Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podejście chirurgiczne, wyzwania i rozwiązania dotyczące przeszczepu macicy u szczurów

2.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64757

⸱

14 kwietnia 2023

 ,  ,  ,  , 
1Swiss HPB Laboratory, Department of Visceral & Transplant Surgery, University Hospital Zürich

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje wszystkie niezbędne kroki do udanego przeszczepu macicy (UTx) u szczurów. Model szczurzy okazał się odpowiedni do promowania klinicznej implementacji UTx; jednak UTx szczura jest bardzo złożoną procedurą wymagającą dokładnych instrukcji.

Streszczenie

Transplantacja macicy (UTx) to nowe podejście do leczenia kobiet z absolutną niepłodnością czynnika macicy (AUFI). Szacuje się, że 3%-5% kobiet cierpi na AUFI. Kobiety te były pozbawione możliwości posiadania dzieci aż do nadejścia UTx. Kliniczne zastosowanie UTx było napędzane badaniami eksperymentalnymi na zwierzętach, a pierwsze udane UTx osiągnięto u szczurów. Biorąc pod uwagę ich cechy fizjologiczne, immunologiczne, genetyczne i rozrodcze, szczury są odpowiednim systemem modelowym do takich przeszczepów. W szczególności ich krótki okres ciąży jest wyraźną zaletą, ponieważ zwykle punktem końcowym eksperymentalnego UTx jest udana ciąża z żywym urodzeniem. Największym wyzwaniem dla modeli szczurzych pozostaje mała anatomia, która wymaga zaawansowanych umiejętności i doświadczenia mikrochirurgicznego. Chociaż UTx doprowadził do ciąży w klinice, procedura nie jest ustalona i wymaga ciągłej optymalizacji eksperymentalnej. W tym miejscu przedstawiono szczegółowy protokół, w tym niezbędne rozwiązywanie problemów z UTx szczurów, co ma ułatwić zrozumienie całej procedury osobom bez doświadczenia w tego typu mikrochirurgii.

Wprowadzenie

Transplantacja macicy (UTx) to nowatorska metoda leczenia bezwzględnej niepłodności macicznej (AUFI). AUFI wynika z braku (wrodzonego lub nabytego) lub wady rozwojowej macicy i dotyka 3%-5% kobiet na całym świecie1. Względy etyczne, prawne lub religijne wykluczają adopcję lub macierzyństwo zastępcze dla wielu kobiet, które pragną macierzyństwa, ale cierpią na AUFI2. Dla tych kobiet UTx pozostaje jedyną opcją na założenie własnej rodziny. UTx został zastosowany w klinice, choć z różnym powodzeniem; Procedura jest trudna technicznie i wymaga ciągłego doskonalenia w celu jej klinicznego ustanowienia.

W 2014 roku, pierwsza transplantacja macicy od żywego dawcy (LD) - zakończona udaną ciążą - została przeprowadzona przez pionierską szwedzką grupę Brännström3. Pierwszy poród po UTx od zmarłego dawcy (DD) został zgłoszony w 2016 roku w Brazylii4. Do 2021 r. na całym świecie wykonano ponad 80 UTx, jednak wskaźnik sukcesu wynosił około 50%, a przeszczepy pochodziły z LD dla większości1.

Chociaż nie ratuje życia, UTx jest coraz bardziej popularną procedurą spełniającą pragnienia posiadania własnego potomstwa. W związku z tym zapotrzebowanie na przeszczepy rośnie, co sprawia, że dawstwo DD staje się w przyszłości priorytetem. Jednak dawstwo DD jest skomplikowane ze względu na znacznie dłuższą ekspozycję na zimno (a w przypadku śmierci sercowej również na ciepło), co zwiększa ryzyko dysfunkcji przeszczepu i odrzucenia5,6. Technika chirurgiczna, wymagające dopasowania zgodności i związana z tym immunosupresja pozostają krytycznymi kwestiami dotyczącymi wyników UTx7.

