Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena zmian plastyczności synaptycznej przy użyciu modelu łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu w stanie czuwania

3.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64592

⸱

20 stycznia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Medical Sciences, University of Victoria, 2Island Medical Program, University of British Columbia

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj pokazano, jak model urazu głowy w stanie czuwania może być wykorzystany do zbadania wpływu powtarzających się łagodnych urazów mózgu (r-mTBI) na plastyczność synaptyczną w hipokampie. Model replikuje ważne cechy r-mTBI u pacjentów i jest stosowany w połączeniu z elektrofizjologią in vitro.

Streszczenie

Łagodne urazowe uszkodzenia mózgu (mTBI) są powszechnym problemem zdrowotnym w Ameryce Północnej. Istnieje coraz większa presja na wykorzystanie ekologicznie uzasadnionych modeli mTBI z zamkniętą głową w warunkach przedklinicznych w celu zwiększenia możliwości translacji na populację kliniczną. Model urazu zamkniętej głowy (ACHI) wykorzystuje zmodyfikowany kontrolowany impaktor korowy do wywoływania urazu zamkniętej głowy, wywołując klinicznie istotne deficyty behawioralne bez konieczności kraniotomii lub stosowania znieczulenia.

Ta technika zwykle nie powoduje zgonów, złamań czaszki ani krwawień do mózgu, i jest bardziej zgodna z byciem łagodnym urazem. Rzeczywiście, łagodny charakter procedury ACHI sprawia, że jest ona idealna do badań nad powtarzającym się mTBI (r-mTBI). Coraz więcej dowodów wskazuje na to, że r-mTBI może powodować skumulowany uraz, który wywołuje objawy behawioralne, zmiany neuropatologiczne i neurodegenerację. r-mTBI jest powszechne u młodzieży uprawiającej sport, a urazy te występują w okresie silnej reorganizacji synaps i mielinizacji, co sprawia, że młodsza populacja jest szczególnie podatna na długoterminowe wpływy r-mTBI.

Ponadto, r-mTBI występuje w przypadkach przemocy ze strony partnera, stanu, dla którego istnieje niewiele obiektywnych środków przesiewowych. W tych eksperymentach oceniano funkcję synaps w hipokampie u młodych szczurów, które doświadczyły r-mTBI przy użyciu modelu ACHI. Po urazach wykorzystano fragmentator tkanek do wykonania wycinków hipokampa w celu oceny dwukierunkowej plastyczności synaptycznej w hipokampie po 1 lub 7 dniach od r-mTBI. Ogólnie rzecz biorąc, model ACHI zapewnia naukowcom ekologicznie uzasadniony model do badania zmian plastyczności synaptycznej po mTBI i r-mTBI.

Wprowadzenie

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest poważnym problemem zdrowotnym, z ~2 milionami przypadków w Kanadzie i Stanach Zjednoczonych każdego roku1,2. TBI dotyka wszystkich grup wiekowych i płci, a częstość występowania jest większa niż jakakolwiek inna choroba, w szczególności rak piersi, AIDS, choroba Parkinsona i stwardnienie rozsiane3. Pomimo rozpowszechnienia TBI, jego patofizjologia pozostaje słabo poznana, a możliwości leczenia są ograniczone. Częściowo wynika to z faktu, że 85% wszystkich TBI jest klasyfikowanych jako łagodne (mTBI), a wcześniej uważano, że mTBI powoduje tylko ograniczone i przejściowe zmiany w zachowaniu bez długoterminowych konsekwencji neuropsychiatrycznych4,5. Obecnie wiadomo, że powrót do zdrowia po mTBI może trwać od tygodni do lat5,6, powodować poważniejsze stany neurologiczne4, i że nawet powtarzające się "wstrząsy podwstrząsowe" wpływają na mózg7. Jest to niepokojące, ponieważ sportowcy uprawiający sporty takie jak hokej/piłka nożna mają >10 wstrząsów mózgu na mecz/sesję treningową7,8,9,10.

Młodzież ma najwyższą częstość występowania mTBI, a w Kanadzie mniej więcej jeden na 10 nastolatków będzie szukał pomocy medycznej z powodu wstrząsu mózgu związanego ze sportem rocznie11,12. W rzeczywistości każde uderzenie głową lub mTBI może spowodować rozproszone uszkodzenie mózgu, a to może również stworzyć bardziej podatny stan na późniejsze urazy i/lub poważniejsze schorzenia neurologiczne13,14,15,16,17. W Kanadzie prawnie uznaje się za pomocą prawa Rowana, że wcześniejszy uraz może zwiększyć podatność mózgu na dalsze urazy18, ale mechanistyczne zrozumienie r-mTBI pozostaje żałośnie niewystarczające. Oczywiste jest jednak, że pojedyncze i r-mTBI mogą wpływać na zdolność uczenia się w latach szkolnych19,20, mieć wyniki specyficzne dla płci21,22,23,24, i upośledzać zdolności poznawcze w późniejszym życiu16,25,26. Rzeczywiście, analizy kohortowe silnie wiążą r-mTBI we wczesnym okresie życia z późniejszą demencją27,28. r-mTBI jest również potencjalnie związany z przewlekłą encefalopatią pourazową (CTE), która charakteryzuje się akumulacją hiperfosforylowanego białka tau i postępującym zanikiem kory mózgowej oraz jest wywoływana przez znaczny stan zapalny27,29,30,31. Chociaż powiązania między r-mTBI i CTE są obecnie kontrowersyjne32, ten model pozwoli na ich bardziej szczegółowe zbadanie w warunkach przedklinicznych.

mTBI jest często opisywany jako "niewidoczny uraz", ponieważ występuje w zamkniętej czaszce i jest trudny do wykrycia nawet przy użyciu nowoczesnych technik obrazowania33,34. Dokładny eksperymentalny model mTBI powinien być zgodny z dwoma założeniami. Po pierwsze, powinien podsumować siły biomechaniczne normalnie obserwowane w populacji klinicznej35. Po drugie, model powinien wywoływać heterogeniczne wyniki behawioralne, co jest również bardzo powszechne w populacjach klinicznych36,37,38. Obecnie większość modeli przedklinicznych ma tendencję do poważniejszych objawów, obejmujących kraniotomię, stereotaktyczne zagłówek, znieczulenie i kontrolowane uderzenia korowe (CCI), które powodują znaczne uszkodzenia strukturalne i bardziej rozległe deficyty behawioralne niż zwykle obserwowane klinicznie33. Innym problemem związanym z wieloma przedklinicznymi modelami wstrząsu mózgu, które obejmują kraniotomię, jest to, że ta procedura sama w sobie powoduje stan zapalny w mózgu, a to może zaostrzyć objawy mTBI i neuropatologię z powodu każdego kolejnego urazu39,40. Znieczulenie wprowadza również kilka złożonych zakłóceń, w tym zmniejszenie stanu zapalnego41,42,43, modulowanie funkcji mikrogleju44, uwalnianie glutaminianu45, Ca2+ przenikanie przez receptory NMDA46, ciśnienie śródczaszkowe i metabolizm mózgowy47. Znieczulenie dodatkowo wprowadza zakłócenia poprzez zwiększenie przepuszczalności bariery krew-mózg (BBB), hiperfosforylacji tau i poziomu kortykosteroidów, przy jednoczesnym zmniejszeniu funkcji poznawczych48,49,50,51. Dodatkowo, rozlane urazy zamkniętej głowy stanowią zdecydowaną większość klinicznych mTBIs52. Pozwalają również lepiej badać mnogość czynników, które mogą wpływać na wyniki behawioralne, w tym sex21, age53, interwał-między urazami15, sup54 oraz liczba urazów23.

