Artykuł metodologiczny

Wizualizacja metabolitów zidentyfikowanych w metabolomie przestrzennym tradycyjnej medycyny chińskiej przy użyciu DESI-MSI

DOI:

10.3791/64912

⸱

16 grudnia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Tianfu Chinese Medicine Innovation Harbour, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3School of Medical Technology, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4China Resources Sanjiu (Ya’an) Pharmaceutical Co., Ltd.

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu przedstawiono szereg metod przygotowania próbek DESI-MSI z roślin, a procedura instalacji montażu DESI, pozyskiwania i przetwarzania danych MSI jest szczegółowo opisana. Protokół ten może być stosowany w kilku warunkach do pozyskiwania informacji o metabolomie przestrzennym u roślin.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Medyczne zastosowanie tradycyjnej medycyny chińskiej wynika głównie z jej wtórnych metabolitów. Wizualizacja rozmieszczenia tych metabolitów stała się kluczowym zagadnieniem w naukach o roślinach. Obrazowanie za pomocą spektrometrii mas może wyodrębnić ogromne ilości danych i dostarczyć informacji o ich rozkładzie przestrzennym poprzez analizę wycinków tkanek. Ze względu na wysoką przepustowość i większą dokładność, obrazowanie metodą spektrometrii mas z desorpcją i jonizacją (DESI-MSI) jest często stosowane w badaniach biologicznych i tradycyjnej medycynie chińskiej. Jednak procedury stosowane w tych badaniach są skomplikowane i nieprzystępne cenowo. W tym badaniu zoptymalizowaliśmy procedury cięcia i obrazowania DESI oraz opracowaliśmy bardziej opłacalną metodę identyfikacji dystrybucji metabolitów i kategoryzacji tych związków w tkankach roślinnych, ze szczególnym uwzględnieniem tradycyjnych leków chińskich. Badanie będzie promować wykorzystanie DESI w analizie metabolitów i standaryzacji tradycyjnej medycyny chińskiej/medycyny etnicznej w technologiach związanych z badaniami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wizualizacja rozkładu metabolitów stała się kluczowym tematem w nauce o roślinach, zwłaszcza w tradycyjnej medycynie chińskiej, ponieważ odkrywa proces powstawania określonych metabolitów w roślinie. W odniesieniu do Tradycyjnej Medycyny Chińskiej (TCM) dostarcza informacji na temat składników aktywnych i kieruje zastosowaniem części roślinnych w zastosowaniach farmaceutycznych. Zwykle wizualizację metabolitów uzyskuje się za pomocą hybrydyzacji in situ, mikroskopii fluorescencyjnej lub immunohistochemii, jednak liczba związków wykrytych w tych eksperymentach przekazuje ograniczoną informację chemiczną. W połączeniu z barwieniem tkanek, obrazowanie spektrometrią mas (MSI) może dostarczyć dużej ilości danych i dostarczyć informacji o przestrzennym rozkładzie związków poprzez skanowanie i analizowanie wycinków tkanek na poziomie mikronów1. MSI wykorzystuje anality do desorpcji i jonizacji z powierzchni próbki, a następnie do analizy masy powstałych jonów w fazie gazowej i zastosowania oprogramowania do obrazowania w celu zintegrowania informacji i wykreślenia dwuwymiarowego obrazu rejestrującego określoną obfitość jonów. Technologia ta może określać zarówno cząsteczki egzogenne, jak i endogenne, wykrywając charakterystyczny rozkład leków i ich indukowanych metabolitów w tkankach i narządach docelowych2,3,4,5.

W ciągu ostatnich dziesięcioleci rozwinięto różne metody obrazowania MS; najważniejsze z nich to MSI (DESI-MSI) oparte na desorpcji, jonizacji elektrorozpylanej (DESI-MSI), matrycowo wspomagana desorpcja/jonizacja laserowa (MALDI) oraz spektrometria mas jonów wtórnych (SIMS)6. DESI-MSI jest często używany w badaniach biologicznych ze względu na jego działanie w atmosferze, wysoką przepustowość i większą dokładność7. MALDI zastosowano do identyfikacji fragmentu transtyretyny jako potencjalnego nefrotoksycznego biomarkera gentamycyny oraz do analizy dystrybucji neurotoksycznego metabolitu 1-metylo-4-fenylopirydyny po leczeniu 1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydyny w mózgach myszy8,9. MALDI i DESI wykorzystano do określenia składu indukowanych przez lek struktur podobnych do kryształów w nerkach królików, którym podawano dawkę; Struktury te składają się głównie z metabolitów powstałych w wyniku demetylacji i/lub utleniania leku10. Dodatkowo MSI znalazł zastosowanie w lokalizacji metabolicznego rozkładu toksyczności leków w narządach docelowych. Jednak komórki w tkance roślinnej różnią się i różnią się od zwierząt i wymagają specjalnych procedur cięcia.