Aby zarządzać powyższymi zagrożeniami w klinice, potrzebne są odpowiednie modele zwierzęce do badania niedokrwienia i immunosupresji. Najbardziej istotnym klinicznie punktem końcowym dla modeli zwierzęcych pozostaje udany poród; Do tej pory ciąże po eksperymentalnym UTx uzyskano u myszy, szczurów, owiec, królików i małp cynomolgus8. Podczas gdy większe zwierzęta są predestynowane do nabywania i optymalizacji technik chirurgicznych, gryzonie mają wyraźną zaletę w postaci krótkich okresów ciąży. Dlatego modele gryzoni są lepsze pod względem praktycznym, finansowym i etycznym9. Jednak głównym wyzwaniem UTx u myszy jest mała anatomia, z bardzo wymagającą operacją związaną z niską odtwarzalnością mysiego UTx10. Natomiast szczury są chirurgicznie bardziej dostępne i zachowują zalety krótkiego czasu ciąży. W związku z tym szczur stał się modelem z wyboru dla UTx9. Wranning i in. wprowadzili szczurzy model ortotopowego UTx w 2008 roku i przy użyciu tego modelu zgłoszono pierwsze żywe poród po UTx i naturalnym kryciu11,12,13. Późniejsze badania miały decydujący wkład w implementację UTx u ludzi9.

Mimo to, UTx pozostaje wyzwaniem u szczurów i jak dotąd tylko kilka grup opanowało tę technikę chirurgiczną. Jedną z istotnych przeszkód w rozprzestrzenianiu się UTx szczurów wśród badaczy jest brak precyzyjnego opisu poszczególnych etapów mikrochirurgii, pułapek i odpowiednich środków rozwiązywania problemów14. Protokół ten ma na celu zapewnienie szczegółowego przewodnika po tej wysoce złożonej procedurze mikrochirurgicznej, aby ułatwić wdrożenie tego modelu zwierzęcego do przyszłych badań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie ze szwajcarskimi federalnymi przepisami dotyczącymi zwierząt i zatwierdzone przez Biuro Weterynaryjne w Zurychu (nr 225/2019), zapewniając opiekę nad ludźmi. Samice dziewiczych szczurów rasy Lewis (masa ciała 170-200 g) i samice dziewiczych szczurów rasy brunatnej (170-200 g) wykorzystano jako dawców/biorców macicy, podczas gdy samce szczurów rasy Lewis (300-320 g) wykorzystano do krycia. Szczury były w wieku od 12 do 15 miesięcy. Zwierzęta pochodziły ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów) i były trzymane w kontrolowanych warunkach i wzbogaconym środowisku ze swobodnym dostępem do wody i standardowego pożywienia.

1. Pobieranie macicy

UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje na temat procedury, zobacz poprzednio opublikowane raporty12,13,15.

