Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Produkcja modyfikowanej surowicy kondycjonowanej autologicznie i ocena ex vivo jej potencjału leczniczego w nabłonku rogówki myszy

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64911

⸱

24 marca 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Education, Chang Gung Memorial Hospital Linkou, 2School of Medicine, Chang Gung University, 3Department of Chemical Engineering and Biotechnology, National Taipei University of Technology, 4Cell Therapy Center, Tri-Service General Hospital, 5Department of General Surgery, Bo-Ai Clinic, 6Department of Ophthalmology, Chang Gung Memorial Hospital Linkou, 7Institute of Clinical Medicine, National Yang Ming Chiao Tung University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje protokół upraszczający proces i obniżający koszty przygotowania autologicznej surowicy kondycjonowanej (ACS). Nie są potrzebne żadne specjalne strzykawki ani szklane kulki powlekane powierzchniowo. Co więcej, zmodyfikowany ACS (mACS) ma przewagę konkurencyjną nad konwencjonalną surowicą autologiczną w gojeniu ran rogówki mysich oczu ex vivo.

Streszczenie

Terapie miejscowe oparte na ludzkiej krwi były dobrodziejstwem dla klinicystów w ostatnich dziesięcioleciach. Surowica autologiczna (AS) i osocze bogatopłytkowe (PRP) są wzbogacone w nabłonkowe czynniki wzrostu, które są niezbędne w gojeniu się ran rogówki. W przeciwieństwie do AS, PRP opiera się na różnicowym systemie wirowania, co daje więcej czynników wzrostu pochodzących z płytek krwi. Surowica kondycjonowana autologicznie (OZW) nie tylko zachowuje przygotowanie AS i PRP, ale także koncentruje się na właściwościach immunomodulujących, które są ważne w chorobach zapalnych.

Brak standardowych protokołów i wysokie koszty przygotowania są ograniczeniami dla klinicznego zastosowania ACS. Ten eksperyment wideo demonstruje standardową procedurę operacyjną przygotowywania zmodyfikowanych kropli do oczu z autologicznej surowicy kondycjonowanej (mACS). Najpierw glicerol dodawano do strzykawek z heparyną jako stabilizator komórek krwi podczas inkubacji niedotlenienia. W celu aktywacji komórek krwi rozpoczęto 4-godzinną inkubację w temperaturze 37 °C. Następnie próbki krwi odwirowywano w ilości 3500 × g przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Po przefiltrowaniu supernatantu przez filtr 0,22 μm, krople do oczu mACS były w pełni przygotowane.

Wstępna próba terapeutycznego efektu mACS wykazała, że może on mieć przewagę konkurencyjną nad konwencjonalnym AS w gojeniu ran rogówki w oczach myszy ex vivo. Zespół Aspergera zastosowany w tym badaniu został przygotowany zgodnie z opublikowanymi badaniami i praktyką kliniczną w naszym szpitalu. W związku z tym skuteczność mACS w chorobach powierzchni oka może zostać oceniona w przyszłych badaniach poprzez badania in vivo na zwierzętach i badania kliniczne.

Wprowadzenie

Terapeutyczne efekty autologicznej surowicy (AS) w chorobach suchego oka zostały po raz pierwszy opisane w latach 80. przez Fox et al.1. Uważa się, że zarówno właściwości smarne, jak i niezbędne nabłonkowe składniki biochemiczne w ZZSK, naśladujące naturalne łzy, korzystnie wpływają na proliferację komórek nabłonka rogówki. W ciągu ostatnich dziesięcioleci przeprowadzono na tej podstawie kilka badań. Składniki troficzne obejmują naskórkowy czynnik wzrostu (EGF), witaminę A, transformujący czynnik wzrostu β (TGF-β) i inne cytokiny. Co ciekawe, serum jest bogate w TGF-β i witaminę A, które uważa się, że odgrywają kluczową rolę w proliferacji naskórka2,3,4,5. Ponadto, podczas leczenia pacjentów z chorobami powierzchni oka, kilka badań wykazało pewne zalety kropli do oczu AS w wynikach zgłaszanych przez pacjentów, innych obiektywnych parametrach suchego oka6,7, oraz wyniki mikroskopowe, takie jak gęstość komórek8. Badania metaanalityczne wykazały, że mogą istnieć pewne korzyści w poprawie zespołów pacjenta za pomocą kropli do oczu z użyciem ZZSK, ale nadal brakuje długoterminowych wyników i obserwacji9,10.