W roślinach, za pomocą obrazowania MALDI, do tej pory analizowano rozkład różnych związków w łodydze pszenicy (Triticum aestivum), soi (Glycine max), nasionach ryżu (Oryza sativa), kwiatach i korzeniach Arabidopsis thaliana oraz nasionach jęczmienia (Hordeum vulgare)11,12,13,14,15,16,17,18. Ostatnie badania wykazały, że DESI-MSI pojawia się w analizie metabolitów naturalnych leków i produktów, zwłaszcza w TCM, takich jak Ginkgo biloba, Fuzi i Artemisia annua L19,20,21. W tych badaniach protokoły przygotowania próbek materiału roślinnego różnią się, a niektóre wymagają bardziej złożonego sprzętu, takiego jak mikrotom do zamrażania. DESI-MSI ma surowe wymagania dotyczące płaskości powierzchni wykrytej próbki. Podczas analizy narządu lub tkanki zwierzęcia próbka jest zwykle pobierana metodą kriosekcji22. Jednak procedura kriosekcji jest skomplikowana i droższa, a powszechnie stosowana metoda optymalnej temperatury cięcia kleju (OCT) ma silny sygnał podczas obrazowania. Ponadto tkanki lecznicze TCM różnią się; na przykład korzeń szałwii miltiorrhiza, znany po chińsku jako Danshen, jest używany w medycynie, podczas gdy w Zisu (Perilla frutescens) liść jest używany23,24. W związku z tym konieczne jest ulepszenie procedur przygotowywania próbek w celu promowania wykorzystania DESI w analizie metabolitów TCM.

Jako wieloletnie zioło i powszechnie stosowany TCM, S. miltiorrhiza została początkowo odnotowana w najstarszej monografii medycznej, Shennong's Classic of Materia Medica (znanej jako Shennong Bencao Jing w języku chińskim). W tym badaniu zoptymalizowaliśmy procedury cięcia i obrazowania DESI oraz opracowaliśmy bardziej opłacalną metodę identyfikacji dystrybucji i kategoryzacji związków w tkankach S. miltiorrhiza. Metoda ta może również przezwyciężyć wady związane z suchymi tkankami - że zwykle łatwo pękają pod wpływem uderzenia azotu - i sprzyjać rozwojowi TCM. Badanie będzie promować standaryzację TCM/medycyny etnicznej dla technologii związanych z badaniami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie próbki

  1. Zbierz oczyszczone korzenie i liście z 2-letniej rośliny Salvia miltiorrhiza (Rysunek 1A) i bezpośrednio pokrój ręcznie o grubości przekroju około 3-5 mm. Następnie przyklej próbkę do szkiełka mikroskopowego z adhezją za pomocą taśmy dwustronnej (Rysunek 1B).
    UWAGA: Upewnij się, że rozmiar taśmy dwustronnej jest większy niż próbka. Jeśli chusteczki są wysuszone, namocz je w wodzie lub 4% paraformaldehydzie przez noc przed pokrojeniem.
  2. Umieść kolejne szkiełko mikroskopowe nad próbką i owiń dwa szklane szkiełka folią uszczelniającą jak kanapką (Rysunek 1C). Zamrażać próbkę kanapki w temperaturze -80 °C przez co najmniej 4 godziny, a następnie poddać ją działaniu próżni powietrznej przez 2 godziny (Rysunek 1D) z następującymi parametrami ustawienia: temperatura pułapki od -75 do -82 °C i wakuometr od 2,5 do 3,7 Pa.
    UWAGA: Upewnij się, że dwa szkiełka są równoległe podczas owijania folii uszczelniającej, aby powierzchnia próbki pozostała nienaruszona. Jeśli tkanki roślinne mają wysoką zawartość wilgoci, wydłuż czas próżni powietrznej do 3 godzin. Nie przekraczaj 5 godzin, w przeciwnym razie tkanki łatwo pękną.
  3. Przechowywać próbki kanapkowe w temperaturze -80 °C do czasu analizy. Doprowadzić próbki do temperatury pokojowej w eksykatorze, aby uniknąć kondensacji na powierzchni próbki. Następnie poddaj próbkę aplikacji matrycowej.