  1. Wywołać znieczulenie izofluranem i tlenem w zamkniętym pojemniku z pleksiglasu (14 cm x 25 cm x 13 cm) przez 1-2 minuty (5% obj. izofluranu wO2).
    1. Buprenorfinę podawać podskórnie (0,05 mg/kg) i bupiwakainę (0,5%, 8 mg/kg) podskórnie w okolice planowanego nacięcia brzucha 30 min przed zabiegiem.
    2. Ogol całą skórę brzucha szczura golarką elektryczną.
    3. Użyj taśm, aby utrzymać zwierzę na płycie grzewczej podczas operacji. Nałóż maść na oczy na oba oczy.
    4. Utrzymuj znieczulenie podczas zabiegu za pomocą 2-4% obj. izofluranu w tlenie, podając w sposób ciągły przez mały stożek nosowy.
    5. Monitoruj głębokość znieczulenia według parametrów klinicznych bez specjalistycznych narzędzi (częstość oddechów ~70-120/min - powolny spadek szybkości o 50% jest dopuszczalny podczas znieczulenia; sprawdzanie głębokości znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca; kolor błon śluzowych powinien być różowy, a nie niebieski lub szary)16 i odpowiednio dostosuj stężenie izofluranu.
      UWAGA: Opcjonalnie: częste monitorowanie oddechu podczas operacji jest możliwe z pomocą asystenta.
    6. Potwierdź głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca u nogi.
    7. Oczyść skórę brzucha okrężnymi ruchami trzema naprzemiennymi wacikami z roztworem antyseptycznym i 70% alkoholem. Pozostawić do wyschnięcia.
    8. Umieść sterylną serwetę (patrz tabela materiałów) z oknem brzusznym nad zwierzęciem.
  2. Wykonaj laparotomię pośrodkową.
    1. Otwórz brzuch przez nacięcie o długości 6-8 cm w linii środkowej, zaczynające się 0,5 cm poniżej wyrostka mieczykowatego w kierunku podbrzusza. Użyj skalpela nr 10 do nacięcia skóry i małych ostrych nożyczek do nacięcia linea alba. Nie uszkadzaj wątroby ani pęcherza moczowego.
    2. Przenieś jelita na zewnątrz jamy brzusznej za pomocą bawełnianych wacików, przykryj je delikatnie gazą zwilżoną sterylną solą fizjologiczną i zabezpiecz sterylną plastikową torbą dla lepszej izolacji.
    3. Włóż zwijacze lub klipsy (patrz tabela materiałów) do lewej i prawej ściany brzucha, aby odsunąć mięsień otrzewnowy na bok, a brzuch otwarty, aby uzyskać optymalny dostęp i widoczność macicy i związanych z nią naczyń. Przymocuj klipsy/zwijacze za pomocą taśm.
    4. Zastosuj podgrzaną sól fizjologiczną, aby utrzymać wilgotność pola operacyjnego i jelit oraz uniknąć wysuszenia wnętrzności.
  3. Zbierz prawy róg macicy ze wspólną jamą macicy i szyjką macicy oraz szyjkami naczyniowymi, w tym prawą macicą, wewnętrznymi i wspólnymi naczyniami biodrowymi.
    1. Podwiązywać (poliglaktyna 4/0; patrz tabela materiałów), kauteryzować i odcinać lewy róg macicy przylegający do rozgałęzienia od wspólnej jamy macicy.
    2. Usuń nadmiar tłuszczu otaczającego macicę i pochwę.
      UWAGA: Utrzymuj tłuszcz wokół układu maciczno-naczyniowego.
    3. Wypreparuj pęcherz moczowy w miejscu jego przyczepienia do szyjki macicy z kauteryzacją wszystkich naczyń drenujących i zasilających pęcherz. Podczas kauteryzacji należy zachować odpowiednią odległość między szyjką macicy a pochwą, aby uniknąć niepotrzebnej kauteryzacji na tych dwóch strukturach. W przeciwnym razie zwiększa się ryzyko martwicy przeszczepu.