W przeciwieństwie do AS, osocze bogatopłytkowe (PRP) jest uzyskiwane przez dodanie antykoagulantu podczas przygotowania, z dalszym różnicowym wirowaniem i chemiczną aktywacją płytek krwi. W porównaniu z ZZSK w PRP obecne są liczne substancje chemiczne i czynniki wzrostu, takie jak TGF-β, czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) i EGF. Został również zastosowany w chorobach powierzchni oka z korzyściami klinicznymi w łagodzeniu objawów11.

Wzajemne powiązanie między wadami nabłonka a stanem zapalnym jest złożone. Warto zauważyć, że immunopatofizjologia jest kolejnym ważnym zagadnieniem w chorobach powierzchni oka. Uważa się, że cytokiny prozapalne, takie jak IL-1β i IFN-γ, są kluczowymi mediatorami w kaskadach zapalnych12. W ten sposób otwierają się nowe drogi leczenia w oparciu o zrozumienie mechanizmu immunologicznego. Strategie mające na celu zatrzymanie tego procesu zapalnego, w tym produkcja antagonisty receptora interleukiny-1 (IL-1Ra) i innych cytokin przeciwzapalnych, mogą również odgrywać ważną rolę w chorobach powierzchni oka13,14,15.

Od 1998 roku, Orthokine, komercjalizowana surowica autologiczna (ACS), jest stosowana klinicznie u pacjentów ortopedycznych cierpiących na chorobę zwyrodnieniową stawów (OA), reumatoidalne zapalenie stawów (RA) i choroby kręgosłupa13. W porównaniu z AS i PRP, leczenie chemicznie powlekanymi szklanymi kulkami i inkubacja hipoksyjna w celu aktywacji monocytów to specyficzne cechy ACS16. Teoretycznie więcej czynników przeciwzapalnych może być wydzielanych poprzez dodanie stresu przetrwania do komórek, co skutkuje wyższym stężeniem niezbędnych składników immunomodulujących, w tym IL-1Ra. Odnotowano również lepsze korzyści terapeutyczne OZW w chorobie zwyrodnieniowej stawów w porównaniu z ZZSK17. Choroby powierzchni oka mają pod pewnymi względami podobne tło immunologiczne do ortopedycznych chorób zapalnych. W związku z tym, w oparciu o pomyślne wyniki terapii krwiopochodnej ludzkiej krwi w dziedzinie ortopedii, ACS może mieć przewagę nad konwencjonalnymi metodami leczenia w praktyce klinicznej dzięki właściwościom nabłonkowym i immunomodulującym. Chociaż OZW jest szeroko stosowany w ortopedycznych chorobach zapalnych, jego kliniczne zastosowania w okulistyce nadal wymagają zbadania, co może być utrudnione ze względu na jego wysokie koszty, brak wsparcia w literaturze i brak standaryzacji procesu przygotowania, co skutkuje różnorodną wydajnością.