Kierunek sił przyspieszających/zwalniających (pionowy lub poziomy) jest również ważnym czynnikiem wpływającym na wyniki behawioralne i molekularne. W badaniach przeprowadzonych przez Mychasiuka i współpracowników porównano dwa modele rozproszonego mTBI o zamkniętej głowie: spadek ciężaru (siły pionowe) i uderzenie boczne (siły poziome)55. Zarówno analiza behawioralna, jak i molekularna ujawniła niejednorodne wyniki zależne od modelu i płci po mTBI. Tak więc modele zwierzęce, które pomagają uniknąć zabiegów chirurgicznych, a jednocześnie uwzględniają siły liniowe i obrotowe, są bardziej reprezentatywne dla warunków fizjologicznych, w których te urazy zwykle występują33,56. Model ACHI został stworzony w odpowiedzi na tę potrzebę, pozwalając na szybką i powtarzalną indukcję mTBI u szczurów przy jednoczesnym unikaniu procedur (tj. znieczulenia), o których wiadomo, że wpływają na różnice płciowe57.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Zatwierdzenie wszystkich procedur dla zwierząt zostało dostarczone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Wiktorii zgodnie ze standardami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (CCAC). Wszystkie samce szczurów Long-Evans zostały wyhodowane na miejscu lub zakupione (patrz Tabela materiałów).

1. Warunki utrzymania i hodowli

  1. Pozwolić zwierzętom zaaklimatyzować się w środowisku inwentarskim przez 1 tydzień przed odsadzeniem w dniu poporodowym (PND) 21.
  2. Szczury należy utrzymywać w standardowych pomieszczeniach klatkowych w temperaturze 22,5 °C ± 2,5 °C, z dostępem ad libitum do pożywienia i wody, w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.
  3. Pogrupuj i trzymaj zwierzęta w domu z dwoma lub trzema rójkami z miotu i losowo przypisz je do warunków pozorowanych lub r-mTBI.
  4. Wszystkie zabiegi wykonuj w godzinach od 7:30 do 23:30.

2. Konfiguracja procedury urazu głowy w stanie czuwania

  1. Umieść podkładkę z pianki o niskiej gęstości 2,75 cala (100 cm x 15 cm x 7 cm) pod udarem, aby umożliwić ruch obrotowy głowicy.
    UWAGA: Podkładka piankowa miała stałą sprężystości ~2,500 N/m, ale może wahać się od 3,100 do 5,600 N/m58. Wykazano, że poziom twardości (niski, średni i wysoki) nie jest predyktorem wyniku urazu59. Podkładka piankowa jest materiałem nietopliwym. Zwykle wymienia się go raz w roku lub w przypadku zabrudzenia lub uszkodzenia.
  2. Włącz zmodyfikowane korowe urządzenie uderzeniowe (Rysunek 1A) i ustaw prędkość na 6 m/s.
    UWAGA: Specyfikacje te mają na celu wywołanie ostrego upośledzenia neurologicznego u młodych i dorastających szczurów, które są analogiczne do cech mTBI, ale takie parametry mogą nie być odpowiednie dla starszych zwierząt lub innych gatunków (np. myszy lub fretki). Aby zapoznać się z typowymi parametrami ACHI, zobacz60.

3. Indukcja mTBI

  1. Gdy szczury osiągną PND 24, przenieś je do sali zabiegowej, w której będą wykonywane zabiegi. Upewnij się, że to pomieszczenie jest oddzielone od normalnego środowiska mieszkalnego.
  2. Delikatnie umieść szczura w stożku krępującym, upewniając się, że pysk i nozdrza znajdują się blisko małego otworu stożka, aby umożliwić odpowiednią wentylację. Użyj plastikowej spinki do włosów, aby przytrzymać stożek zamknięty na końcu ogonowym, aby zapobiec ruchowi po umieszczeniu szczura w stożku przytrzymującym.
    1. Punktowe parametry unieruchomienia służą do rejestrowania zgodności lub tolerancji zwierząt z stożkiem unieruchamiającym i procedurą ACHI.
      UWAGA: Wynik unieruchomienia może być wykorzystany jako ocena stresu u zwierząt. W związku z tym kryteria wykluczenia można opracować przy użyciu skali powściągliwości, aby zmniejszyć zmienność między badanych, która powstaje z powodu nadmiernej reakcji na stres.
      1. Przyznaj wynik od 0 do 4 na podstawie gotowości zwierzęcia do wejścia w stożek, jego ruchów i wokalizacji. Przyznaj wynik 0, jeśli nie ma oporu wobec ograniczenia, podczas gdy wynik 1 odpowiada obracaniu się zwierzęcia 1-2x i niewielkiej lub zerowej wokalizacji lub wierceniu się. Daj wynik 2, jeśli zwierzę obróciło się 2-3 razy i wykazuje pewną wokalizację lub wiercenie się. Przyznaj wynik powściągliwości 3, jeśli zwierzę obróciło się 5-10 razy i wykazuje więcej wokalizacji i wiercenia się. Na koniec przyznaj wynik 4, jeśli zwierzę obróciło się ponad 10 razy z częstymi wokalizacjami i wierceniem się.
        UWAGA: Informacje te znajdują się również na samym arkuszu punktacji (Tabela uzupełniająca S1 i Tabela uzupełniająca S2).
  3. Podczas gdy szczur jest skrępowany, ręcznie ustaw hełm (Rysunek 1B) nad linią środkową, z dyskiem celowniczym nad lewym płatem ciemieniowym (Rysunek 1C,D).
  4. Umieść szczura na podkładce piankowej i ręcznie ustaw impaktor w pozycji Wyprostuj. Ręcznie opuść końcówkę impaktora tak, aby stykała się z tarczą celowniczą na kasku. Ręcznie ustaw impaktor w pozycji wycofania, aby impaktor wycofał się 10 mm ponad hełm.
  5. Użyj pokrętła na ramieniu stereotaktycznym, aby obniżyć końcówkę udarową o 10 mm, tak aby ponownie dotykała tarczy celowniczej na kasku. Przestaw przełącznik udarowy tak, aby głowa zwierzęcia została gwałtownie przyspieszona o 10 mm z prędkością 6 m/s.
  6. Po aktywacji urządzenia należy natychmiast zdjąć zwierzę ze stożka przytrzymującego i przystąpić do natychmiastowego przeprowadzenia protokołu oceny neurologicznej (NAP).
    UWAGA: W przypadku obecnych eksperymentów protokół ten powtórzono w sumie osiem razy w odstępach 2-godzinnych.

4. Indukcja pozorowanego urazu

  1. Postępuj zgodnie ze wszystkimi procedurami doświadczalnymi, jak opisano powyżej w sekcji 3, ale umieść szczura w pobliżu ścieżki tłoka uderzeniowego, aby nie doszło do obrażeń.