      UWAGA: Większość manipulacji chirurgicznych powinna dotyczyć pęcherza moczowego. Cofnij lub pociągnij pęcherz doogonowo za pomocą zacisku naczyniowego (patrz Tabela materiałów), aby uzyskać lepszy widok excavatio vesicouterina.
    4. Kauteryzować i odciąć zstępujące naczynia maciczne na poziomie moczowodu jak najbardziej dystalnie do szyjki macicy.
      UWAGA: Utrzymuj mikrokrążenie wokół pochwy i szyjki macicy w jak największym stopniu podczas podziału.
    5. Oddziel część szyjną/pochwową przyszłego przeszczepu od przyczepu doodbytniczego oraz więzadeł przypochwowych i przyszyjkowych.
      UWAGA: Unikaj kauteryzacji pochwy przeszczepu.
    6. Ostrożnie wypreparuj pochwę przez diatermię wokół 2-3 mm ogona szyjki macicy.
      UWAGA: Wewnątrz światła pochwy nie są widoczne kosmki (szyjka macicy).
    7. Zlokalizuj zarówno tętnicę maciczną, jak i żyłę u ich początków. Podwiązywać (poliamid 8/0; patrz Tabela Materiałów), kauteryzować i przecinać naczynia pośladkowe oraz wszystkie naczynia ogonowe naczyń macicy.
      UWAGA: Zwykle możliwe jest bezpośrednie podwiązanie żyły biodrowej wspólnej ogonowej do żyły macicznej.
    8. Przez rozwarstwienie uwolnij wspólne naczynia biodrowe od siebie, od rozwidlenia aorty i żyły głównej aż do podziału naczyń macicy.
      UWAGA: Lepszy dostęp chirurgiczny do tego obszaru można uzyskać, usuwając jeden lub dwa sąsiednie węzły chłonne.
    9. Wyciąć prawy róg macicy 3 mm od jajowodu, po kauteryzacji szypułki macicy na tym samym poziomie. Umożliwia to zespolenie przeszczepionego rogu macicy z górną częścią rogu macicy biorcy.
    10. Ligatury (poliamid 8/0) należy umieścić bezpośrednio wokół prawej tętnicy biodrowej wspólnej i żyły, proksymalnie do rozwidlenia aorty i kawałka. Wykonaj małe nacięcie (0,5-1 mm) w prawej tętnicy biodrowej wspólnej przylegającej do rozwidlenia i wprowadź do światła wygiętą, igłę 30 G lub prostą, igłę 25 G (do zaczerwienienia). Zabezpiecz go ligaturą (poliamid 6/0).
      UWAGA: Kolejną opcją jest dodatkowe zabezpieczenie zaciskiem typu bulldog, aby uniknąć przemieszczenia igły i/lub naczynia.
    11. Rozciąć doogonowo żyłę biodrową wspólną ligatury przy prawej żyle biodrowej wspólnej, aby umożliwić odpływ podczas płukania.
  4. Przepłucz przeszczep, wykonując poniższe czynności.
    1. Przepłukać macicę ręcznie za pomocą strzykawek o pojemności 3 ml z około 9 ml zimnego roztworu Ringera (RHX: Ringer uzupełniony 50 j.m./ml heparyny i 0,4 mg/ml ksylazyny) przy natężeniu przepływu 6 ml/min. Ponownie przepłukać 6 ml roztworu do konserwacji narządów uzupełnionego heparyną (50 j.m./ml) i ksylazyną (0,4 mg/ml) (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Unikaj wysokiego ciśnienia spłukiwania i upewnij się, że igła jest prawidłowo umieszczona.
    2. Usuń przeszczep, gdy tkanka macicy zblednie. Przeciąć doogonowo tętnicę biodrową wspólną ligatury w rozwidleniu aorty brzusznej.
  5. Umieścić przeszczep w schłodzonym roztworze do konserwacji narządów (4 °C) w celu przygotowania i przechowywania na stole przed przeszczepieniem.
  6. Po usunięciu przeszczepu należy poddać zwierzę eutanazji, najpierw ustawiając izofluran na maksimum, a następnie wywołując obustronną odmę opłucnową, a następnie wykrwawianie17.

