Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Dojrzewanie komórek jajowych w tkance jajnikowej in vitro w celu zachowania płodności

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65255

⸱

17 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Brussels IVF, University Hospital Brussels, Vrije Universiteit Brussel, 2Follicle Biology Laboratory (FOBI), Vrije Universiteit Brussel

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawione tutaj jest dojrzewanie komórek jajowych in vitro (OTO-IVM), dostępna technika w laboratorium medycznego wspomaganego rozrodu (MAR), oferująca realistyczne dodatkowe opcje zachowania płodności pacjentkom, które potrzebują kriokonserwacji tkanki jajnika.

Streszczenie

Witryfikacja dojrzałych oocytów jest standardem opieki mającej na celu zachowanie płodności u kobiet zagrożonych niepłodnością. Jednak kriokonserwacja tkanki jajnikowej (OTC) jest nadal jedyną opcją zachowania płodności u kobiet, które muszą pilnie rozpocząć leczenie gonadotoksyczne lub u dzieci przed okresem dojrzewania. Podczas przygotowania kory jajnika do kriokonserwacji usuwa się tkankę rdzeniową. Rosnące pęcherzyki antralne znajdują się na granicy granicy granicy styku kora-rdzeń jajnika i są pękane podczas tego procesu, uwalniając ich kompleks wzgórko-oocytowy (COC). Poprzez dokładne zbadanie pożywki i rozdrobnionej tkanki rdzeniowej, te niedojrzałe kompleksy wzgórko-oocyty można zidentyfikować bez ingerencji w procedurę OTC. Niedojrzałe oocyty pochodzące z tkanki jajnikowej mogą być z powodzeniem dojrzewane in vitro, tworząc dodatkowe źródło gamet do zachowania płodności. Jeśli OTC jest wykonywany w laboratorium medycznego wspomaganego rozrodu lub w jego pobliżu, wszystkie niezbędne narzędzia do dojrzewania in vitro (IVM) i witryfikacji oocytów mogą być pod ręką. Ponadto, po remisji i życzeniu dziecka, pacjentka ma wiele możliwości przywrócenia płodności: przeszczep tkanki jajnikowej lub transfer zarodka po inseminacji witryfikowanych/ogrzewanych komórek jajowych. W związku z tym dojrzewanie komórek jajowych w warunkach in vitro (OTO-IVM) może być cenną techniką wspomagającą zachowanie płodności.

Wprowadzenie

Opcje zachowania płodności (FP) dla kobiet, które planują leczenie gonadotoksyczne, terapię zmiany płci, lub kobiet, które mają genetyczne predyspozycje do przedwczesnej niewydolności jajników, zależą od stanu zdrowia i wieku pacjentki, dostępnych ram czasowych, rodzaju leczenia, preferencji pacjentki i procedur FP dostępnych w wybranym centrum płodności. Witryfikacja dojrzałych oocytów uzyskanych po stymulacji jajników gonadotropinami i pobraniu komórek jajowych w cyklu laboratoryjnym wspomaganego rozrodu medycznego (MAR) jest uważana za preferowaną opcję dla FP1,2. Jednak w przypadku dziewcząt przed okresem dojrzewania, kobiet, u których wymagane jest pilne rozpoczęcie leczenia gonadotoksycznego lub gonadektomii, lub kobiet z wysokim ryzykiem trwałego braku miesiączki z powodu leczenia gonadotoksycznego, cykl stymulacji jajników gonadotropinami nie jest możliwy, a kriokonserwacja tkanki jajnikowej (OTC), która jest akceptowaną i ważną techniką dla FP1,2, 3, jest jedyną opcją. Celem OTC jest kriokonserwacja tysięcy uśpionych pęcherzyków pierwotnych w tkance kory jajnika, które mogą wznowić wzrost po przeszczepieniu zamrożonej/rozmrożonej tkanki do pozostałego jajnika lub do kieszonki otrzewnowej po dokładnym przeprowadzeniu badań przesiewowych w kierunku minimalnej choroby resztkowej w reprezentatywnych fragmentach tkanki.

