Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Estrogenopodobny efekt kapsułki Bazi Bushen u szczurów po owariektomii

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64884

⸱

7 kwietnia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hebei Medical University, 2National Key Laboratory of Collateral Disease Research and Innovative Chinese Medicine, 3Key Laboratory of Cardio-Cerebral Vessel Collateral Disease, State Administration of Traditional Chinese Medicine, 4Hebei University of Traditional Chinese Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest protokół pokazujący, że kapsułka Bazi Bushen (BZBS) może regulować szlak sygnałowy RANKL/OPG w modelu gryzoni po owariektomii poprzez efekt podobny do estrogenu.

Streszczenie

To badanie ma na celu pokazanie estrogenopodobnego działania kapsułki Bazi Bushen (BZBS), chińskiego związku ziołowego, u myszy po owariektomii. Samice szczurów Sprague-Dawley (SD) zostały losowo podzielone na sześć grup: grupę pozorowaną, grupę modelową (OVX), grupę progynova i grupy BZBS (1, 2 i 4 d/kg/d). Jajnikomię wykonano u wszystkich szczurów z wyjątkiem tych w grupie pozorowanej. Tomografię mikrokomputerową (mikro-CT), barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E), immunohistochemię i wykrywanie testu immunoenzymatycznego (ELISA) wykonano po 4 miesiącach leczenia BZBS. W rezultacie, w porównaniu z grupą OVX, szczury leczone BZBS wykazywały zwiększoną liczbę i powierzchnię komórek kości beleczkowej i szpiku kostnego oraz zmniejszoną liczbę komórek tłuszczowych. Objętość kości, liczba beleczkowa i grubość beleczkowa prawej kości piszczelowej w grupach leków zwiększyły się, a przestrzeń beleczkowa zmniejszyła się. Poziomy 17β-estradiolu i wapnia w surowicy w grupach przyjmujących leki były podwyższone, ale poziomy fosforu, sklerostyny, β-CTX i TRACP-5b w surowicy były zmniejszone. W grupach, w których leczono leki, stężenie RANKL i sklerostyny było obniżone, natomiast poziom osteoprotegeryny (OPG) był zwiększony. Podsumowując, w protokole tym systematycznie oceniano efekty terapeutyczne i potencjalne mechanizmy molekularne chińskich związków ziołowych u szczurów po owariektomii za pomocą różnych technik.

Wprowadzenie

Osteoporoza pomenopauzalna (PMOP) jest chorobą układu kostnego spowodowaną nieodpowiednią funkcją jajników, zmniejszoną aktywnością estrogenu i zwiększoną aktywnością osteoklastów1, charakteryzujący się niską masą kostną, mikroarchitektonicznym zwyrodnieniem tkanki kostnej i uszkodzeniem beleczki kostnej. PMOP ma skłonność do powodowania złamań i może mieć poważny wpływ na jakość życia pacjentów. Osteoporoza dotyka około 200 milionów ludzi na całym świecie2; około 40% kobiet po menopauzie cierpi na osteoporozę3, a złamania występują u 33% pacjentek z PMOP4. Zmniejszenie estrogenu może prowadzić do stosunkowo zwiększonej aktywności osteoklastów5 i spadku masy kostnej, gdy resorpcja kości przewyższa tworzenie kości. Tak więc aktywacja osteoklastów jest zwykle uważana za oznakę utraty masy kostnej6. Z fizjologicznego punktu widzenia RANKL/OPG służy jako ważny szlak obejmujący przebudowę kości poprzez regulację aktywacji osteoklastów w celu promowania resorpcji kości7. Tymczasem estrogen może również pośredniczyć w tworzeniu i funkcjonowaniu osteoklastów poprzez regulację sygnalizacji RANKL/OPG8.