2. Instalacja urządzenia do jonizacji metodą desorpcji elektrorozpylania (DESI)

  1. Zaimplementować konfigurację detektora i kalibrację masy przyrządu w trybie ESI; przeprowadzić konfigurację detektora przy użyciu leucyny enkefaliny (LE) w roztworze woda-acetonitryl (1:1 v/v) i przeprowadzić kalibrację masy za pomocą mrówczanu sodu (NaFA) w roztworze woda-izopropanol (1:1 v/v).
  2. Wyjmij źródło ESI i zamontuj jednostkę DESI na spektrometrze masowym. Podłącz dopływ gazu N2 do jednostki DESI i ustaw ciśnienie gazu na około 0,5 MPa (Rysunek 2A). Nie ma potrzeby odpowietrzania przyrządu podczas wymiany źródeł.
  3. Napełnij strzykawkę o pojemności 5 ml LE i kwasem mrówkowym w roztworze wodno-metanolowym (1:9 v/v) i podłącz strzykawkę do wysokowydajnej pompy strzykawkowej, aby zapewnić rozpuszczalnik do jonizacji substancji chemicznych w próbce (Rysunek 2B).
  4. Podłącz rozpuszczalnik zapewniający kapilarność do strzykawki i rozpylacza DESI (Rysunek 2C). Rozpuszczalnik zapewniający kapilarę to standardowa kapilara o średnicy wewnętrznej 75 μm i średnicy zewnętrznej 375 μm; jest dość wąski i łatwo blokuje się przez zanieczyszczenia, dlatego rozpuszczalniki używane w procesach skanowania powinny być klasy MS i przefiltrowane przed użyciem, aby zmniejszyć ryzyko zablokowania.
  5. Uruchom pompę strzykawkową i ustaw szybkość zaparzania na 2 μl/min, aby uzyskać stały przepływ i rozpyl rozpuszczalnik (Rysunek 2B). Zakręć zawór gazowyN2, a następnie po około 15 s włącz go; Niewielka kropla rozpuszczalnika zostanie wydmuchana na scenę i można zobaczyć rozpylenie, jeśli przepływ rozpuszczalnika jest w stałym stanie.
  6. Dostosuj położenie opryskiwacza pod względem kąta natrysku, osi XYZ, występu i wysokości (Rysunek 2D). Użyj czerwonych i czarnych znaczników jako odniesień, aby zoptymalizować sygnał spektrometrii mas, aby uzyskać intensywność sygnału powyżej 1 x 105 w trybie czułości (Rysunek 2E).
    1. Występ opryskiwacza jest najważniejszym czynnikiem wpływającym na intensywność sygnału; wyreguluj występ, wymieniając osłonę gazową N2 za pomocą klucza 5 mm. Kierunek natrysku wpływa na jakość obrazu masowego; Obracaj opryskiwacz, aż strumień będzie prosty. Po ustawieniu występu w najlepszej pozycji natężenia sygnału staraj się go nie zmieniać podczas wymiany źródeł.
  7. Po wykonaniu wszystkich powyższych kroków konfiguracja jest gotowa do eksperymentów, a konfiguracja jest zwykle stabilna przez >3 tygodnie użyteczności, obserwowane po początkowej konfiguracji.