2. Syngeniczne przeszczepienie macicy

UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje na temat procedury, zobacz poprzednio opublikowane raporty12,13,15.

  1. Wywołać znieczulenie i przygotować zwierzę zgodnie z opisem w kroku 1.1.
    1. Podaj skuteczną analgezję (zgodnie z opisem w kroku 1.1.1) i 200 j.m./kg heparyny drobnocząsteczkowej na 30 minut przed zabiegiem.
  2. Wykonaj laparotomię pośrodkową.
    1. Otwórz brzuch przez nacięcie linii środkowej o długości 6-8 cm, zaczynające się 0,5 cm poniżej wyrostka mieczykowatego w kierunku podbrzusza. Użyj skalpela nr 10 do nacięcia skóry i małych ostrych nożyczek do nacięcia linea alba. Nie uszkadzaj wątroby i pęcherza moczowego.
    2. Przenieś jelito cienkie na zewnątrz jamy brzusznej za pomocą bawełnianych wacików, owiń je sterylną zwilżoną gazą i przykryj sterylną plastikową torbą dla lepszej izolacji.
    3. Włóż zwijacze lub klipsy do lewej i prawej ściany brzucha, aby utrzymać mięsień otrzewnej na bok, a brzuch otwarty, aby uzyskać optymalny dostęp i widoczność macicy i związanych z nią naczyń. Przymocuj klipsy/zwijacze za pomocą taśm.
    4. Zastosuj podgrzaną sól fizjologiczną, aby utrzymać wilgotność pola operacyjnego i jelit oraz uniknąć wysuszenia wnętrzności.
  3. Wykonaj histerektomię z wycięciem i mobilizacją górnej jednej trzeciej pochwy z odbytnicy i pęcherza moczowego.
    1. Kauteryzuj mikrokrążenie wokół macicy, szyjki macicy i pochwy. Wytnij i oddziel macicę od otaczających struktur w pobliżu narządu, aby chronić mikrokrążenie macicy złowrogiej.
    2. Usuń tkankę tłuszczową z otoczenia.
    3. Amputuj lewy róg przez kauteryzację. Po prawej stronie należy zachować 7-8 mm odcinek górnej części macicy do późniejszego zespolenia z przeszczepem macicy.
  4. Wykonaj przeszczep macicy.
    1. Zmobilizuj i oddziel prawe wspólne naczynia biodrowe, od początku naczyń macicy aż do rozwidlenia aorty/kawałka.
    2. Umieść przeszczep w jamie brzusznej. Zawiń przeszczep w gazę nasączoną zimnym roztworem do konserwacji narządów.
      UWAGA: Przeszczep musi być utrzymywany w niskiej temperaturze podczas zespolenia.
    3. Umieść atraumatyczne zaciski naczyniowe na prawej wspólnej żyle biodrowej po każdej stronie, obramowując przyszłe miejsce zespolenia.
      UWAGA: Zmniejsz znieczulenie do 1-1,5% obj. izofluranu, aby dostosować się do nagłego spadku obciążenia wstępnego serca i wynikającego z niego niedociśnienia.
    4. Wytnij szczelinę nieco większą niż otwór żyły przeszczepu w żyle biodrowej wspólnej.
    5. Ustaw żyłę przeszczepu.
    6. Umieścić jeden szew odciągowy (poliamid 10/0; patrz Tabela Materiałów) w każdym rogu szczeliny na prawej żyle biodrowej wspólnej.
      UWAGA: Utrzymuj węzeł szwu w kąciku ogonowym luźno, aby uzyskać lepszą regulację i zapobiec efektom sznurka do torebki.
    7. Podczas zabiegu należy regularnie przepłukiwać obszar zespolenia schłodzonym RHX, aby zapobiec zakrzepicy.
    8. Zespolenie jednej strony żyły przeszczepu z żyłą biorcy za pomocą sześciu do ośmiu pętli ciągłego szwu (Ryc. 1).