W ostatnich latach tradycyjna medycyna była coraz częściej stosowana do leczenia różnych chorób z mniejszą liczbą działań niepożądanych i lepszymi rokowaniami9,10. Kapsułka Bazi Bushen (BZBS), tradycyjna medycyna chińska, może być alternatywnym podejściem do zapobiegania i leczenia PMOP. Składa się z Cuscuta, Fructus lycii, Fructus schisandrae, Fructus cnidii, Fructus rosae laevigatae (owoc róży Cherokee), Maliny, Semen Allii Tuberosi, Toosendan fructus, Herba epimedii, Morinda officinalis, Herba cistanches, Rehmannia glutinosa, korzeń cyathuli lekarskiej, żeń-szeń, poroże Pilose i Hippocampus Kelloggi (Tabela 1), zawierający 11 rodzajów fitoestrogenów o działaniu podobnym do hormonów. Poprzednie badanie potwierdziło, że BZBS może opóźnić tworzenie się blaszki miażdżycowej poprzez efekt podobny do estrogenu11, co jest podobne do leczenia osteoporozy estrogenem12. Jednak mechanizmy leżące u podstaw BZBS w zapobieganiu i leczeniu osteoporozy spowodowanej niedoborem estrogenu są niejasne. W związku z tym niniejsze badanie miało na celu sprawdzenie, czy BZBS ma działanie ochronne na kości w osteoporozie szczurów wywołanej owariektomią13,14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Badań na Zwierzętach i Etyki Instytutu Badań Medycznych Hebei Yiling (numer zatwierdzenia: N2020150). 36 samic szczurów Sprague-Dawley (SD) (3 miesiące, o wadze 180-200 g) (patrz tabela materiałów) było karmionych normalnym pokarmem i czystą wodą w nowym centrum oceny leków w Instytucie Badań Medycznych Hebei Yiling i było wystawione na działanie sztucznego światła przez 12 godzin dziennie w pomieszczeniach o kontrolowanej temperaturze (20-26 °C) i wilgotności względnej (40%-70%).

1. Eksperyment na zwierzętach

  1. Podziel szczury losowo na sześć grup, grupę pozorowaną (grupa SHAM, 10 ml/kg/d soli fizjologicznej), grupę modelową (grupa OVX, 10 ml/kg/d soli fizjologicznej), grupę progynova15 grupa (0,2 mg/kg/d), grupę BZBS o niskiej dawce (grupa BZBSL, 1 g/kg/d), grupę BZBSM średniej dawki (grupa BZBSM, 2 g/kg/d) i grupę BZBS o wysokiej dawce (grupa BZBSH, 4 g/kg/d).
    UWAGA: Dawkę w grupie BZBSM oznaczono na podstawie dawek zalecanych dla ludzi i obliczono w następujący sposób: równoważna dawka doświadczalna dla szczurów (mg/kg/d) = dawka dla ludzi (mg/kg)/masa ciała (60 kg) x 6,3.
  2. Stosować odpowiednio 3% i 1,5% izofluranu do indukcji i utrzymania znieczulenia szczura przez cały czas trwania operacji.
    UWAGA: Jeśli szczury nie mrugają, a odruch pedałowania jest nieobecny, potwierdza się odpowiednio głębokość znieczulenia i przeprowadza się utrzymanie znieczulenia szczura.
  3. Usuń sierść z brzucha szczura sterylną maszynką do golenia i zdezynfekuj skórę brzucha szczura za pomocą alternatywnych krążków etanolu i jodu powidonu 3 razy za pomocą sterylnego wacika. Zastosować miejscową analgezję z miejscowym wstrzyknięciem 1,5 mg/kg bupiwakainy po znieczuleniu.
    UWAGA: Metoda dezynfekcji przyjmuje okrągły wzór wyśrodkowany wokół nacięcia i zaczynający się od środka na zewnątrz.