3. Akwizycja obrazu DESI-MS

  1. W przypadku DESI-MSI nie należy wykonywać obróbki wstępnej próbki. W przypadku próbek, które zostały już poddane obróbce wstępnej, należy zminimalizować etapy obróbki wstępnej tak bardzo, jak to możliwe. Na przykład niektóre próbki można wykonać tylko z nośnikami montażowymi, więc jeśli to możliwe, usuń nadmiar nośnika z szkiełek.
  2. Zrób zdjęcie próbki na slajdzie (Rysunek 3A). Nie dotykaj powierzchni próbki, aby uniknąć wchłonięcia zanieczyszczeń.
  3. Umieść szkiełko w pozycji płytki na DESI stage. Stolik ma dwie pozycje płyty, A i B; Ważne jest, aby zapamiętać właściwą pozycję. Używaj standardowych prowadnic (75 mm x 25 mm) lub pełnej prowadnicy, w przeciwnym razie prowadnica nie zmieści się w tej pozycji i nie będzie można jej stabilnie utrzymać. Pełna szkiełko (120 mm x 80 mm) może pomieścić do czterech szkiełek, a tym samym ma znacznie większą powierzchnię do eksperymentów.
  4. Otwórz oprogramowanie do masowego przetwarzania obrazu w wysokiej rozdzielczości, ustaw nową płytę w zakładce Acquire i wybierz odpowiednią pozycję płyty (A lub B) oraz typ płyty. Na stronie wyboru obrazu wybierz cztery rogi slajdu, a następnie obraz zostanie automatycznie dostosowany do właściwej orientacji (Rysunek 3A).
  5. Ustaw parametry MS; powszechnie stosowanym typem eksperymentu jest tryb DESI-MS, w którym wykrywany jest tylko jon macierzysty. Przyrząd może używać tylko jednej polaryzacji w jednym eksperymencie; Dlatego wybierz polaryzację jako dodatnią lub ujemną. Aby uzyskać więcej informacji na temat substancji chemicznych w małych ilościach, zastosuj tryb czułości (Rysunek 3B).
  6. Narysuj prostokąt, aby zdefiniować obszar skanowania na karcie Wzór i ustaw rozmiar w pikselach. Ogólnie rzecz biorąc, w trybie DESI-MS należy zachować równe rozmiary X i Y pikseli. Ustaw szybkość skanowania na nie więcej niż 5-krotność rozmiaru piksela (Rysunek 3C).
  7. Zapisz projekt i wyeksportuj arkusz roboczy do oprogramowania do akwizycji spektrometrii mas.
  8. Otwórz oprogramowanie do akwizycji spektrometrii mas, zaimportuj arkusz roboczy i zapisz go jako nową listę próbek. Naciśnij przycisk Start Uruchom, aby rozpocząć skanowanie MSI. Do kolejki eksperymentu można dodać wiele obrazów, importując więcej arkuszy.

4. Przetwarzanie danych DESI-MSI i wizualizacja

  1. Załaduj plik danych próbki do oprogramowania do masowego przetwarzania obrazu i ustaw parametry przetwarzania obrazu DESI (Rysunek 3D). Ponieważ leucyna Enkephalin została użyta do wewnętrznej masy zamka, a masa zamka jest jedynym punktem do określenia polaryzacji eksperymentu, bardzo ważne jest ustawienie prawidłowej masy zamka. Ustaw następujące wartości: dla trybu dodatniego: 556.2772; dla trybu ujemnego: 554.2620.
  2. Możliwe jest zbudowanie listy docelowych substancji chemicznych, w którym to przypadku wynik przetwarzania będzie koncentrował się na substancjach chemicznych znajdujących się na liście docelowej. Załaduj przetworzony plik danych, aby zwizualizować obraz DESI próbki. Kliknij przycisk "Normalizacja", aby znormalizować dane za pomocą chromatografii jonów całkowitych (TIC), aby uzyskać względną intensywność określonej substancji chemicznej do odniesienia, a następnie różne próbki można porównać ze sobą (Rysunek 3E).
  3. Narysuj obszar zainteresowania (ROI) i skopiuj kilka kopii na przykładowym obrazie; Zwrot z inwestycji można uzyskać na różnych obrazach. Wybierz wszystkie ROI i wyeksportuj analizę wielowymiarową (MVA), aby wyodrębnić informacje MS ze wszystkich ROI dla MVA (Rysunek 3F).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół może prowadzić do identyfikacji i dystrybucji związków w próbkach roślinnych. Na obrazie MS określonego m/z kolor każdego pojedynczego piksela reprezentuje względną intensywność m/z, a zatem może być powiązany z naturalnym rozmieszczeniem i obfitością jonów metabolitowych w próbce. Im wyższa obfitość substancji chemicznej w miejscu zbierania, tym jaśniejszy jest kolor. Pasek na rysunku (Rysunek 4A-D) pokazuje gradient kolorów. Tutaj wybraliśmy d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pojawienie się technologii SM otworzyło nowe spojrzenie na badania nad produktami naturalnymi na poziomie molekularnym w ostatnich latach24 . Instrument MS, dzięki wysokiej czułości i wysokiej przepustowości, umożliwia ukierunkowaną i nieukierunkowaną analizę metabolitów w produktach naturalnych, nawet przy stężeniu śladowym25. Dlatego stwardnienie rozsiane jest obecnie szeroko stosowane w dziedzinie chemii tradycyjnej medycyny chińskiej (TCM). Badania jakościowe i ilościow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Syczuan (nr 2022NSFSC0171) oraz Program Talentów Xinglin Uniwersytetu TCM w Chengdu (nr 030058042).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2-PropanolFisherCAS: 67-63-0Acetonitryl klasy HPLC
Sigma-aldrichNumer-75-05-8Szkiełka
mikroskopowe adhezyjneCitotest scientific80312-3161Szkiełka mikroskopowe  mogą przylegać do  próbki 
Chłodzona powietrzem sucha pompa próżniowaEYELAFDU-2110Urządzenie do odkurzania powietrza przy -80° C
Kwas mrówkowyACSF1089 | 64-18-6LC-MS klasa
LE (enkefalina leucynowa)Wody186006013-1LC-MS klasa
MetanolSigma-aldrichNumer-67-56-1LC-MS klasa
Parafilm Bemis Companysc-200288Laboratoryjna folia uszczelniająca
ParaformaldehydSigma-aldrichV900894Odczynnik
Spektrometr masowy Q-Tof z wodami źródłowymi DESISynapt XS
klasy LC-MS