      UWAGA: Zacznij od szwu podwieszkowego czaszki (poliamid 10/0) i najpierw zespolej część wejściową naczyń.
    9. W ten sam sposób należy zespoleć drugą stronę naczynia, tym razem zaczynając od zewnątrz.
    10. Zawiązać węzeł na szwie przy sztagu czaszki, a następnie jeden przy szwie przy szwie przy szpilce ogonowej (poliamid 10/0), po zakończeniu zespoleń po obu stronach.
      UWAGA: Dokręcaj szwy ciągłe tylko tak mocno, jak to konieczne, aby zapobiec efektom sznurka do torebki.
    11. Umieść atraumatyczne zaciski naczyniowe na prawej tętnicy biodrowej wspólnej po każdej stronie, obramowując przyszłe miejsce zespolenia.
    12. Wykonać zespolenie tętnicze (tętnica biodrowa prawa wspólna [RCIA] za pomocą 8-10 pętli z użyciem szwów przerywanych (poliamid 10/0).
      UWAGA: Szwy przerywane są łatwiejsze do kontrolowania niż ciągłe (opcjonalnie w technice "rybiego pyska")18. Stałe przepłukiwanie obszaru zespolenia schłodzonym RHX podczas zabiegu pomaga zapobiegać zakrzepicy. W przypadku stosowania szwów ciągłych należy wykonać ten krok analogicznie do zespolenia żylnego.
  5. Wykonaj reperfuzję przeszczepu.
    1. Gdy oba miejsca zespolenia wydają się niewidoczne, a krwawienie zostanie zatrzymane, zwolnij zaciski naczyniowe na naczyniach przeszczepu (Ryc. 2).
    2. Sprawdź przeszczep pod kątem oznak reperfuzji, takich jak zaczerwienienie, wypełnienie żyły lub pulsacja w tętnicy przeszczepu.
    3. Połączyć mankiet dopochwowy przeszczepu ze sklepieniem pochwy biorczyni za pomocą sześciu do siedmiu szw><ów przerywanych wewnątrzświetlnych (poliglaktyna 6/0). UWAGA: Zacznij od pojedynczego szwu w pozycji godziny 12, a następne umieść w pozycji godziny 10 i 1. Dwa szwy na godzinie 9 i 3 powinny być zawiązane za szwami w pierwszym rzędzie19,20.
    4. Zespolenie przeszczepu z rogiem macicy od końca do końca z pozostałym segmentem macicy macicy biorczyni za pomocą pięciu do siedmiu przerwanych szwów (poliamid 7/0).
      UWAGA: Nie przeszywać przez światło.
  6. Zamknij brzuch ciągłym szwem. Użyj poliglaktyny 4/0 do zszycia warstwy mięśniowej oraz poliamidu 6/0 lub klipsów chirurgicznych do ran.
  7. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie w ogrzanej klatce po zakończeniu przeszczepu. Pozostać ze zwierzęciem do czasu, aż odzyska ono zdolność do leżenia mostka, i utrzymywać pojedyncze pomieszczenie aż do pełnego powrotu do zdrowia. Należy zapewnić leczenie przeciwbólowe psotopertaive poprzez podskórne podawanie buprenorfiny (0,05 mg/kg) i odpowiedniego NLPZ, jednak nie wcześniej niż 4-8 godzin po pierwszej dawce znieczulenia. Podawaj buprenorfinę w sposób ciągły w wodzie do picia (1 mg/kg doustnie, 5 ml buprenorfiny w 160 ml wody pitnej (0,3 mg/ml)) przez trzy dni po zabiegu.
  8. Szew skórny usuwa się 10-14 dni po założeniu gwarancji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiono wyniki dwóch grup szczurów. Przeszczep macicy (UTx) przeprowadzono przed (grupa 1, n = 8) i po (grupa 2, n = 8) dostosowaniu protokołu (Tabela 1), aby zademonstrować skutki naszych modyfikacji (zobacz Dyskusja w celu uzyskania wyjaśnień dotyczących naszych modyfikacji)12,15,21.