  4. Wykonaj 2-centymetrowe nacięcie linii środkowej na brzuchu szczura sterylnym skalpelem w grupie SHAM i zszyj nacięcie linii środkowej za pomocą szwu chirurgicznego 4-0.
    UWAGA: Najpierw wewnętrzna warstwa mięśniowa jest zszywana szwem wchłanialnym, a zamknięcie zewnętrzne/skórne jest zszywane żyłką. W 10 dniu użyj nożyczek, aby rozciąć żyłkę i użyj pęsety, aby wydobyć żyłkę.
  5. W przypadku szczurów z innych grup należy wyizolować i odsłonić nienaruszony jajnik za pomocą sterylnych kleszczy i podwiązać nasadę jajnika za pomocą szwu chirurgicznego 4-0. Usuń nienaruszony jajnik za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych. Zszyj nacięcie linii środkowej za pomocą szwu chirurgicznego 4-0.
    UWAGA: Wszystkie szczury pooperacyjne umieszczono w izolacji w pojemnikach o temperaturze 37 °C do czasu, aż szczury się obudzą i będą mogły się swobodnie poruszać.
  6. Po 4 miesiącach dożołądkowego podawania wyznaczonych leków (w kroku 1.1) najpierw znieczulij szczura 3% izofluranem, użyj kremu do depilacji, aby usunąć sierść z grzbietu szczura, a następnie zdezynfekuj skórę pachwiny i całej kończyny dolnej za pomocą etanolu i powidonu-jodu 3x sterylnym wacikiem.
    UWAGA: Lek podawano raz dziennie za pomocą 10 cm igły do głębka ze stali nierdzewnej. Dawka zgłębnika była dostosowywana co tydzień w zależności od masy ciała szczurów.
  7. Przetnij i obierz skórę pachwiny, aby odsłonić tętnicę udową za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych i pęsety. Pobrać próbkę krwi z tętnicy udowej za pomocą próżniowej rurki do pobierania krwi, a następnie uciskać, aby zatrzymać krwawienie za pomocą sterylnego wacika. Poddaj szczury eutanazji nadmiernym wdychaniem dwutlenku węgla.
  8. Kontynuuj cięcie i obieranie skóry pachwiny i kończyny dolnej, aby odsłonić nienaruszoną kość piszczelową za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych i pęsety. Po usunięciu kości piszczelowej umyj ją trzykrotnie sterylną solą fizjologiczną i kontynuuj usuwanie nadmiaru tkanki mięśniowej w soli fizjologicznej za pomocą pęsety i nożyczek okulistycznych.
  9. Zdezynfekuj tylną skórę odcinka lędźwiowego L4 za pomocą etanolu i jodu powidonu 3x za pomocą sterylnego wacika. Użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych i pęsety, aby przeciąć skórę pleców i odsłonić odcinek lędźwiowy L4.
  10. Przeciąć górny i dolny kręg lędźwiowy L4 za pomocą rongeur i odciąć kość krzyżową wokół odcinka lędźwiowego L4 sterylnymi nożyczkami chirurgicznymi. Umyj izolowany odcinek lędźwiowy L4 trzykrotnie solą fizjologiczną i kontynuuj usuwanie nadmiaru tkanki mięśniowej w soli fizjologicznej za pomocą pęsety i mikronożyczek.
  11. Przechowuj kość piszczelową i kręg L4 w 10% płynie tkankowym formaliny (patrz tabela materiałów) w temperaturze pokojowej przez 3 dni.
  12. Zapakuj tuszę w specjalny worek na zwłoki i umieść ją w szafce do przechowywania zwłok zwierzęcych.