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Buchberger, A. R., DeLaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: a review of emerging advancements and future insights. Analytical Chemistry. 90 (1), 240-265 (2018).
  2. Karlsson, O., Hanrieder, J. Imaging mass spectrometry in drug development and toxicology. Archives of Toxicology. 91 (6), 2283-2294 (2016).
  3. Qiu, Z. -D., et al. Real-time toxicity prediction of Aconitum stewing system using extractive electrospray ionization mass spectrometry. Acta Pharmaceutica Sinica B. 10 (5), 903-912 (2020).
  4. Wang, Z., et al. In situ metabolomics in nephrotoxicity of aristolochic acids based on air flow-assisted desorption electrospray ionization mass spectrometry imaging. Acta Pharmaceutica Sinica B. 10 (6), 1083-1093 (2020).
  5. Jiang, H., Gao, S., Hu, G., He, J., Jin, H. Innovation in drug toxicology: Application of mass spectrometry imaging technology. Toxicology. 464, 153000(2021).
  6. Unsihuay, D., Mesa Sanchez, D., Laskin, J. Quantitative mass spectrometry imaging of biological systems. Annual Review of Physical Chemistry. 72, 307-329 (2021).
  7. Parrot, D., Papazian, S., Foil, D., Tasdemir, D. Imaging the unimaginable: desorption electrospray ionization-imaging mass spectrometry (DESI-IMS) in natural product research. Planta Medica. 84 (9-10), 584-593 (2018).
  8. Meistermann, H., et al. Biomarker discovery by imaging mass spectrometry: transthyretin is a biomarker for gentamicin-induced nephrotoxicity in rat. Molecular & Cellular Proteomics. 5 (10), 1876-1886 (2006).
  9. Kadar, H., et al. MALDI mass spectrometry imaging of 1-methyl-4-phenylpyridinium (MPP+) in mouse brain. Neurotoxicity Research. 25 (1), 135-145 (2014).
  10. Bruinen, A. L., et al. Mass spectrometry imaging of drug related crystal-like structures in formalin-fixed frozen and paraffin-embedded rabbit kidney tissue sections. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (1), 117-123 (2016).
  11. Mullen, A. K., Clench, M. R., Crosland, S., Sharples, K. R. Determination of agrochemical compounds in soya plants by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Communication in Mass Spectrometry. 19 (18), 2507-2516 (2005).
  12. Robinson, S., Warburton, K., Seymour, M., Clench, M., Thomas-Oates, J. Localization of water-soluble carbohydrates in wheat stems using imaging matrix-assisted laser desorption ionization mass spectrometry. New Phytologist. 173 (2), 438-444 (2007).
  13. Yoshimura, Y., Zaima, N., Moriyama, T., Kawamura, Y. Different localization patterns of anthocyanin species in the pericarp of black rice revealed by imaging mass spectrometry. PLoS One. 7 (2), 31285(2012).
  14. Jun, J. H., et al. High-spatial and high-mass resolution imaging of surface metabolites of Arabidopsis thaliana by laser desorption-ionization mass spectrometry using colloidal silver. Analytical Chemistry. 82 (8), 3255-3265 (2010).
  15. Shroff, R., Vergara, F., Muck, A., Svatos, A., Gershenzon, J. Nonuniform distribution of glucosinolates in Arabidopsis thaliana leaves has important consequences for plant defense. Proceeding of the National Academy of Sciences. 105 (16), 6196-6201 (2008).
  16. Vrkoslav, V., Muck, A., Cvacka, J., Svatos, A. MALDI imaging of neutral cuticular lipids in insects and plants. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 21 (2), 220-231 (2010).
  17. Sarsby, J., Towers, M. W., Stain, C., Cramer, R., Koroleva, O. A. Mass spectrometry imaging of glucosinolates in Arabidopsis flowers and siliques. Phytochemistry. 77, 110-118 (2012).