5. Protokół oceny neurologicznej

UWAGA: NAP może być używany do pomiaru poziomu świadomości, jak również funkcji poznawczych i sensomotorycznych.

  1. Na początku badania i bezpośrednio po indukcji mTBI lub pozorowanego urazu należy ocenić szczury za pomocą NAP zgodnie z opisem w56,61. Na stole umieść klatkę domową szczurów i klatkę regeneracyjną w odległości 100 cm od siebie. Równomiernie wyśrodkuj równoważnię na górze obu klatek. Dodatkowo pod równoważnią umieść złożony ręcznik lub dodatkową amortyzację.
  2. W razie potrzeby oceń poziom świadomości. Jeśli zwierzęta nie reagują po mTBI, należy ocenić bezdech (ustanie oddychania) i wszelkie opóźnienia w odruchu prostowania, używając stopera do zapisania czasu potrzebnego zwierzęciu do wznowienia oddychania i/lub wyprostowania się z pozycji leżącej na plecach do pozycji leżącej.
    UWAGA: Utrata odruchu prostowania i bezdech są rzadkie w modelu ACHI, ale czasami można je zaobserwować u młodych zwierząt.
  3. Oceń funkcje poznawcze i sensomotoryczne szczura, korzystając z następującej sekwencji testów. Przeprowadzaj te testy szybko po kolei po ocenie świadomości.
    UWAGA: Suma tych czterech testów daje łączny wynik w skali do 12, jeśli nie zaobserwowano żadnych deficytów behawioralnych. Deficyty umniejszają ten wynik.
    1. Zaskoczona odpowiedź
      1. Umieść szczura w pustej klatce ratunkowej i klaszcz głośno (50 cm) nad klatką. Rejestruje reakcję zwierzęcia na hałas przy użyciu następującego systemu punktacji:
        3 = Szybka reakcja na dźwięk (np. ruch ucha/drgawki, podskakiwanie, zamarzanie całego ciała).
        2 = Powolna reakcja lub lekka reakcja na zamarzanie dźwięku.
        1 = Zaobserwowano tylko ruchy uszu.
        0 = Brak reakcji na dźwięk.
    2. Wyprost kończyny
      1. Po umieszczeniu belki (100 cm długości x 2 cm szerokości x 0,75 cm grubości) umieszczonej poziomo w poprzek domu szczura i klatek rekonwalescencji, podnieś szczura za podstawę ogona i przytrzymaj go w pobliżu belki. Upewnij się, że szczur jest wystarczająco blisko, aby móc go łatwo uchwycić. Oceń zdolność szczura do wyprostowania obu kończyn do belki za pomocą następującego systemu punktacji:
        3 = Pełny wyprost obu kończyn przednich i chwyta belkę.
        2 = Tylko jedna kończyna jest wysunięta.
        1 = Przerywane wysuwanie lub cofanie kończyn przednich.
        0 = Kończyny przednie są bezwładne/bez wyprostu.
    3. Chód po belce
      1. Umieść zwierzę na środku belki poziomej w odległości 50 cm, przodem do klatki domowej. Upewnij się, że belka jest równomiernie rozmieszczona między klatką domową szczura a klatką odzyskiwania (umieszczoną w odległości ~80 cm od siebie). Pozwól szczurowi przejść przez belkę. Oceń zdolność szczura do utrzymywania równowagi i chodzenia za pomocą następującego systemu punktacji:
        3 = Pomyślnie przechodzi przez belkę z poślizgiem mniejszym niż dwie stopy w ciągu 10 s.
        2 = Pomyślnie przechodzi przez belkę, ale obserwuje się więcej niż dwie stopy poślizgnięcia.
        1 = Ruch niezwiązany z lokomotywą, ruch "pływający".
        0 = Nie można przejść wzdłuż belki lub nie można się poruszać w ciągu 10 sekund.
    4. Belka obrotowa
      1. Ustaw szczura na środku belki, upewniając się, że szczur jest zrównoważony. Podnieś belkę 80 cm nad ręcznik lub wyściełaną powierzchnię i rozpocznij ręczne obracanie belki z prędkością jednego obrotu na sekundę przez 4 sekundy (łącznie cztery obroty). Oceń zdolność szczura do pozostania na belce podczas jej obracania się za pomocą następującego systemu punktacji:
        3 = Szczur pozostaje na belce przez wszystkie cztery obroty.
        2 = Szczur pada przy czwartym obrocie.
        1 = Szczur upada przy drugim lub trzecim obrocie.
        0 = Szczur upada podczas pierwszego obrotu.
  4. Po zakończeniu NAP zwróć mTBI i szczury pozorowane do ich klatek domowych. Powtórz w razie potrzeby dla procedur r-mTBI. Monitorowanie dobrostanu zwierząt po urazach za pomocą listy kontrolnej monitorowania po stronie klatki (plik uzupełniający 1). Jeśli istnieją jakiekolwiek oznaki nieprawidłowości (dowolny wynik, który nie jest N) podczas monitorowania po stronie klatki, należy pobrać pełną ocenę bólu za pomocą skali bólu i listy kontrolnej zaawansowanego monitorowania po uderzeniu głową (plik uzupełniający 2).

6. Przygotowanie plastra

UWAGA: W obecnym badaniu, plastyczność synaptyczna była oceniana u zwierząt po r-mTBI po 1 lub 7 dniach od mTBI. W tych dniach zwierzęta były przenoszone pojedynczo do laboratorium w zakrytych klatkach przed złożeniem ich w ofierze.