W tym artykule wideo zademonstrowano nowatorską, opłacalną i wygodną metodę generowania zmodyfikowanego ACS (mACS), czyli osocza bogatego w czynniki wzrostu (PRGF), tworząc roztwór kropli do oczu o porównywalnej wartości praktycznej do skomercjalizowanych ACS. Kluczowe idee dodawania antykoagulantów i pobudzania komórek krwi do wydzielania cytokin przeciwzapalnych przez inkubację w stresie zostały zachowane, ale w przeciwieństwie do metod indukowanych chemicznie, takich jak te oparte na kulkach szklanych pokrytych CrSO4 i zestawach komercyjnych, krytyczny stan stresu jest fizycznie indukowany przez inkubację hipoksyjną w tej metodzie. Co więcej, glicerol został dodany, aby zapewnić dodatkowe korzyści, w tym zwiększenie stabilności błony komórek krwi, utrzymanie prawidłowego ciśnienia osmotycznego płynu zewnątrzkomórkowego18 oraz odpowiednie źródło składników odżywczych w warunkach niedotlenienia, które pozwalają uniknąć nadmiernego obciążania komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badania zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi na początku sekcji protokołu. Wszystkie protokoły i procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Deklaracją Helsińską i zostały zweryfikowane i zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Rewizyjną Fundacji Medycznej Chang Gung. Wszyscy ochotnicy zostali poinformowani o charakterze tego badania i podpisali formularz świadomej zgody przed włączeniem ich do badania. Materiały eksploatacyjne wymagane do przeprowadzenia całej procedury eksperymentalnej przedstawiono w Rysunek 1 i Rysunek 2, a także w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie materiałów potrzebnych do produkcji kropli do oczu mACS

  1. Przygotuj 250 ml 10% roztworu glicerolu i trzymaj w pogotowiu zestaw do infuzji 21 g skrzydeł motyla, strzykawkę 3 ml bez igły i sześć 10 ml probówek próżniowych zawierających heparynę 158 jednostek USP (Rysunek 1).
  2. Podłączyć igłę do pobierania krwi 21 G do strzykawki o pojemności 3 ml i pobrać 3 ml 10% roztworu glicerolu do przygotowanej strzykawki.
    UWAGA: Wszystkie materiały muszą zostać wysterylizowane przed wkłuciem igły.
  3. Rozprowadzić kolejno 10% roztwór glicerolu do probówek próżniowych, zawierając około 0,5 ml 10% roztworu glicerolu w każdym (Rysunek 3A).
    UWAGA: Ze względu na podciśnienie w probówce, igła musi wysunąć się natychmiast po włożeniu, aby równomiernie rozprowadzić 3 ml roztworu glicerolu do sześciu probówek.
  4. Wysterylizuj skórę pacjenta sterylnymi wacikami bawełnianymi o stężeniu 75% alkoholu. Nakłuć żyłę powierzchowną kończyn górnych pacjenta igłą do pobierania krwi 18 G. Pobrać łącznie 60-70 ml krwi żylnej z żyły powierzchownej.

2. Przygotowanie do kropli do oczu mACS

  1. Sekwencyjnie wstrzyknąć 10 ml pobranej krwi żylnej do każdej z sześciu probówek próżniowych (Rysunek 3B).
    UWAGA: Ten krok opiera się na podciśnieniu próżni w celu napełnienia rur. Aby uniknąć rozerwania komórek krwi i hemolizy, nie należy stosować nadciśnienia.
  2. Umieść sześć probówek próżniowych w inkubatorze o stałej temperaturze 37 °C na 4 godziny (Rysunek 3C).
    UWAGA: Stan niedotlenienia jest utrzymywany i stabilizowany przez pozostałe podciśnienie w szczelnej rurce, w której podano glicerol.
  3. Po 4 godzinach wyjąć probówki z inkubatora i odwirować je w stężeniu 3 500 × g przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  4. W tym momencie przygotuj materiały do ekstrakcji mACS, w tym wysterylizowane butelki z kroplami do oczu, strzykawkę 3 ml z igłą, filtr 0,22 μm, igłę 18 G i parę sterylnych rękawiczek (Rysunek 2).
    UWAGA: Stół operacyjny należy przetrzeć 75% alkoholem, aby zapewnić aseptyczne środowisko. Supernatant po odwirowaniu jest już półproduktem mACS.
  5. Umieść sześć probówek na stojaku na probówki i otwórz nakrętki po całkowitym odwirowaniu (Rysunek 3D).
    UWAGA: Na tym etapie sterylność nie jest wymagana.
  6. Założyć sterylne rękawiczki i pobrać mACS jeden po drugim za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml z igłą 18 G.
    UWAGA: Uważaj, aby nie narysować dolnej warstwy krwinek podczas tego kroku (Ryc. 3E).
  7. Wyciągnij igłę, podłącz ją do filtra 0,22 μm i podłącz igłę do pobierania krwi 23 G, 1,5 cala z oryginalną strzykawką 3 ml do poniższego wylotu (Rysunek 3F).
  8. Delikatnie przepchnij igłę przez filtr 0,22 μm do przygotowanych sterylnych butelek z kroplami do oczu (Rysunek 3G).
  9. Powtarzaj powyższe kroki, aż wszystkie mACS zostaną przefiltrowane i zapisane w butelkach z kroplami do oczu (Rysunek 3H).
  10. Przechowywać krople do oczu mACS w temperaturze 4 °C do natychmiastowego użycia; przechowywać w temperaturze -20 °C w celu długotrwałego przechowywania.
    UWAGA: Nie przechowuj ich dłużej niż 2 tygodnie w temperaturze 4 °C lub dłużej niż 3 miesiące w temperaturze -20 °C9,19.