Wynik przeszczepienia macicy u szczura wiąże się z trzema kluczowymi fazami. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół zawiera szczegółowe instrukcje dotyczące chirurgicznego podejścia do przeszczepu macicy u szczurów. Protokół został zoptymalizowany w celu zwiększenia szans na żywe urodzenia po UTx i późniejszym kryciu. Oryginalny protokół został przejęty z grupy Brännström12,13, zainspirowany pracą Akouri et al.10 na myszach i zmodyfikowany w oparciu o doświadczenia autorów z ostatnich lat. W związku z tym modyfikacje były na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Szwajcarską Narodową Fundację Nauki (grant nr projektu 310030_192736). Serdecznie dziękujemy dr Frauke Seehusen z Instytutu Patologii Weterynaryjnej Uniwersytetu w Zurychu za wsparcie histopatologiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nożyczki kątowe na bok 5 mmFST15008-08
Duży spinacz do papieruBrak konkretnegoUżywany jako zwijacz
Igła do zgięcia G30Unimed S.A.
Bupiwakaina 0,5%Sintetica
Buprenorfina 0,3 mg/mlTemgesic
Dosiernadel G25H.SIGRIST& PARTNER AG
Dumont #5SF KleszczeF.S.T11252-00
Ethilon 10/0Ethicon2810G
Ethilon 6/0Ethicon667H
Ethilon 7/0EthiconEH7446H
Ethilon 8/0Ethicon2808G
Koty norweskie brązowe (150-170 g)Janvier
Femal Lewis Rats (150-170 g)Charles River Deutschland
Drobne nożyczki - SharpFST14060-09Każda inna mała nożyczka też się sprawdza
Mikro uchwyt na igły Halsey FST12500-12Każdy inny mały uchwyt na potrzeby też działa
Heparyna Natrium 25000 I.E./ 5 mlB. Braun
Institute Georges Lopez Roztwór perfuzyjny ( IGL)Instytut Georges LopezRozwiązanie do konserwacji narządów   
Samce szczurów Lewis (300-320 g)Charles River Deutschland
Micro Serrefines 13 mmFST18055-04   
Micro Serrefines 16 mm gebogenFST18055-06
Aplikator zaciskowy Micro-Serrefine z blokadą   FST18056-14   
Mö lnlyncke op towelMö lnlyncke800300Sterylna serweta
NaCl 0,9%B.Braun
OcteniseptSchü lke
Taśma papierowaTesaDo mocowania zwierzęcia
Philips Avent Schneller Flaschenwä rmer SCF358/02Philips12824216
RingerfundinB.Braun
Rompun 2%BayerXylazine
z okrągłymi rękojeściamiFST12075-12
Uchwyty do igieł z okrągłym uchwytemFST12075-12
S& Kleszcze rozszerzające naczynia T - kątowe 45°FST00276-13
Sacryl NahtKRUUSE152575
Scapel No 10Swann Morton201
Mały pojemnik histo-containerKażdy mały pojemnik na histo działa dobrze - do przechowywania przeszczepu w chłodni
Małe plastikowe torbyWszelkie przezroczyste plastikowe torby są w porządku
Sterylny wacik bawełnianyLohmann-RauscherKażdy sterylny wacik bawełniany jest w porządku
Sterylna gazaLohmann-RauscherKażda sterylna gaza jest w porządku
Nożyczki proste 8mmFST15024-10
Mikroskop chirurgiczny – SZX9OlympusOLY-SZX9-B
Sutter Non Stick GLISS 0,4 mmSutter78 01 69 Kleszczyki do wiązania szwów SLS
 FST00272-13
Mata ocieplająca ThermoLuxThermoLux
do skóryWszelkie kleszczyki do tkanek są w porządku
Kleszcze do rozszerzania naczyńFST00125-11
Vicryl  plus 4/0EthiconVCP292H
Uchwyty do igieł Kleszczyki do tkanek