  1. Wstaw do lodówki (-20 °C) na noc wszystkie narzędzia chirurgiczne (Rysunek 2A) wymagane do wykonania plastrów hipokampa: standardowe nożyczki, nożyczki do preparowania, kleszcze, rongeurs, szpatułki i blok chłodzący.
    UWAGA: Klej tkankowy i komora inkubacji nie powinny być przechowywane w lodówce.
  2. Przygotować sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF) zawierający 125 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaHPO4, 25 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 1,3 mM MgCl2 i 10 mM dekstroza (300 ± 10 mOsm; pH 7,2-7,4).
    UWAGA: Główny roztwór aCSF musi być stale bąbelkowany karbogenem (95% O2/5% CO2) przez cały czas trwania protokołu.
  3. Przed eutanazją zwierzęcia (krok 6.8) przygotuj 12,5 ml agarozy. Rozpuścić 0,25 g agarozy w 12,5 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (1x PBS) w kuchence mikrofalowej w stożkowej probówce o pojemności 50 ml w odstępach co 10 sekund.
  4. Utrzymuj agarozę w cieple (42 °C) i wstrząśnij na płycie grzewczej, aby zapobiec jej zastygnięciu.
  5. Ustaw stację cięcia na lodzie, w tym szalkę Petriego i małą zlewkę (50 ml) wypełnioną lodowatym aCSF (4 °C) oraz przewróconą szalkę Petriego z kawałkiem zwilżonej bibuły filtracyjnej na wierzchu (Rysunek 2A). Ciągle bąbelkować aCSF w małej zlewce za pomocą karbogenu.
  6. Podgrzać łaźnię wodną do temperatury 32 °C. Napełnić komorę rekuperacji płynem CSF i w sposób ciągły bąbelkować karbogenem (Rysunek 2B).
  7. Przetransportuj zwierzę do pomieszczenia doświadczalnego.
  8. Znieczulić zwierzę za pomocą 5% izofluranu jako środka wziewnego (do momentu ustąpienia odruchu odstawienia), a następnie szybko odciąć mu głowę za pomocą małej gilotyny.
  9. Wypreparuj mózg z czaszki na szalce Petriego wypełnionej lodowatym (4 °C) aCSF, trzymając czaszkę zanurzoną w aCSF, aby pomóc szybko schłodzić tkankę.
    UWAGA: Ta procedura zwykle trwa mniej niż 5 minut, ale szybkość usuwania mózgu nie jest czynnikiem krytycznym, jeśli mózg jest zanurzony w schłodzonym płynie mózgowym.
  10. Umieścić mózg w małej zlewce ze schłodzonym i karbonogenowanym aCSF w celu dalszego oczyszczenia i schłodzenia próbki.
  11. Przenieś mózg na odwróconą do góry nogami szalkę Petriego i umieść go na bibule filtracyjnej. Użyj ostrego skalpela, aby usunąć móżdżek i korę przedczołową, aby "zablokować" mózg. Oddziel dwie półkule, wykonując cięcie w linii środkowej mózgu.
    UWAGA: Poniższy protokół jest wykonywany po jednej półkuli na raz. Konieczne jest, aby półkula, która nie jest obecnie przygotowywana, pozostała zanurzona w zlewce lodowatego (4 °C) karbogenowanego aCSF.
  12. Aby utworzyć poprzeczne plasterki hipokampa, umieść półkulę na powierzchni przyśrodkowej. Przechyl ostrze skalpela pod kątem ~30° do wewnątrz i usuń cienki plasterek z grzbietowej powierzchni mózgu, aby zapewnić płaską powierzchnię do zamontowania mózgu na tłoku używanym przez krajalnicę. Odwróć mózg na powierzchnię grzbietową i delikatnie przetrzyj tkankę na suchej bibule filtracyjnej, aby usunąć nadmiar aCSF. Za pomocą kleju cyjanoakrylowego przymocuj grzbietową powierzchnię mózgu do tłoka, pozostawiając powierzchnię brzuszną pionowo.
    UWAGA: Upewnij się, że klej nie spływa po krawędzi tłoka, ponieważ spowoduje to jego przyleganie do metalowej rurki używanej do przechowywania agarozy i uniemożliwi ruch tłoka.
  13. Rozciągnij zewnętrzną rurkę tłoka nad mózgiem i wlej płynną agarozę do rurki, aż mózg zostanie całkowicie pokryty. Szybko zestal agarozę, zaciskając blok chłodzący na rurze tłoka (Rysunek 2A).
  14. Umieść tłok w komorze krajalnicy i zabezpiecz komorę śrubą. Zabezpiecz ostrze i dodaj lodowaty, natleniony aCSF do komory krajalnicy.
  15. Na slicerze (Rysunek 2B) ustaw prędkość cięcia na 4, oscylację na 6 i przełącz przełącznik ciągłego/pojedynczego krojenia na ciągłe. Naciśnij start, aby rozpocząć cięcie mózgu na 400 μm.
  16. Gdy krajalnica tnie mózg, użyj pipety Pasteura o dużej średnicy, aby przenieść każdą porcję do kąpieli regeneracyjnej natlenionego aCSF podczas jego cięcia (Rysunek 2C).
    UWAGA: Gdy każdy plasterek jest krojony, można go kolejno umieszczać w różnych dołkach kąpieli regeneracyjnej. Protokół ten zwykle daje od sześciu do ośmiu plasterków, zawierających hipokamp dla każdej półkuli. Atlas62 może być użyty do określenia grzbietowo-brzusznego położenia poszczególnych wycinków w mózgu szczura.
  17. Pozostaw plastry do odmowy w temperaturze 32 °C przez 30 minut, a następnie pozostaw do wyrośnięcia na dodatkowe 30 minut w temperaturze pokojowej (23 °C).
  18. Powtórz te kroki, aby utworzyć plasterki z drugiej półkuli.

7. Elektrofizjologia pola

UWAGA: Aby uzyskać nagrania pola zewnątrzkomórkowego z zakrętu zębatego (DG), wykonaj następujące kroki. Po 60-minutowej rekonwalescencji poszczególne wycinki hipokampa są gotowe do pozakomórkowych zapisów w terenie.