3. Model gojenia ran ex vivo mysiego nabłonka rogówki

UWAGA: Poniższy model zwierzęcy ex vivo został oparty na wcześniejszych doświadczeniach z Hung et al. dotyczących mechanicznych urazów nabłonka rogówki20. Poniższe czynności należy wykonać pod mikroskopem, aby stworzyć dobrze opisaną i spójną ranę nabłonka rogówki.

  1. Znieczulenie myszy C57BL/6 za pomocą 3%-4% izofluranu. Wciąć biopsję skóry w środkową rogówkę myszy, pozostawiając płytkie kółko na nabłonku jako jednolity brzeg rany.
    UWAGA: Bądź delikatny, aby uniknąć pęknięcia gałki ocznej.
  2. Oczyścić nabłonek rogówki w potwierdzonym obszarze aż do warstwy Bowmana za pomocą środka do usuwania pierścienia rdzy rogówki wyposażonego w zadzior 0,5 mm.
  3. Aby ustalić zwierzęcy model ex vivo mechanicznej rany rogówki, należy pobrać gałkę oczną i dobrze przygotować hodowlę.
    1. Najpierw poddaj myszy eutanazji, a następnie delikatnie naciśnij górną i dolną krawędź oczodołu myszy, wprowadź końcówkę kleszczy nad przestrzeń zagałkową, a następnie gałkę oczną i przytrzymaj ją za kleszcze.
    2. Przetnij nerw wzrokowy i tkankę miękką okołooczodołową nożyczkami rogówkowymi, aby idealnie odizolować gałkę oczną.
    3. Przygotuj 96-dołkową płytkę z roztopionym woskiem w środku. Szybko utwórz okrągły otwór za pomocą końcówek kleszczy, a następnie poczekaj na zestalenie.
  4. Przygotuj pożywkę do testu: 0,5% mACS, 0,5% AS dla porównania, sól fizjologiczna jako kontrola ujemna i zmodyfikowana pożywka Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco.
    UWAGA: mACS uzyskuje się przy użyciu wyżej wymienionego protokołu.
  5. W przypadku hodowli ex vivo należy umieścić pobraną gałkę oczną na przygotowanej 96-dołkowej płytce. Dodać 200 μl każdej pożywki do płytki 96-dołkowej.
  6. Umieścić 96-dołkową płytkę do hodowli w inkubatorze w temperaturze 37 °C przy 5% CO2 . Upewnij się, że pożywka hodowlana jest wymieniana co 24 godziny.
  7. Aby potwierdzić efekt sekwencyjnego gojenia się rany, należy monitorować obszar rany nabłonkowej pod mikroskopem co 8 godzin za pomocą barwienia fluoresceiną.
    1. Rozpuść fluoresceinę na bibule fluoresceinowej w roztworze soli fizjologicznej.
    2. Upuść barwnik fluoresceinowy na mysią centralną rogówkę, a następnie obserwuj i udokumentuj go pod mikroskopem. Typowy wynik jest pokazany w Rysunek 4.
      UWAGA: Do obserwacji wystarczy jedna kropla (około 0,05 ml) barwnika fluoresceinowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 oraz Rysunek 2 przedstawiają materiały niezbędne do przeprowadzenia eksperymentu, a Rysunek 3 obrazuje kolejne etapy oraz prawidłowo otrzymane produkty pośrednie podczas przygotowywania mACS. Najpierw do każdej sterylnej probówki o pojemności 10 mL dodano 0,5 mL 10% roztworu glicerolu (Rysunek 3A). Następnie od pacjenta pobrano 60–70 mL krwi żylnej, a do każdej probówki wstrzyknięto 10 mL...