2. Obrazowanie mikro-tomografii komputerowej16

  1. Naciśnij zielony przycisk zasilania, aby włączyć skaner mikro-CT (patrz Tabela materiałów) i uruchom oprogramowanie, aby podgrzać źródło promieniowania rentgenowskiego.
    UWAGA: Aby uniknąć rozpraszania promieni rentgenowskich, przed rozpoczęciem przesuń wszelkie metalowe przedmioty w pobliże obszaru obrazowania. Badanie mikrotomografią tkanki piszczelowej szczura w kroku 1.11 przy niewystarczającym napromieniowaniu rentgenowskim może mieć wpływ na wyniki. Podczas badania mikrotomografią komputerową kość powinna być wilgotna. Legowisko dla zwierząt należy wyjąć podczas rozgrzewki. Upewnij się, że kluczyk jest ustawiony w pozycji ON na KLUCZYKU BEZPIECZEŃSTWA w lewym dolnym rogu przed przyrządem CT.
  2. Utwórz bazę danych, klikając nową, aby zbudować plik do zapisania danych do uzyskania w następnej kolejności.
  3. Ustaw parametry akwizycji danych w oknie sterowania oprogramowania w następujący sposób: napięcie lampy rentgenowskiej (50 kV); prąd lampy rentgenowskiej CT (100 μA); prąd lampy rentgenowskiej pod napięciem (100 μA); pole widzenia (FOV) (18 mm); brak techniki bramkowania; technika skanowania (wysoka rozdzielczość 4 min).
  4. Umyj piszczel solą fizjologiczną trzy razy i wytrzyj nadmiar wody bibułą filtracyjną. Owiń tkankę piszczelową na łóżku folią z tworzywa sztucznego, aby ustalić jej pozycję. Dostosuj tkankę piszczelową do środka pola obrazowania, obracając przycisk w instrumencie.
  5. Zamknij drzwiczki instrumentu i włącz tryb na żywo. Naciśnij przycisk przechwytywania, aby view tkanka piszczelowa.
  6. Rozpocznij skanowanie, klikając przycisk tomografii komputerowej. Kliknij przycisk Tak, aby utworzyć plik image.
    UWAGA: Po włączeniu promieniowania rentgenowskiego zaświeci się pomarańczowe światło w górnej części przyrządu, a drzwi przesuwne nie otworzą się ze względu na bezpieczeństwo operatora. Po zakończeniu skanowania w oprogramowaniu 2D Viewer pojawi się nowe okno pokazujące zrekonstruowaną oś krzyżową, płaszczyznę koronalną i płaszczyznę strzałkową. Kliknij Wklej do deski kreślarskiej, aby zapisać.
  7. Wyjmij kość piszczelową z legowiska dla zwierząt. Otwórz oprogramowanie Analyze 12.0 i zaimportuj obiektywny obraz CT, klikając Plik > Załaduj > proces. Kliknij opcje Kalkulator obrazów... i Konsola regionu, aby wyświetlić okno dialogowe Podregion.
    1. Kliknij opcję Interaktywny i wybierz kość w obszarze o grubości 2 mm. Kliknij przycisk Zastosuj, aby wybrać opcję Zmień kopię załadowanego woluminu. Na ekranie Analyze 12.0 (Analizuj wersję 12.0) kliknij opcję Apps (Aplikacje), aby wybrać opcję BMA.
    2. Kliknij opcję Kora segmentu i Trabeleczki segmentu, a następnie kliknij opcję Zapisz końcową mapę obiektów. Kliknij opcję Zmierz kość, aby wyświetlić wartość określonych wskaźników parametrów, w tym gęstość mineralną kości (BMD, g/cm3), frakcję objętości kości (objętość tkanki kostnej/objętość tkanki [BV/TV], %), liczbę beleczek kostnych (Tb.N, 1/mm), grubość beleczkowania kości (TB.Th, μm) i stopień separacji beleczkowej (Tb.Sp, μm).
      UWAGA: Mikrotomografia komputerowa nie została wykonana z kręgami L4.

3. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)

  1. Wyjmij próbki kości piszczelowej i kręgów L4 szczura w kroku 1.11 i przechowuj je w 20% roztworze kwasu mrówkowego w celu odwapnienia przez 4 dni.
    UWAGA: 20% roztwór kwasu mrówkowego przygotowuje się przez zmieszanie 2,400 ml roztworu formaldehydu i 600 ml roztworu kwasu mrówkowego.
  2. Umieść przetworzoną próbkę kości piszczelowej i kręgu L4 szczura z kroku 3.1 w pudełku do zatapiania i myj je pod bieżącą wodą przez ponad 6 godzin.
  3. Odwodnić próbki roztworami alkoholu o stężeniu gradientowym (60% etanolu przez 1 godzinę, 70% etanolu przez 1 godzinę, 90% etanolu przez 1 godzinę, 95% etanolu przez 2 godziny i 100% etanolu przez 2 godziny) za pomocą automatycznego procesora tkanek.
  4. Umieść próbki tkanek w ksylenie na 2 godziny, aby stały się przezroczyste. Pod koniec odwadniania przepuszczalne próbki umieścić w wosku parafinowym w temperaturze 60 °C na 3 godziny i zatopić w automatycznym procesorze.
  5. Uzyskać sekcje o wielkości 4 μm za pomocą krajalnicy obrotowej. Umieść skrawki w barwieniu hematoksylinowym na 3-8 minut, a eozynie na 1-3 minuty.
  6. Przenieś poplamione skrawki odpowiednio do czystego alkoholu i ksylenu. Uszczelnij i przymocuj poplamione skrawki neutralną gumą do badania patologicznego pod mikroskopem optycznym.
  7. Zeskanuj wycinki za pomocą skanera do slajdów (patrz tabela materiałów) w 40-krotnym powiększeniu i użyj oprogramowania do przeglądania, aby uzyskać wyniki barwienia H&E całej kości piszczelowej i kręgu L4.