  1. Za pomocą dostępnego w handlu ściągacza do mikropipet wyciągnąć elektrody rejestrujące (1-2 MΩ) z 10 cm kapilar ze szkła borokrzemianowego o średnicy zewnętrznej 1,5 mm i średnicy wewnętrznej 1,1 mm.
    UWAGA: Elektroda rejestrująca powinna mieć rezystancję ~1 MΩ, a końcówki powinny mieć rozmiar ~1 mm. Spójność parametrów elektrod jest ważna dla dobrych nagrań.
  2. Włącz komputer i sprzęt, który ma być używany do nagrań: wzmacniacz, digitizer, stymulator, mikromanipulator, regulator temperatury, światło mikroskopu i pompę próżniową.
  3. Napełnij zlewkę płynem CSF i podłącz ją do systemu perfuzji sterowanego grawitacyjnie. Otwórz zawór aCSF w systemie perfuzyjnym, aby rozpocząć przepływ aCSF przez komorę perfuzyjną. Utrzymuj natężenie przepływu na poziomie około jednej lub dwóch kropli/s lub 2 ml/min. Karbogenat aCSF w sposób ciągły przez cały czas trwania zapisów elektrofizjologicznych.
    UWAGA: Konieczne jest utrzymanie stałej szybkości kapania karbogenowanego aCSF podczas nagrań terenowych. Konieczne jest również, aby elektroda referencyjna była całkowicie zanurzona w płynie mózgowo-rdzeniowym.
  4. Za pomocą pipety Pasteura przenieść wycinek hipokampa z kąpieli regeneracyjnej do komory perfuzyjnej, która jest w sposób ciągły perfundowana karbogenicznym aCSF i utrzymywana w temperaturze 30 ± 0,5 °C. Ustawić wycinek mózgu tak, aby zakręt zębaty i warstwa komórek ziarnistości były widoczne w polu widzenia. Ustabilizuj plasterek za pomocą wygiętych ciężarków z drutu. Uruchom oprogramowanie komputerowe do akwizycji danych.
    UWAGA: Pomocne może być wyłączenie pompy próżniowej na tym etapie, aby umożliwić swobodną manipulację tkanką. Należy to zrobić szybko, ponieważ zbyt duża manipulacja może uszkodzić tkankę. Dodatkowo komora perfuzyjna może przelać się z CSF, jeśli zajmie to zbyt dużo czasu. Gdy tkanka jest prawidłowo zorientowana i ustabilizowana, włącz pompę próżniową.
  5. Użyj mikroskopu pionowego, aby uwidocznić DG z ukośną optyką. Umieść koncentryczną bipolarną elektrodę stymulującą, aby aktywować włókna przyśrodkowej ścieżki perforacji (MPP) w środkowej jednej trzeciej warstwy molekularnej. Następnie umieść szklaną mikropipetę wypełnioną aCSF w MPP (Rysunek 3A,B). Zacznij od elektrod bardziej od siebie oddalonych (tj. elektrody stymulującej w pobliżu CA3 i elektrody rejestrującej tuż nad genem DG), ponieważ dotknięcie tkanki spowoduje uszkodzenie włókien.
    UWAGA: Optymalnie, wszystkie nagrania powinny mieć elektrody umieszczone w równej odległości od warstwy ogniwa, w odległości około 200 μm od siebie.
  6. Po ustawieniu elektrod stymulujących i rejestrujących wizualizuj wywołane reakcje pola za pomocą wzmacniacza, digitizera i oprogramowania do nagrywania.
  7. Aby znaleźć odpowiedni potencjał postsynaptyczny pobudzający pole (fEPSP), stymuluj tkankę impulsami prądu 0,12 ms o częstotliwości 0,2 Hz (co 5 s), gdy użytkownik jest biegły w znajdowaniu odpowiedzi, lub przy 0,067 Hz (co 15 s), aby uniknąć nadmiernej stymulacji. Upewnij się, że fEPSP ma minimalną amplitudę 0.7 mV z przezroczystą salwą światłowodową, która jest mniejsza niż fEPSP.
    UWAGA: Bardzo ważne jest, aby ustawić obie elektrody w równej odległości od warstwy ogniwa, aby uzyskać maksymalne odpowiedzi pola i wystarczająco daleko od siebie (tj. ~200 μm), aby wygenerować małą salwę włókien. Niewielkie korekty położenia elektrody mogą pomóc w zwiększeniu amplitudy odpowiedzi, chociaż należy je ograniczyć do minimum, aby uniknąć uszkodzenia tkanki.
  8. Określ maksymalną amplitudę fEPSP, zwiększając intensywność stymulacji, a następnie ustaw intensywność symulacji tak, aby fEPSP znajdowała się na poziomie 70% maksymalnej amplitudy.
    UWAGA: Maksymalna amplituda jest ustawiona na 70% dla badań nad długotrwałą depresją (LTD) i na 50% dla badań nad długotrwałym wzmocnieniem (LTP). Maksymalna amplituda jest określana poprzez regulację siły stymulacji do momentu, gdy fEPSP przestanie zwiększać swoją amplitudę. W przypadku fEPSP o maksymalnej amplitudzie 2 mV, rozmiar odpowiedzi zostanie następnie dostosowany do 1,4 mV dla badań LTD i 1,0 mV dla badań LTP, aby zapewnić miejsce na depresję lub nasilenie fEPSP (odpowiednio).
  9. Ustal stabilną linię bazową kondycjonowania wstępnego przez 20 minut z impulsami 0,12 ms dostarczanymi z częstotliwością 0,067 Hz. Aby wycinki można było uznać za stabilne, należy zwrócić uwagę na <10% zmienności początkowego nachylenia fEPSP oraz na nachylenie linii najlepszego dopasowania przez wykreślone nachylenia fEPSP na poziomie <0,5. Kontynuuj kolejne kroki nagrywania, gdy potwierdzisz, że EPSP są stabilne przez 20 min.
    UWAGA: Do aCSF można dodawać różnych antagonistów receptorów w celu zablokowania lub wzmocnienia LTD i LTP. Jeśli są one wymagane, należy upewnić się, że plastry są wystawione na działanie tych środków farmakologicznych w tym okresie wyjściowym i że spełnione są wymagania dotyczące stabilnych zapisów. Aby zapoznać się z przykładami, zobacz63,64,65.
  10. Po pierwsze, określ zmiany w podstawowych właściwościach synaptycznych za pomocą sparowanych bodźców impulsowych i konstruując krzywe bodziec-odpowiedź-wyjście. Do testu parowanych impulsów należy zastosować serię sparowanych impulsów z interwałem międzyimpulsowym 50 ms przy 0,033 Hz. Dla krzywych wejścia-wyjścia zastosuj serię (10) rosnących intensywności bodźca (0,0-0,24 ms) przy 0,033 Hz, aby wykreślić zmianę wielkości odpowiedzi fEPSP.
  11. Aby zbadać LTD, które jest przede wszystkim zależne od aktywacji receptorów CB164,66, zastosuj protokół 10 Hz (6,000 impulsów przy 10 Hz). Podanie tego protokołu trwa 10 minut.
  12. W przypadku nagrań po kondycjonowaniu wznów stymulację jednoimpulsową (0,12 ms przy częstotliwości 0,067 Hz) przez dodatkowe 60 minut.
  13. Po nagraniu po kondycjonowaniu ponownie podaj bodźce impulsowe ze sparowanymi impulsami, a następnie krzywą wejścia-wyjścia. Porównaj je z zapisami wyjściowymi, aby zaobserwować zmiany we właściwościach uwalniania presynaptycznego i pomóc ocenić stan wycinka w przypadku zapisów długoterminowych.
  14. Podczas analizy należy zachować ostrożność i przestrzegać kryteriów wykluczenia przy określaniu, czy dane z poszczególnych wycinków powinny zostać zachowane w zestawie danych plastyczności synaptycznej. Wyklucz wycinki, które wykazują duże nachylenie w linii najlepszego dopasowania nachyleń fEPSP podczas linii bazowej kondycjonowania wstępnego (nachylenie >0,5), niestabilność linii bazowej kondycjonowania wstępnego (zmiana >10%) i/lub niestabilność w okresie kondycjonowania końcowego (nachylenie >1,5 w 50–60 min kondycjonowania końcowego).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model urazu zamkniętego czaszki u zwierząt w stanie czuwania jest skuteczną metodą indukowania r-mTBI u młodych szczurów. Szczury poddane r-mTBI w modelu ACHI nie wykazywały wyraźnych deficytów behawioralnych. Obiekty w tych eksperymentach nie wykazywały opóźnienia reakcji, utraty przytomności ani bezdechu w żadnym momencie procedury r-mTBI, co wskazuje, że był to rzeczywiście zabieg łagodnego TBI. Pojawiły się jednak subtelne różnice behawioralne w NAP; jak opisano powyżej, szczury były oceniane w czterech zadaniach sen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W większości badań przedklinicznych wykorzystywano modele mTBI, które nie oddają sił biomechanicznych obserwowanych w populacji klinicznej. Tutaj pokazano, w jaki sposób model ACHI może być wykorzystany do indukcji r-mTBI u młodych szczurów. Ten zamknięty model r-mTBI ma znaczące zalety w porównaniu z bardziej inwazyjnymi procedurami. Po pierwsze, ACHI zwykle nie powoduje złamań czaszki, krwawień do mózgu ani zgonów, z których wszystkie byłyby przeciwwskazaniami do "łagodnego" TBI w populacjach klinicznych