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym badaniu opisano protokół przygotowania mACS i przedstawiono korzyści płynące ze stosowania kropli do oczu mACS w gojeniu się ran na modelach zwierzęcych. Kluczową modyfikacją tego protokołu mACS jest dodanie około 0,5 ml 10% roztworu glicerolu do każdej probówki, co stwarza odpowiednie warunki niedotlenienia podczas 4-godzinnej inkubacji w temperaturze 37 °C. To ustawienie zapewnia ZA odpowiedni stres i pobudza komórki do wydzielania niezbędnych czynników wzrostu, które pomagają w gojeniu się ran. Filtr 0,22...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy oświadczają, że nie występuje konflikt interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują Ya-Lan Chien i Chia-Ying Lee za doskonałą pomoc techniczną, a także firmie OnLine English za wydanie językowe. Badanie to zostało częściowo sfinansowane przez Chang Gung Medical Research Project (grant nr. CMRPG3L1491).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
  96-dołkowa płytkahodowlana Merck KGaA, NiemcyCLS3997
Barraquer pokrywka speculumkatenaK1-535515 mm
Uchwyt na igły BarraquerKatenaK6-3310bez zamka 
Dziurkacz próżniowy Barron 8,0 mmkatenaK20-2108do cięcia bibuły filtracyjnej
BD 10,0 mL probówki próżniowe zawierające heparynę 158 jednostek USPBecton,Dickinson and Company, US367880Co najmniej 6 probówek, niezbędnych do pobrania krwi do kolejnych eksperymentów i uniknięcia aglutynacji krwi
BD 21 G zestaw do infuzji ze skrzydłami motylaBecton,Dickinson and Company, USA367281Do równomiernego rozprowadzania roztworu glicerolu
myszy C57BL/6 National Laboratory Animal CenterRMRC11005dla modelu myszy
Kleszcze Castroviejo 0,12 mmkatena Wirówka K5-2500
Eppendorf, Niemcy58110004283,500 x g przez 10 minut
Cheng Yi 10,0 ml sterylizowana butelka z zakraplaczem do oczuCheng Yi Chemical, TajwanCP405141Musi być sterylny i jako pojemnik do przechowywania produktu końcowego
Środek do usuwania pierścienia rdzy rogówki z zadziorem 0,5 mmAlgerbrush IITM; Alger Equipment Co., Inc. Lago Vista, TXCHI-675do oczyszczania nabłonka rogówki
Zmodyfikowane minimalne niezbędne podłoże firmy DulbeccoMerck KGaA, NiemcyD6429
Bibuła filtracyjna Toyo Roshi Kaisha, Ltd.1.11
Paski okulistyczne z fluoresceiną sodową U.S.POPTITECHbarwienie na ubytek nabłonka rogówki 
InkubatorFirstek, TajwanS300S37 ° C dla 4 h
Sterylne rękawice Kanam KanamLatex Industries, IndieEN455Do pracy aseptycznej
Merck 0,22 i mikro; m filtrMerck KGaA, NiemcyPR05359Co najmniej 2 filtry do filtracji mACS
Nang Kuang 250 ml 10% roztworu gliceroluNang Kuang Pharmaceutical, Tajwan19496Aby zapewnić odpowiedni efekt stabilizacji błony i zewnątrzkomórkowego ciśnienia osmotycznego dla komórek krwi
Sól fizjologicznaTAIWAN BIOTECH CO., LTD.100-120-1101
Dziurkacz do biopsji skóry 2mmSTIEFEL22650
Mikroskop stereoskopowyCarl Zeiss Meditec, Dublin, CAMikroskop SV11do chirurgii
Terumo 18 G igłaTerumo, TajwanSMACF0120-18BXStrzykawka 3,0 ml z igłą 18 G do ekstrakcji supernatantu po odwirowaniu
Strzykawka Terumo 20,0 mlTerumo, TajwanMDSS20ESMoże być używany do zbierania surowicy po wstępnym odwirowaniu i użycia do wtórnego wirowania.
Strzykawka Terumo 3,0 ml z igłą 23 GTerumo, TajwanMDSS03S2325strzykawka 3,0 ml służy do ekstrakcji supernatantu po odwirowaniu. Następnie podłączyć filtr i igłę 23 G do wstrzykiwań do butelek z kroplami do oczu.
Nożyczki do tenotomii Westcott MediumkatenaK4-3004
OPTFL100