  18. Peukert, M., et al. Spatially resolved analysis of small molecules by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric imaging (MALDI-MSI). New Phytologist. 193 (3), 806-815 (2012).
  19. Li, B., et al. Interrogation of spatial metabolome of Ginkgo biloba with high-resolution matrix-assisted laser desorption/ionization and laser desorption/ionization mass spectrometry imaging. Plant, Cell & Environment. 41 (11), 2693-2703 (2018).
  20. Liu, Y., et al. Unveiling dynamic changes of chemical constituents in raw and processed Fuzi with different steaming time points using desorption electrospray ionization mass spectrometry imaging combined with metabolomics. Frontiers in Pharmacology. 13, 842890(2022).
  21. Liao, B., et al. Allele-aware chromosome-level genome assembly of Artemisia annua reveals the correlation between ADS expansion and artemisinin yield. Molecular Plant. 15 (8), 1310-1328 (2022).
  22. Jones, E. E., Gao, P., Smith, C. D., Norris, J. S., Drake, R. R. Tissue biomarkers of drug efficacy: case studies using a MALDI-MSI workflow. Bioanalysis. 7 (20), 2611-2619 (2015).
  23. Jia, Q., et al. Salvia miltiorrhiza in diabetes: A review of its pharmacology, phytochemistry, and safety. Phytomedicine. 58, 152871(2019).
  24. Zhang, Y., et al. Incipient diploidization of the medicinal plant Perilla within 10,000 years. Nature Communication. 12 (1), 5508(2021).
  25. Tong, Q., et al. Biosynthesis-based spatial metabolome of Salvia miltiorrhiza Bunge by combining metabolomics approaches with mass spectrometry-imaging. Talanta. 238 (2), 123045(2022).
  26. Jarmusch, A. K., Cooks, R. G. Emerging capabilities of mass spectrometry for natural products. Natural Product Reports. 31 (6), 730-738 (2014).
  27. Aksenov, A. A., da Silva, R., Knight, R., Lopes, N. P., Dorrestein, P. C. Global chemical analysis of biology by mass spectrometry. Nature Reviews Chemistry. 1 (7), 1-20 (2017).
  28. Feng, H., Pan, G. X. Application of High Resolution Mass Spectrum in the analysis of the chemical constituents in traditional Chinese drug. Journal of Liaoning University of TCM. 14 (8), 40-42 (2012).
  29. Ho, Y. N., Shu, L. J., Yang, Y. L. Imaging mass spectrometry for metabolites: technical progress, multimodal imaging, and biological interactions. Wiley Interdisciplinary Reviews-Systems Biology and Medicine. 9 (5), (2017).
  30. Hemalatha, R. G., Pradeep, T. Understanding the molecular signatures in leaves and flowers by desorption electrospray ionization mass spectrometry (DESI-MS) imaging. Journal of Agricultural and Food chemistry. 61 (31), 7477-7487 (2013).
  31. Petras, D., Jarmusch, A. K., Dorrestein, P. C. From single cells to our planet-recent advances in using mass spectrometry for spatially resolved metabolomics. Current Opinion in Chemical Biology. 36, 24-31 (2017).
  32. Takats, Z. Mass spectrometry sampling under ambient conditions with desorption electrospray ionization. Science. 306 (5695), 471-473 (2004).
  33. Castaing, R., Slodzian, G. Microanalyse par émission secondaire. Journal of Microscopy. 1, 395-410 (1962).
  34. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular imaging of biological samples: localization of peptides and proteins using MALDI-TOF MS. Analytical Chemistry. 69 (23), 4751-4760 (1997).
  35. Nemes, P., Vertes, A. Laser ablation electrospray ionization for atmospheric pressure, in vivo, and imaging mass spectrometry. Analytical Chemistry. 79 (21), 8098-8106 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Metabolomika przestrzennaobrazowanie spektrometri maswizualizacja metabolit wobrazowanie tkanek ro linnychkriosekcjonowaniemetabolity wt rneprzygotowanie pr bekanaliza wielowymiarowa

Powiązane artykuły