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Dziękujemy wszystkim członkom Laboratorium Christie na Uniwersytecie Wiktorii, byłym i obecnym, za ich wkład w rozwój tego protokołu. Projekt ten został wsparty funduszami z Canadian Institutes for Health Research (CIHR: FRN 175042) oraz NSERC (RGPIN-06104-2019). Grafika czaszki Figure 1 została stworzona za pomocą BioRender.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Druk 3D Zaprojektowany i skonstruowany przez laboratorium Christie (patrz specyfikacje w Christie et al. (2019), Current Protocols in Neuroscience) 
Agaroza Fisher Scientific (BioReagents)BP160500
Komora anestezjologicznaDomowaN/APojemnik z pleksi
Automatyczny kontroler grzałkiWarner ElectricTC-324B
Axon DigidataMolecular Devices1440ASystem akwizycji danych o niskim poziomie szumów
Belka równoważąca Można go zbudować lub kupić (100 cm długości x 2 cm szerokości x 0,75 cm grubości)
Calcium ChlorideBio Basic Canada Inc. CD0050Do kamery CSF
Dage MTINC-70
Zbiornik karbogenicznyPraxairMM OXCD5C-KDwutlenek węgla 5%, tlen 95%
ClampexOprogramowanie Urządzenia molekularneWersja Clampex 10.5 Kompresja
Wibracyjny mikrotomPrecyzyjnaelektroda bipolarna VF 310-0Z
FHC Inc.
Dekstroza (D-glukoza)Fisher Scientific (Chemical)D16-3aCSF
Cyfrowy wzmacniacz izolacji bodźców   Getting Instruments, Inc. Model 4D
Fosforan disodowyFisher Scientific (chemiczny)S373-500PBS
do preparowania
Pióro Dwustronne ostrzeMikroskopia elektronowa Sciences72002-10
Bibuła filtracyjnaWhatman 11001-055
Płonący / brązowy ściągacz do mikropipetSutter InstrumentP-1000
pazurów do włosówMożna uzyskać w dowolnym domu towarowym
KlatkiNormalne klatki dla szczurów z jednostki opieki nad zwierzętami.
Hum Bug Noise EliminatorQuest Naukowy 726300
Isoflurane USPFresenius KabiCP0406V2
Isotemp 215 Cyfrowa kąpiel wodnaFisher Scientific 15-462-15
Jednostka CCI Leica Impact OneLeica Biosystemszostała zmodyfikowana tak, aby pomieścić gumową końcówkę udarową 7 mm
Szczury Long-Evans, samceCharles River Laboratories (St. Constant, PQ)
Podkładka3-calowy arkusz pianki poliuretanowej 
Chlorek magnezuFisher Scientific (Chemical)M33-500aCSF
Samiec Long Evans RatsCharles River LaboratoriesZwierzęta zamówione w Charles River Laboratories lub szczenięta wyhodowane na Uniwersytecie Wiktorii
MultiClamp 700BWzmacniacz Urządzenia molekularneModel 700B
Paski testowe pHVWR Chemicals BDHBDH83931.601
Chlorek potasuFisher Scientific (Chemical)P217-500aCSF, PBS
Fosforan potasuSigmaP9791-500GPBS
Sterownik przyciskowySiskiyou Corporation MC1000eCzteroosiowy kontroler z zamkniętą pętlą Przyciskowe
dyski z próbkamiELITechGroupSS-033Do użytku z osmometrem ciśnienia pary
Mały ręcznik
Wodorowęglan soduFisher Scientific (Chemical)S233-500aCSF
Chlorek soduFisher Scientific (Chemical)S271-3Dla aCSF, PBS
Sód PhosphateFisher Scientific (Chemical)S369-500aCSF
Miękkie plastikowe stożki przytrzymująceBraintree Scientificmodel DC-200
StoperWielu członków laboratorium używa do tego iPhone'a
Stół lub duży wózek z podniesionymi krawędziami Do
cienkościennego szkła borokrzemianowego NAP i ACHI (z żarnikiem)Sutter InstrumentBF150-110-10Średnica zewnętrzna: 1,5 mm; Średnica wewnętrzna: 1,10 mm; Długość: 10 cm
Mikroskop pionowyOlympusOlympus BX5OWI5x MPlan 0.10 NA Soczewka obiektywu
Osmometr ciśnienia paryVaproModel 5600aCSF powinien wynosić 300-310 mOSM
Klej tkankowy Vetbond3M1469SB
Stół do izolacji drgań wibratorówSystemy kinetyczne9101-01-45
CBAPC75Narzędzia Spinka do domowe i regeneracyjne Końcówka z pianki o niskiej gęstości