4. Immunohistochemia

  1. Wykonaj pobieranie epitopów indukowanych ciepłem za pomocą skrawków piszczeli 4 μm uzyskanych w kroku 3.5. Dodać odpowiedni bufor do naprawy antygenu (bufor kwasu cytrynowego, pH = 6,0) do pojemnika nadającego się do kuchenki mikrofalowej. Umieść arkusz nośny w pojemniku nadającym się do kuchenki mikrofalowej i umieść pojemnik w kuchence mikrofalowej. Ustawić program tak, aby wstrzymał naprawę antygenu przez 20 minut w temperaturze 98 °C.
  2. Wyjąć pojemnik i płukać wnętrze zimną wodą z kranu przez 10 minut. Zablokować endogenną aktywność peroksydazy nadtlenkiem wodoru (3%H2O2) (patrz Tabela Materiałów), a następnie inkubować plaster przez 15 minut w temperaturze pokojowej.
  3. Umyć skrawki soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (patrz tabela materiałów) trzy razy po 5 minut każda.
  4. Umieścić skrawki w normalnym roztworze blokującym surowicę kozią (patrz tabela materiałów), a następnie inkubować próbki w wilgotnej komorze przez 15 minut w temperaturze pokojowej.
  5. Dodać 200 μl przeciwciała RANKL (1:200) (patrz tabela materiałów), przeciwciała OPG (1:300) (patrz tabela materiałów) i przeciwciało sklerostyny17 (1:200) (patrz tabela materiałów) do próbek plastrów i inkubować przez jedną noc w temperaturze 4 °C w ciemności.
    UWAGA: Sklerostyna jest negatywnym regulatorem wzrostu kości. Jest to wydzielana glikoproteina z C-końcową domeną podobną do węzła cysteinowego i ma sekwencję podobną do rodziny DAN antagonistów białek morfogenetycznych kości17. Białko to nie jest członkiem szlaku RANKL.
  6. Dodać znakowaną biotyną kozią anty-króliczą IgG (patrz Tabela Materiałów) do skrawków i inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 min. Przepłukać skrawki PBS i użyć diaminobenzydyny (DAB) (patrz Tabela Materiałów) do barwienia skrawków przez 3-5 minut w temperaturze pokojowej.
  7. Barwnik skrawków hematoksyliną przez 1-2 min. Po odwodnieniu i wysuszeniu skrawków uszczelnij je neutralną gumą.
  8. Zeskanuj przekroje w 40-krotnym powiększeniu za pomocą skanera do slajdów (patrz Spis materiałów) i uchwyć obrazy cyfrowe za pomocą automatycznego systemu obrazowania mikroskopowego (patrz Spis materiałów).
  9. Otwórz oprogramowanie Imagepro Plus (patrz tabela materiałów).
    1. Kliknij przycisk Plik, aby zaimportować obraz analizy. Kliknij opcję Measure > Calibration (Pomiar Kalibracja > Kalibracja intensywności), aby uzyskać dostęp do korekcji gęstości optycznej. Kliknij kolejno opcje Miara, IOD, Liczba/Rozmiar i Wybierz kolory, aby wyświetlić interfejs segmentacji.
    2. Kliknij opcję Na podstawie histogramu, aby wybrać opcję HIS i kliknij przycisk Załaduj plik. Kliknij przycisk Liczba, aby wygenerować wartość IOD i wartość obszaru.