Bibliografia

  1. Richards, E. G., et al. Uterus transplantation: state of the art in 2021. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 38 (9), 2251-2259 (2021).
  2. Jones, B. P., et al. Options for acquiring motherhood in absolute uterine factor infertility; adoption, surrogacy and uterine transplantation. The Obstetrician & Gynaecologist. 23 (2), 138-147 (2021).
  3. Brannstrom, M., et al. The first clinical trial of uterus transplantation: surgical technique and outcome. American Journal of Transplantation. 14, 44(2014).
  4. Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2018).
  5. Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-273 (2017).
  6. O'Donovan, L., Williams, N. J., Wilkinson, S. Ethical and policy issues raised by uterus transplants. British Medical Bulletin. 131 (1), 19-28 (2019).
  7. Kisu, I., et al. Long-term outcome and rejection after allogeneic uterus transplantation in cynomolgus macaques. Journal of Clinical Medicine. 8 (10), 1572(2019).
  8. Ozkan, O., et al. Uterus transplantation: From animal models through the first heart beating pregnancy to the first human live birth. Womens Health. 12 (4), 442-449 (2016).
  9. Favre-Inhofer, A., et al. Involving animal models in uterine transplantation. Frontiers in Surgery. 9, 830826(2022).
  10. El-Akouri, R. R., Wranning, C. A., Molne, J., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Human Reproduction. 18 (10), 2024-2030 (2003).
  11. Sahin, S., Selcuk, S., Eroglu, M., Karateke, A. Uterus transplantation: Experimental animal models and recent experience in humans. Turkish Journal of Obstetrics and Gynecology. 12 (1), 38-42 (2015).
  12. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Diaz-Garcia, C., Brannstrom, M. Pregnancy after syngeneic uterus transplantation and spontaneous mating in the rat. Human Reproduction. 26 (3), 553-558 (2011).
  13. Wranning, C. A., Akhi, S. N., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Uterus transplantation in the rat: Model development, surgical learning and morphological evaluation of healing. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 87 (11), 1239-1247 (2008).
  14. Brannstrom, M., Wranning, C. A., Altchek, A. Experimental uterus transplantation. Human Reproduction Update. 16 (3), 329-345 (2010).
  15. Diaz-Garcia, C., Akhi, S. N., Wallin, A., Pellicer, A., Brannstrom, M. First report on fertility after allogeneic uterus transplantation. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 89 (11), 1491-1494 (2010).
  16. R, E., Brown, M. J., Karas, A. Z. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd edn. , Elsevier. (2008).
  17. Donovan, J., Brown, P. Euthanasia. Current Protocols. , Chapter 1, Unit 1 8(2006).
  18. Rutledge, C., Raper, D. M. S., Abla, A. A. How I do it: superficial temporal artery-middle cerebral artery bypass for flow augmentation and replacement. Acta Neurochirurgica. 162 (8), 1847-1851 (2020).
  19. Kuo, S. C. -H., et al. The multiple-U technique: a novel microvascular anastomosis technique that guarantees everted anastomosis sites with solid intima-to-intima contact. Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (5), 981(2022).
  20. Magee, D. J., Manske, R. C. Pathology and Intervention in Musculoskeletal Rehabilitation. 2nd edn. , Elsevier. 25-62 (2016).
  21. Diaz-Garcia, C., Johannesson, L., Shao, R. J., Bilig, H., Brannstrom, M. Pregnancy after allogeneic uterus transplantation in the rat: perinatal outcome and growth trajectory. Fertility and Sterility. 102 (6), 1545-1552 (2014).
  22. Canovai, E., et al. IGL-1 as a preservation solution in intestinal transplantation: a multicenter experience. Transplant International. 33 (8), 963-965 (2020).
  23. Habran, M., De Beule, J., Jochmans, I. IGL-1 preservation solution in kidney and pancreas transplantation: A systematic review. PLoS One. 15 (4), 0231019(2020).
  24. Mosbah, I. B., et al. IGL-1 solution reduces endoplasmic reticulum stress and apoptosis in rat liver transplantation. Cell Death & Disease. 3 (3), 279(2012).
  25. Wiederkehr, J. C., et al. Use of IGL-1 preservation solution in liver transplantation. Transplantation Proceedings. 46 (6), 1809-1811 (2014).
  26. Tilney, N. L., Guttmann, R. D. Effects of initial ischemia/reperfusion injury on the transplanted kidney. Transplantation. 64 (7), 945-947 (1997).
  27. de Rougemont, O., Dutkowski, P., Clavien, P. A. Biological modulation of liver ischemia-reperfusion injury. Current Opinion in Organ Transplantation. 15 (2), 183-189 (2010).
  28. Jakubauskiene, L., et al. Relaxin and erythropoietin significantly reduce uterine tissue damage during experimental ischemia-reperfusion injury. International Journal of Molecular Sciences. 23 (13), 7120(2022).
  29. Wang, Y., Wu, Y., Peng, S. Resveratrol inhibits the inflammatory response and oxidative stress induced by uterine ischemia reperfusion injury by activating PI3K-AKT pathway. PLoS One. 17 (6), 0266961(2022).
  30. Kisu, I., et al. Risks for donors in uterus transplantation. Reproductive Sciences. 20 (12), 1406-1415 (2013).
  31. Jones, B. P., et al. Uterine transplantation in transgender women. BJOG: an International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 126 (2), 152-156 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model szczuratechniki mikrosurgicalneniep odno z przyczyn macicznychanastomoza naczyniowakonserwacja narz d wt tnica macicznaywe urodzeniatransplantacja eksperymentalnarozwi zywanie problem w chirurgicznych
Podejście chirurgiczne, wyzwania i rozwiązania dotyczące przeszczepu macicy u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.