Bibliografia

  1. Fox, R. I., Chan, R., Michelson, J. B., Belmont, J. B., Michelson, P. E. Beneficial effect of artificial tears made with autologous serum in patients with keratoconjunctivitis sicca. Arthritis and Rheumatology. 27 (4), 459-461 (1984).
  2. Noble, B. A., et al. Comparison of autologous serum eye drops with conventional therapy in a randomised controlled crossover trial for ocular surface disease. The British Journal of Ophthalmology. 88 (5), 647-652 (2004).
  3. Bradley, J. C., Bradley, R. H., McCartney, D. L., Mannis, M. J. Serum growth factor analysis in dry eye syndrome. Clinical & Experimental Ophthalmology. 36 (8), 717-720 (2008).
  4. Alshammari, T. M., Al-Hassan, A. A., Hadda, T. B., Aljofan, M. Comparison of different serum sample extraction methods and their suitability for mass spectrometry analysis. Saudi Pharmaceutical Journal. 23 (6), 689-697 (2015).
  5. Tsubota, K., et al. Treatment of dry eye by autologous serum application in Sjögren's syndrome. The British Journal of Ophthalmology. 83 (4), 390-395 (1999).
  6. Urzua, C. A., Vasquez, D. H., Huidobro, A., Hernandez, H., Alfaro, J. Randomized double-blind clinical trial of autologous serum versus artificial tears in dry eye syndrome. Current Eye Research. 37 (8), 684-688 (2012).
  7. Cui, D., Li, G., Akpek, E. K. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 21 (5), 493-499 (2021).
  8. Jirsova, K., et al. The application of autologous serum eye drops in severe dry eye patients; subjective and objective parameters before and after treatment. Current Eye Research. 39 (1), 21-30 (2014).
  9. Pan, Q., Angelina, A., Marrone, M., Stark, W. J., Akpek, E. K. Autologous serum eye drops for dry eye. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2 (2), (2017).
  10. Wang, L., et al. Autologous serum eye drops versus artificial tear drops for dry eye disease: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Ophthalmic Research. 63 (5), 443-451 (2020).
  11. Soni, N. G., Jeng, B. H. Blood-derived topical therapy for ocular surface diseases. The British Journal of Ophthalmology. 100 (1), 22-27 (2016).
  12. Solomon, A., et al. anti-inflammatory forms of interleukin-1 in the tear fluid and conjunctiva of patients with dry-eye disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 42 (10), 2283-2292 (2001).
  13. Meijer, H., Reinecke, J., Becker, C., Tholen, G., Wehling, P. The production of anti-inflammatory cytokines in whole blood by physico-chemical induction. Inflammation Research. 52 (10), 404-407 (2003).
  14. Bielory, B. P., Shah, S. P., O'Brien, T. P., Perez, V. L., Bielory, L. Emerging therapeutics for ocular surface disease. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 16 (5), 477-486 (2016).
  15. Stevenson, W., Chauhan, S. K., Dana, R. Dry eye disease: an immune-mediated ocular surface disorder. Archives of Ophthalmology. 130 (1), 90-100 (2012).
  16. Yang, J., Guo, A., Li, Q., Wu, J. Platelet-rich plasma attenuates interleukin-1β-induced apoptosis and inflammation in chondrocytes through targeting hypoxia-inducible factor-2α. Tissue and Cell. 73, 101646(2021).
  17. Shakouri, S. K., Dolati, S., Santhakumar, J., Thakor, A. S., Yarani, R. Autologous conditioned serum for degenerative diseases and prospects. Growth Factors. 39 (1-6), 59-70 (2021).
  18. Gull, M., Pasek, M. A. The role of glycerol and its derivatives in the biochemistry of living organisms, and their prebiotic origin and significance in the evolution of life. Catalysts. 11 (1), 86(2021).