5. Protokół testu immunoenzymatycznego (ELISA)

  1. Upewnij się, że zestaw ELISA do wykrywania 17β-estradiolu zawiera mikropłytkę pokrytą anty-17β-estradiolem IgG (12 x 8 dołków), 15 ml roztworu zatrzymującego, 22 ml koniugatu 17β-estradiol-HRP, 15 ml roztworu substratu 3,3',5,5' tetrametylobenzydyny (TMB), 50 ml 10x roztworu myjącego, folie przykrywające, uchwyt na paski, kontrolę 17β-estradiolu, i inny gradient stężeń wzorca 17β-estradiolu (patrz tabela materiałów).
  2. Wyjmij zestaw 17β-estradiolu z lodówki i umieść wszystkie odczynniki w temperaturze pokojowej (18-25 °C).
  3. Przygotowanie odczynnika: Rozcieńczyć 10x roztwór myjący wodą dejonizowaną, aby przygotować 1x roztwór myjący. Wymieszaj 50 ml 10x roztworu myjącego z 450 ml wody dejonizowanej, aby uzyskać 500 ml 1x roztworu myjącego.
  4. Wyjmij próbkę surowicy z lodówki i rozmroź ją w temperaturze pokojowej.
  5. Usunąć nadmiar pasków mikromiareczkowania z ramy płytki, umieścić je z powrotem w torebce foliowej zawierającej opakowanie ze środkiem osuszającym, ponownie je zamknąć i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  6. Dodaj 25 μl kontrolnej, wzorcowej lub próbki do każdej z odpowiednich studzienek. Następnie dodaj 200 μl koniugatu 17β-estradiol-HRP do każdego dołka.
  7. Przykryć wszystkie studzienki folią i inkubować płytkę w temperaturze 37 °C przez 2 godziny.
  8. Usuń folię i płyn z każdej studzienki i umyj studzienkę trzykrotnie 300 μl 1x roztworu myjącego.
    UWAGA: Unikać przepełnienia studzienek reakcyjnych. Ponadto czas namaczania między każdym cyklem prania powinien wynosić >5 s. Na koniec ostrożnie usuń pozostały płyn, stukając w paski bibuły przed kolejnym krokiem.
  9. Dodać 100 μl roztworu substratu TMB do każdej studzienki i inkubować w ciemności przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
  10. Dodać 100 μl roztworu zatrzymującego do każdego dołka i delikatnie potrząsać płytką do mikromiareczkowania przez 30 s. Zmierzyć absorbancję próbki przy 450 nm w ciągu 30 minut.
  11. Narysować średnią absorbancję wzorców w zależności od stężenia. Wykreśl krzywą o najlepszym dopasowaniu według wykreślonych punktów.
  12. Odpowiednie wartości stężeń wyrażone w pg/ml należy uzyskać poprzez interpolację wartości próbek na krzywej wzorcowej.
    UWAGA: Pozostałe protokoły wykrywania Ca2+ w surowicy, fosforu, SOST, TRACP-5b i β-CTX są takie same jak pomiar 17β-estradiolu, zgodnie z instrukcjami producenta.

6. Analiza statystyczna

  1. Dane przedstawiono jako średnią ± odchylenie standardowe. Wielokrotne porównania przeprowadzono za pomocą jednoczynnikowej ANOVA, a następnie testu Tukeya. p < 0,05 uznano za statystycznie istotne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Mikrostruktura kości piszczeli została oceniona za pomocą mikro-tomografii komputerowej (micro-CT)
