłe KlineHimediaGW092-1PKSzkło
Chlorek magnezuSigma-AldrichM8266
Hydrat błękitu metylenowegoSigma-Aldrich66720-100G
ParafilmTarsons380020z folią parafinową
HimediaPW1212-1X500NOPolietylen
Plastikowy perforowany zbiornik wewnętrzny do zbiornika hodowlanego 1,0 lTecniplastZB10BTIPoliwęglan
Przegroda z poliwęglanu do zbiornika hodowlanego 1,0 lTecniplastZB10BTDPokrywa z poliwęglanu
zbiornika hodowlanego 1,0 lTecniplastZB10BTLPoliwęglan
Chlorek potasuSigma-AldrichP5655
Chlorek soduSigma-AldrichS7653-5KG
Granulat wodorotlenku soduSRL1949181
Mikroskop stereoskopowy Leica M205FALeicaModel/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precyzyjny aparat rentgenowskiX-RAD225XL
Pipety Pasteura do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , Chapter 1, Unit 1.7 (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561(2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457(2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235(2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14(2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212(2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785(2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791(2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720(2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy - Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70 (0), 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma's next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44(2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20(2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Cancer Research. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879(2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259(2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology - Biology - Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Cancer Research. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557(2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch's reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74(2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196(2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species -- An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio--A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, Suppl 1 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315(2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928(2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , OECD Publishing. Paris, France. (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053(2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727(2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647(2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przesiewowe badanie promieniowaniaocena radiosensybilizator wprzesiewowe badanie radioprotektor wnapromieniowanie promieniami Xocena toksyczno ci lek wradioterapia nowotwor wanaliza prze ywalno ci embrion wobserwacja morfologicznawysokoprzepustowe badanie przesiewowe

Powiązane artykuły