  19. Drew, V. J., Tseng, C. L., Seghatchian, J., Burnouf, T. Reflections on dry eye syndrome treatment: therapeutic role of blood products. Frontiers in Medicine. 5, 33(2018).
  20. Hung, K. H., Yeh, L. K. Ex vivo and in vivo animal models for mechanical and chemical injuries of corneal epithelium. Journal of Visualized Experiments. (182), e63217(2022).
  21. Geerling, G., Maclennan, S., Hartwig, D. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. The British Journal of Ophthalmology. 88 (11), 1467-1474 (2004).
  22. Rutgers, M., Saris, D. B., Dhert, W. J., Creemers, L. B. Cytokine profile of autologous conditioned serum for treatment of osteoarthritis, in vitro effects on cartilage metabolism and intra-articular levels after injection. Arthritis Research & Therapy. 12 (3), R114(2010).
  23. Antebi, B., et al. Short-term physiological hypoxia potentiates the therapeutic function of mesenchymal stem cells. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 265(2018).
  24. Chen, Y. M., Wang, W. Y., Lin, Y. C., Tsai, S. H., Lou, Y. T. Use of autologous serum eye drops with contact lenses in the treatment of chemical burn-induced bilateral corneal persistent epithelial defects. BioMed Research International. 2022, 6600788(2022).
  25. Diaz-Valle, D., et al. Comparison of the efficacy of topical insulin with autologous serum eye drops in persistent epithelial defects of the cornea. Acta Ophthalmologica. 100 (4), e912-e919 (2022).
  26. Metheetrairut, C., et al. Comparison of epitheliotrophic factors in platelet-rich plasma versus autologous serum and their treatment efficacy in dry eye disease. Scientific Reports. 12 (1), 8906(2022).
  27. NaPier, E., Camacho, M., McDevitt, T. F., Sweeney, A. R. Neurotrophic keratopathy: current challenges and future prospects. Annals of Medicine. 54 (1), 666-673 (2022).
  28. Garcia-Conca, V., et al. Efficacy and safety of treatment of hyposecretory dry eye with platelet-rich plasma. Acta Ophthalmologica. 97 (2), e170-e178 (2019).
  29. Gholian, S., et al. Use of autologous conditioned serum dressings in hard-to-heal wounds: a randomised prospective clinical trial. Journal of Wound Care. 31 (1), 68-77 (2022).
  30. Raeissadat, S. A., Rayegani, S. M., Jafarian, N., Heidari, M. Autologous conditioned serum applications in the treatment of musculoskeletal diseases: a narrative review. Future Science OA. 8 (2), 776(2022).
  31. Tokawa, P. K. A., Brossi, P. M., Baccarin, R. Y. A. Autologous conditioned serum in equine and human orthopedic therapy: A systematic review. Research in Veterinary Science. 146, 34-52 (2022).
  32. Evans, C. H., Chevalier, X., Wehling, P. Autologous conditioned serum. Physical Medicine and Rehabilitation. Clinics of North America. 27 (4), 893-908 (2016).
  33. Coskun, H. S., Yurtbay, A., Say, F. Platelet rich plasma versus autologous conditioned serum in osteoarthritis of the knee: clinical results of a five-year retrospective study. Cureus. 14 (4), e24500(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Gojenie ran rogówkikrople do oczu z surowicyterapie pochodne krwibogatopłytczkowa osoczechoroby powierzchni okaanaliza cytokinwirowanie różnicowe
Produkcja modyfikowanej surowicy kondycjonowanej autologicznie i ocena ex vivo jej potencjału leczniczego w nabłonku rogówki myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.