Bibliografia

  1. Fu, T. S., Jing, R., McFaull, S. R., Cusimano, M. D. Health & economic burden of traumatic brain injury in the emergency department. Canadian Journal of Neurological Sciences. 43 (2), 238-247 (2016).
  2. Chen, C., Peng, J., Sribnick, E., Zhu, M., Xiang, H. Trend of age-adjusted rates of pediatric traumatic brain injury in US emergency departments from 2006 to 2013. International journal of environmental research and public health. 15 (6), 1171(2018).
  3. Prins, M., Greco, T., Alexander, D., Giza, C. C. The pathophysiology of traumatic brain injury at a glance. Disease Models & Mechanisms. 6 (6), 1307-1315 (2013).
  4. Mayer, A. R., Quinn, D. K., Master, C. L. The spectrum of mild traumatic brain injury: a review. Neurology. 89 (6), 623-632 (2017).
  5. Kara, S., et al. Less than half of patients recover within 2 weeks of injury after a sports-related mild traumatic brain injury: a 2-year prospective study. Clinical Journal of Sport Medicine. 30 (2), 96-101 (2020).
  6. Chung, A. W., Mannix, R., Feldman, H. A., Grant, P. E., Im, K. Longitudinal structural connectomic and rich-club analysis in adolescent mTBI reveals persistent, distributed brain alterations acutely through to one year post-injury. arXiv. , (2019).
  7. Crisco, J. J., et al. Frequency and location of head impact exposures in individual collegiate football players. Journal of Athletic Training. 45 (6), 549-559 (2010).
  8. Wilcox, B. J., et al. Head impact exposure in male and female collegiate ice hockey players. Journal of Biomechanics. 47 (1), 109-114 (2014).
  9. Daniel, R. W., Rowson, S., Duma, S. M. Head impact exposure in youth football. Annals of Biomedical Engineering. 40 (4), 976-981 (2012).
  10. Snowden, T., et al. Heading in the right direction: a critical review of studies examining the effects of heading in soccer players. Journal of Neurotrauma. 38 (2), 169-188 (2021).
  11. Zemek, R. L., et al. Annual and seasonal trends in ambulatory visits for pediatric concussion in Ontario between 2003 and 2013. The Journal of Pediatrics. 181, 222-228 (2017).
  12. Zhang, A. L., Sing, D. C., Rugg, C. M., Feeley, B. T., Senter, C. The rise of concussions in the adolescent population. Orthopaedic Journal of Sports Medicine. 4 (8), (2016).
  13. Broglio, S. P., Eckner, J. T., Paulson, H. L., Kutcher, J. S. Cognitive decline and aging: the role of concussive and subconcussive impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 40 (3), 138(2012).
  14. Greco, T., Ferguson, L., Giza, C., Prins, M. Mechanisms underlying vulnerabilities after repeat mild traumatic brain injuries. Experimental Neurology. 317, 206-213 (2019).
  15. Longhi, L., et al. Temporal window of vulnerability to repetitive experimental concussive brain injury. Neurosurgery. 56 (2), 364-374 (2005).
  16. Snowden, T. M., Hinde, A. K., Reid, H. M., Christie, B. R. Does mild traumatic brain injury increase the risk for dementia? A systematic review and meta-analysis. Journal of Alzheimer's Disease. 78 (2), 757-775 (2020).
  17. Guskiewicz, K. M., et al. Association between recurrent concussion and late-life cognitive impairment in retired professional football players. Neurosurgery. 57 (4), 719-726 (2005).
  18. McCradden, M. D., Cusimano, M. D. Staying true to Rowan's Law: how changing sport culture can realize the goal of the legislation. Canadian Journal of Public Health. 110 (2), 165-168 (2019).
  19. Carson, J. D., et al. Premature return to play and return to learn after a sport-related concussion: physician's chart review. Canadian Family Physician. 60 (6), 310-315 (2014).
  20. McClincy, M. P., Lovell, M. R., Pardini, J., Collins, M. W., Spore, M. K. Recovery from sports concussion in high school and collegiate athletes. Brain Injury. 20 (1), 33-39 (2006).
  21. Covassin, T., Savage, J. L., Bretzin, A. C., Fox, M. E. Sex differences in sport-related concussion long-term outcomes. International Journal of Psychophysiology. 132, 9-13 (2018).
  22. Frommer, L., et al. Sex differences in concussion symptoms of high school athletes. Journal of Athletic Training. 46 (1), 76-84 (2011).
  23. Wright, D., O'Brien, T., Shultz, S. R., Mychasiuk, R. Sex matters: Repetitive mild traumatic brain injury in adolescent rats. Annals of Clinical and Translational Neurology. 4 (9), 640-654 (2017).
  24. Stone, S., Lee, B., Garrison, J. C., Blueitt, D., Creed, K. Sex differences in time to return-to-play progression after sport-related concussion. Sports Health. 9 (1), 41-44 (2017).
  25. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'Grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: a systematic review. Journal of Athletic Training. 55 (2), 132-158 (2020).
  26. Montenigro, P. H., et al. Cumulative head impact exposure predicts later-life depression, apathy, executive dysfunction, and cognitive impairment in former high school and college football players. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 328-340 (2017).
  27. Lee, E. B., et al. Chronic traumatic encephalopathy is a common co-morbidity, but less frequent primary dementia in former soccer and rugby players. Acta Neuropathologica. 138 (3), 389-399 (2019).
  28. Di Virgilio, T. G., et al. Evidence for acute electrophysiological and cognitive changes following routine soccer heading. EBioMedicine. 13, 66-71 (2016).
  29. Cherry, J. D., et al. Microglial neuroinflammation contributes to tau accumulation in chronic traumatic encephalopathy. Acta Neuropathologica Communications. 4 (1), 1-9 (2016).
  30. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive TBI: substrates of dementia. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 211(2013).
  31. Coughlin, J. M., et al. Neuroinflammation and brain atrophy in former NFL players: an in vivo multimodal imaging pilot study. Neurobiology of Disease. 74, 58-65 (2015).
  32. Wu, L., et al. Repetitive mild closed head injury in adolescent mice is associated with impaired proteostasis, neuroinflammation, and tauopathy. Journal of Neuroscience. 42 (12), 2418-2432 (2022).
  33. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: translational challenges and strategies. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  34. Sharp, D. J., Jenkins, P. O. Concussion is confusing us all. Practical Neurology. 15 (3), 172-186 (2015).
  35. Chen, Y., Huang, W., Constantini, S. The differences between blast-induced and sports-related brain injuries. Frontiers in Neurology. 4, 119(2013).
  36. Collins, M. W., Kontos, A. P., Reynolds, E., Murawski, C. D., Fu, F. H. A comprehensive, targeted approach to the clinical care of athletes following sport-related concussion. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 22 (2), 235-246 (2014).
  37. Hiploylee, C., et al. Longitudinal study of postconcussion syndrome: not everyone recovers. Journal of Neurotrauma. 34 (8), 1511-1523 (2017).
  38. Rabinowitz, A. R., Fisher, A. J. Person-specific methods for characterizing the course and temporal dynamics of concussion symptomatology: a pilot study. Scientific Reports. 10 (1), 1-9 (2020).
  39. Shultz, S. R., et al. Tibial fracture exacerbates traumatic brain injury outcomes and neuroinflammation in a novel mouse model of multitrauma. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 35 (8), 1339-1347 (2015).
  40. McDonald, S. J., Sun, M., Agoston, D. V., Shultz, S. R. The effect of concomitant peripheral injury on traumatic brain injury pathobiology and outcome. Journal of Neuroinflammation. 13 (1), 1-14 (2016).
  41. Statler, K. D., et al. Isoflurane exerts neuroprotective actions at or near the time of severe traumatic brain injury. Brain Research. 1076 (1), 216-224 (2006).
  42. Rowe, R. K., et al. Using anesthetics and analgesics in experimental traumatic brain injury. Lab Animal. 42 (8), 286-291 (2013).
  43. Luh, C., et al. Influence of a brief episode of anesthesia during the induction of experimental brain trauma on secondary brain damage and inflammation. PLoS One. 6 (5), 19948(2011).
  44. Madry, C., et al. Microglial ramification, surveillance, and interleukin-1β release are regulated by the two-pore domain K+ channel THIK-1. Neuron. 97 (2), 299-312 (2018).
  45. Patel, P. M., Drummond, J. C., Cole, D. J., Goskowicz, R. L. Isoflurane reduces ischemia-induced glutamate release in rats subjected to forebrain ischemia. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 82 (4), 996-1003 (1995).
  46. Gray, J. J., Bickler, P. E., Fahlman, C. S., Zhan, X., Schuyler, J. A. Isoflurane neuroprotection in hypoxic hippocampal slice cultures involves increases in intracellular Ca2+ and mitogen-activated protein kinases. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 102 (3), 606-615 (2005).