Leczenie szczurów po owariektomii preparatem BZBS znacząco ograniczyło indukowane przez OVX zmiany w strukturze beleczkowej. Jak pokazano na zrekonstruowanych obrazach micro-CT prawej piszczeli (Rysunek 1A,B), kość beleczkowa w grupie OVX wykazała istotny spadek BMD (Rysunek 1C), BV/TV (Rysunek 1D)...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Po wycięciu jajników poziom estrogenów gwałtownie spadł z powodu ciągłego zmniejszania się kości gąbczastej i zwiększonego obrotu kostnego. Zasadniczo, zmniejszone wydzielanie estrogenu po menopauzie może powodować znaczną utratę masy kostnej18, prowadząc do utraty Ca2 + u szczurów po owariektomii19,20. Doniesiono, że przyjmowanie estrogenu może pomóc w powrocie do zdrowia po złamaniu przynasadki u szczurów po owariektomii, a es...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Projekt Doradztwa Strategicznego Chińskiej Akademii Inżynierii: Strategiczne badania nad przeciwstarzeniowym efektem Tradycyjnej Medycyny Chińskiej (Grant No.: 2022-XY-45), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Hebei w Chinach (Grant No.:2022106065), Program Naukowo-Techniczny Hebei, Chiny (Grant No.:22372502D) oraz High-level S&T Innovation and Entrepreneurship Talent Project of Shijiazhuang, Hebei, Chiny (nr grantu: 07202203).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10% neutralna buforowana formalinaProteintech Group, Inc.23408-1AP-100
Zestawy ELISA 17-beta-estradioluProteintech Group, Inc.21933-1-AP
3%H2O2ShanDong LIRCON Medical Technology Incorporated Company20221027
Przeciwciało anty-osteoprotegerynoweAbcamab203061
Kapsułki BazibushenShijiazhuang Yiling Pharmaceutical Co., Ltd.
Biotyna koza anty-królicza IgGAbcamab207995
Zestawy do oznaczania wapniaInstytut Bioinżynierii Nanjing JianchengC004-2-1
DiaminobenzydynaZSGB-BIOZLI-9018
Tabletki walerianianu estradioluWirówka Bayer AG156A
Gene 1580RGENE Co. Ltd. 
Image-Pro PlusMedia CyberneticsIPP 6.0
Mikroskop Leica DM6000B (w pełni zautomatyzowany system mikroskopu pionowego)Leica361715
Normal Kozia surowica Roztwór blokujący VectorLaboratoriesS-1000-20
Zestawy do oznaczania fosforanówInstytut Bioinżynierii Nanjing JianchengC006-1-1
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiServicebio, Wuhan, ChinyCR10201M
System obrazowania mikrotomografii komputerowej Quantum GX2PerkinElmerCLS149276
RANKL królicze przeciwciało poliklonalneElabscience Biotechnology Co. Ltd.E-EL-R3032-96T
Szczur SOST (Sclerostin) Zestaw ELISAElabscience Biotechnology Co., Ltd.E-EL-R1405c-96T
Szczur TRACP-5b (kwasowa fosfataza odporna na winian 5b) Zestaw ELISAAbcamab108667
Szczur & beta;-CTx (Beta Crosslaps) Zestaw ELISAElabscience Biotechnology Co., Ltd.E-EL-R0939c-96T
Przeciwciało poliklonalne królika sklerostynyBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.SCXK(JING)2016-0006
Skaner slajdówHamamatsu Photonics K.K.Nano Zoomer-SQ
Sprague Dawley samice szczurówBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.ZLI-9381
XB2103001GZ422515090077 powiedział:

Bibliografia

  1. Zhai, X., et al. Muscone ameliorates ovariectomy-induced bone loss and receptor activator of nuclear factor-κb ligand-induced osteoclastogenesis by suppressing TNF receptor-associated factor 6-mediated signaling pathways. Frontiers in Pharmacology. 11, 348(2020).
  2. Wang, S., et al. An antioxidant sesquiterpene inhibits osteoclastogenesis via blocking IPMK/TRAF6 and counteracts OVX-induced osteoporosis in mice. Journal of Bone and Mineral Research. 36 (9), 1850-1865 (2021).
  3. Xia, C., et al. Bushenhuoxue formula promotes osteogenic differentiation of growth plate chondrocytes through β-catenin-dependent manner during osteoporosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 127, 110170(2020).
  4. Chen, Y., et al. Shikonin relieves osteoporosis of ovariectomized mice by inhibiting RANKL-induced NF-κB and NFAT pathways. Experimental Cell Research. 394 (1), 112115(2020).
  5. Lorenzo, J. From the gut to bone: connecting the gut microbiota with Th17 T lymphocytes and postmenopausal osteoporosis. The Journal of Clinical Investigation. 131 (5), e146619(2021).
  6. Meng, X., et al. Estrogen-mediated downregulation of HIF-1α signaling in B lymphocytes influences postmenopausal bone loss. Bone Research. 10 (1), 15(2022).
  7. Yue, H., et al. Comparative study of holothurin A and echinoside A on inhibiting the high bone turnover via downregulating PI3K/AKT/β-catenin and OPG/RANKL/NF-κB signaling in ovariectomized mice. Food & Function. 13 (8), 4748-4756 (2022).
  8. Wang, Z., et al. An emerging role of Prevotella histicola on estrogen deficiency-induced bone loss through the gut microbiota-bone axis in postmenopausal women and in ovariectomized mice. The American Journal of Clinical Nutrition. 114 (4), 1304-1313 (2021).
  9. Wang, X., et al. Salidroside, a phenyl ethanol glycoside from Rhodiola crenulata, orchestrates hypoxic mitochondrial dynamics homeostasis by stimulating Sirt1/p53/Drp1 signaling. Journal of Ethnopharmacology. 293, 115278(2022).
  10. Hou, Y., et al. Salidroside intensifies mitochondrial function of CoCl2-damaged HT22 cells by stimulating PI3K-AKT-MAPK signaling pathway. Phytomedicine. 109, 154568(2023).
  11. Huang, D., et al. Bazi Bushen Capsule alleviates post-menopausal atherosclerosis via GPER1-dependent anti-inflammatory and anti-apoptotic effects. Frontiers in Pharmacology. 12, 658998(2021).
  12. Genazzani, A. R., Monteleone, P., Giannini, A., Simoncini, T. Hormone therapy in the postmenopausal years: considering benefits and risks in clinical practice. Human Reproduction Update. 27 (6), 1115-1150 (2021).
  13. Saville, P. D. Changes in skeletal mass and fragility with castration in the rat; a model of osteoporosis. Journal of the American Geriatrics Society. 17 (2), 155-166 (1969).
  14. Huyut, Z., Alp, H. H., Bakan, N., Yıldırım, S., Şekeroğlu, M. R. Stimulating effects of vardenafil, tadalafil, and udenafil on vascular endothelial growth factor, angiogenesis, vitamin D3, bone morphogenic proteins in ovariectomized rats. Archives of Physiology and Biochemistry. 128 (4), 1121-1127 (2020).
  15. Tian, Y., Xu, K. H., Qiao, L. Comparative study of effects of hormonal therapies on the healing of fracture in ovariectomized rats and Rats' endometria. Journal of Sichuan University. Medical Science Edition. 37 (3), 416-420 (2006).
  16. Clark, D. P., Badea, C. T. Micro-CT of rodents: state-of-the-art and future perspectives. Physica Medica. 30 (6), 619-634 (2014).
  17. Xu, C., et al. Sclerostin antibody promotes bone formation through the Wnt/β-catenin signaling pathway in femoral trochlear after patellar instability. Connective Tissue Research. 64 (2), 148-160 (2023).
  18. Shang, Q., et al. Jingui Shenqi pills regulate bone-fat balance in murine ovariectomy-induced osteoporosis with kidney yang deficiency. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine. 2020, 1517596(2020).
  19. Ge, G., et al. Theaflavin-3,3'-digallate promotes the formation of osteoblasts under inflammatory environment and increases the bone mass of ovariectomized mice. Frontiers in Pharmacology. 12, 648969(2021).
  20. Quintero-García, M., et al. Calcium bioavailability of Opuntia ficus-indica Cladodes in an ovariectomized rat model of postmenopausal bone loss. Nutrients. 12 (5), 1431(2020).
  21. Mattix Kramer,, J, H., Grodstein, F., Stampfer, M. J., Curhan, G. C. Menopause and postmenopausal hormone use and risk of incident kidney stones. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (5), 1272-1277 (2003).
  22. Ohlsson, C., et al. The effects of estradiol are modulated in a tissue-specific manner in mice with inducible inactivation of ERα after sexual maturation. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolism. 318 (5), E646-E654 (2020).
  23. Yahiro, Y., et al. BMP-induced Atoh8 attenuates osteoclastogenesis by suppressing Runx2 transcriptional activity and reducing the Rankl/Opg expression ratio in osteoblasts. Bone Research. 8 (1), 32(2020).
  24. Zhu, M., et al. Vinpocetine inhibits RANKL-induced osteoclastogenesis and attenuates ovariectomy-induced bone loss. Biomedicine & Pharmacotherapy. 123, 109769(2020).
  25. Ardawi, M. S. M., et al. High serum sclerostin predicts the occurrence of osteoporotic fractures in postmenopausal women: the Center of Excellence for Osteoporosis Research Study. Journal of Bone and Mineral Research. 27 (12), 2592-2602 (2012).
  26. Bai, S. Y., Chen, Y., Dai, H. W., Huang, L. Effect of sclerostin on the functions and related mechanisms of cementoblasts under mechanical stress. West China Journal of Stomatology. 37 (2), 162-167 (2019).
  27. Wang, T., et al. Therapeutic potential and outlook of alternative medicine for osteoporosis. Current Drug Targets. 18 (9), 1051-1068 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Mikrotomografia komputerowa (mikro-CT)morfologia kościbarwienie hematoksyliną i eozynąimmunohistochemiamarkery metabolizmu kościekspresja RANKLosteoprotegeryna (OPG)
Estrogenopodobny efekt kapsułki Bazi Bushen u szczurów po owariektomii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.