  47. Flower, O., Hellings, S. Sedation in traumatic brain injury. Emergency Medicine International. 2012, 637171(2012).
  48. Wagner, M., Ryu, Y. K., Smith, S. C., Mintz, C. D. Effects of anesthetics on brain circuit formation. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 26 (4), 358(2014).
  49. Leikas, J. V., et al. Brief isoflurane anesthesia regulates striatal AKT-GSK3β signaling and ameliorates motor deficits in a rat model of early-stage Parkinson′ s disease. Journal of Neurochemistry. 142 (3), 456-463 (2017).
  50. Turek, Z., Sykora, R., Matejovic, M., Cerny, V. Anesthesia and the microcirculation. in Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. , Sage CA. Los Angeles, CA. 249-258 (2009).
  51. Yang, S., et al. Anesthesia and surgery impair blood-brain barrier and cognitive function in mice. Frontiers in Immunology. 8, 902(2017).
  52. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  53. Mannix, R., et al. Adolescent mice demonstrate a distinct pattern of injury after repetitive mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 495-504 (2017).
  54. Viano, D. C., Hamberger, A., Bolouri, H., Säljö, A. Evaluation of three animal models for concussion and serious brain injury. Annals of Biomedical Engineering. 40 (1), 213-226 (2012).
  55. Mychasiuk, R., Hehar, H., Candy, S., Ma, I., Esser, M. J. The direction of the acceleration and rotational forces associated with mild traumatic brain injury in rodents effect behavioural and molecular outcomes. Journal of Neuroscience Methods. 257, 168-178 (2016).
  56. Christie, B. R., et al. A rapid neurological assessment protocol for repeated mild traumatic brain injury in awake rats. Current Protocols in Neuroscience. 89 (1), 80(2019).
  57. Buchanan, F. F., Myles, P. S., Leslie, K., Forbes, A., Cicuttini, F. Gender and recovery after general anesthesia combined with neuromuscular blocking drugs. Anesthesia & Analgesia. 102 (1), 291-297 (2006).
  58. Zhang, L., Gurao, M., Yang, K. H., King, A. I. Material characterization and computer model simulation of low density polyurethane foam used in a rodent traumatic brain injury model. Journal of Neuroscience Methods. 198 (1), 93-98 (2011).
  59. Kikinis, Z., et al. Diffusion imaging of mild traumatic brain injury in the impact accelerated rodent model: A pilot study. Brain Injury. 31 (10), 1376-1381 (2017).
  60. Talty, C. -E., Norris, C., VandeVord, P. Defining experimental variability in actuator-driven closed head impact in rats. Annals of Biomedical Engineering. 50 (10), 1187-1202 (2022).
  61. Meconi, A., et al. Repeated mild traumatic brain injury can cause acute neurologic impairment without overt structural damage in juvenile rats. Plos One. 13 (5), (2018).
  62. Zilles, K. The Cortex of the Rat: a Stereotaxic Atlas. , Springer Science & Business Media. (2012).
  63. Fontaine, C. J., et al. Impaired bidirectional synaptic plasticity in juvenile offspring following prenatal ethanol exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 43 (10), 2153-2166 (2019).
  64. Fontaine, C. J., et al. Endocannabinoid receptors contribute significantly to multiple forms of long-term depression in the rat dentate gyrus. Learning & Memory. 27 (9), 380-389 (2020).
  65. Grafe, E. L., Wade, M. M., Hodson, C. E., Thomas, J. D., Christie, B. R. Postnatal choline supplementation rescues deficits in synaptic plasticity following prenatal ethanol exposure. Nutrients. 14 (10), 2004(2022).
  66. Peñasco, S., et al. Intermittent ethanol exposure during adolescence impairs cannabinoid type 1 receptor-dependent long-term depression and recognition memory in adult mice. Neuropsychopharmacology. 45 (2), 309-318 (2020).
  67. Cole, J. T., et al. Craniotomy: true sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  68. Long, R. P., et al. Repeated isoflurane exposures impair long-term potentiation and increase basal GABAergic activity in the basolateral amygdala. Neural Plasticity. 2016, (2016).
  69. Meehan, W. P., Mannix, R. C., O'Brien, M. J., Collins, M. W. The prevalence of undiagnosed concussions in athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 23 (5), 339(2013).
  70. Moore, R. D., Lepine, J., Ellemberg, D. The independent influence of concussive and sub-concussive impacts on soccer players' neurophysiological and neuropsychological function. International Journal of Psychophysiology. 112, 22-30 (2017).
  71. Peltonen, K., et al. On-field signs of concussion predict deficits in cognitive functioning: Loss of consciousness, amnesia, and vacant look. Translational Sports Medicine. 3 (6), 565-573 (2020).
  72. Kontos, A. P., Sufrinko, A., Sandel, N., Emami, K., Collins, M. W. Sport-related concussion clinical profiles: clinical characteristics, targeted treatments, and preliminary evidence. Current Sports Medicine Reports. 18 (3), 82-92 (2019).
  73. Eisenberg, M. A., Meehan, W. P., Mannix, R. Duration and course of post-concussive symptoms. Pediatrics. 133 (6), 999-1006 (2014).
  74. Mychasiuk, R., Farran, A., Esser, M. J. Assessment of an experimental rodent model of pediatric mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (8), 749-757 (2014).
  75. Malkesman, O., Tucker, L. B., Ozl, J., McCabe, J. T. Traumatic brain injury-modeling neuropsychiatric symptoms in rodents. Frontiers in Neurology. 4, 157(2013).
  76. Shultz, S. R., MacFabe, D. F., Foley, K. A., Taylor, R., Cain, D. P. A single mild fluid percussion injury induces short-term behavioral and neuropathological changes in the Long-Evans rat: Support for an animal model of concussion. Behavioural Brain Research. 224 (2), 326-335 (2011).
  77. Sorge, R. E., et al. Olfactory exposure to males, including men, causes stress and related analgesia in rodents. Nature Methods. 11 (6), 629-632 (2014).
  78. van Driel, K. S., Talling, J. C. Familiarity increases consistency in animal tests. Behavioural Brain Research. 159 (2), 243-245 (2005).
  79. Mouzon, B. C., et al. Chronic neuropathological and neurobehavioral changes in a repetitive mild traumatic brain injury model. Annals of Neurology. 75 (2), 241-254 (2014).
  80. Mannix, R., et al. Clinical correlates in an experimental model of repetitive mild brain injury. Annals of Neurology. 74 (1), 65-75 (2013).
  81. Bekhbat, M., et al. Chronic adolescent stress sex-specifically alters central and peripheral neuro-immune reactivity in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 76, 248-257 (2019).
  82. Pyter, L. M., Kelly, S. D., Harrell, C. S., Neigh, G. N. Sex differences in the effects of adolescent stress on adult brain inflammatory markers in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 30, 88-94 (2013).
  83. MacDougall, M. J., Howland, J. G. Acute stress, but not corticosterone, disrupts short-and long-term synaptic plasticity in rat dorsal subiculum via glucocorticoid receptor activation. Cerebral Cortex. 23 (11), 2611-2619 (2013).
  84. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Humana Press. New York, NY. 221-242 (2014).
  85. Ting, J. T., Feng, G. Development of transgenic animals for optogenetic manipulation of mammalian nervous system function: progress and prospects for behavioral neuroscience. Behavioural Brain Research. 255, 3-18 (2013).
  86. Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 118-125 (2008).
  87. Trivino-Paredes, J. S., Nahirney, P. C., Pinar, C., Grandes, P., Christie, B. R. Acute slice preparation for electrophysiology increases spine numbers equivalently in the male and female juvenile hippocampus: a DiI labeling study. Journal of Neurophysiology. 122 (3), 958-969 (2019).
  88. Bowden, J. B., Abraham, W. C., Harris, K. M. Differential effects of strain, circadian cycle, and stimulation pattern on LTP and concurrent LTD in the dentate gyrus of freely moving rats. Hippocampus. 22 (6), 1363-1370 (2012).
  89. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments. (112), e54024(2016).
  90. Pham, L., et al. Mild closed-head injury in conscious rats causes transient neurobehavioral and glial disturbances: a novel experimental model of concussion. Journal of Neurotrauma. 36 (14), 2260-2271 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model urazu w stanie czuwaniaskrawki hipokamparejestracja elektrofizjologicznastosunek impulsów sparowanychdługotrwałe osłabienie synaptycznezakręt zębatykontrolowany udar korowy
Ocena zmian plastyczności synaptycznej przy użyciu modelu łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu w stanie czuwania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.