Aby uzyskać fragmenty kory mózgowej o grubości 1-2 mm nadające się do kriokonserwacji, miękka tkanka rdzeniowa musi zostać usunięta. Ta tkanka rdzeniowa zazwyczaj pociąga za sobą rosnące pęcherzyki w różnych stadiach rozwoju, które wydostają się ze sztywnej kory jajnika, aby umożliwić ich wzrost i ekspansję4. Przez wiele lat kilka laboratoriów badało potencjał tych oocytów odzyskanych z pęcherzyków znajdujących się w pozostałej tkance rdzenia po przygotowaniu fragmentu kory jajnika przy użyciu dojrzewania in vitro (IVM)5,6,7, określane jako oocyt tkanki jajnikowej IVM (OTO-IVM). Pęcherzyki antralne, nawet te o średnicy mniejszej niż 6 mm, zawierają niedojrzałe oocyty otoczone komórkami wzgórka, które mogą dojrzeć, zapłodnić i rozwinąć się w zdrowe dzieci za pomocą systemu IVM8,9. IVM jest uważany za standard opieki dla kobiet zagrożonych zespołem hiperstymulacji jajników (OHSS), takich jak pacjentki z zespołem policystycznych jajników (PCOS). Jednak w dziedzinie FP dostępne są ograniczone dane dotyczące IVM w przypadkach z przeciwwskazaniem do stymulacji jajników; IVM oocytów pobranych przezpochwowo jest nadal uważany za innowacyjny, a OTO-IVM jest uważany za eksperymentalny2,10. To powiedziawszy, raporty o pierwszych żywych porodach po OTO-IVM11,12,13 podkreślają potencjał stosowania OTO-IVM jako techniki dodatkowej, gdy OTC jest wymagane do FP u pacjentów14.

To badanie dostarcza szczegółów technicznych do wdrożenia OTO-IVM w laboratorium MAR i ilustruje wyniki uzyskane w jednym ośrodku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Obecne badanie OTO-IVM zostało zatwierdzone przez lokalną Komisję Etyczną UZ-Bruksela (dodatek do projektu 2008/068 i projektu 2022/303). Wszyscy pacjenci podpisali pisemną świadomą zgodę. Każdy pacjent był indywidualnie oceniany przez lekarza specjalistę medycyny rozrodu, pielęgniarkę nawigatora i onkologa kierującego w celu skomponowania optymalnego planu leczenia FP, biorąc pod uwagę preferencje pacjenta14. Krótko mówiąc, pacjenci kwalifikujący się do OTC pilnie potrzebują FP i mają mniej niż 36 lat14. Aby połączyć OTC z OTO-IVM, chemio- lub radioterapia nie mogła być stosowana w ciągu 6 miesięcy poprzedzających OTC.

1. Środowisko laboratoryjne i personel

  1. Wykonaj OTC w komorze z przepływem laminarnym klasy A.
  2. Wykonywanie OTC z dwoma operatorami: jeden pracuje aseptycznie w komorze laminalnej, a drugi czyści wszystkie materiały niesterylne za pomocą sprayu odkażającego bakteriobójczego i sporobójczego oraz przekazuje materiały i materiały eksploatacyjne w sposób aseptyczny pierwszemu operatorowi. Przetwarzać korę jajników na pokrywie chłodnicy stołowej (± 4 °C).
  3. Przeprowadzić wyszukiwanie kompleksu wzgórek-oocyty (COC) w drugiej komorze z przepływem laminarnym za pomocą mikroskopu stereoskopowego w laboratorium MAR na podgrzewanym stoliku (37 °C).
  4. Wykonaj pobranie COC z resztek rdzenia (sekcje 3 i 4) i rozpocznij proces IVM (sekcja 5). Jest to wykonywane przez trzeciego operatora.

2. Przygotowanie podłoża

UWAGA: W tej procedurze używanych jest pięć rodzajów nośników (szczegółowo opisanych poniżej): pożywka do obsługi OTC, pożywka do zamrażania OTC, pożywka wyszukiwania, pożywka LAG i pożywka IVM. Podczas przygotowywania pożywek należy pracować aseptycznie w komorze przepływowej, jak opisano w rozdziale 1. Do każdej procedury należy używać nowych, nieotwartych odczynników i utrzymywać sterylność wszystkich materiałów jednorazowego użytku używanych do zapewnienia sterylności wytworzonych pożywek.

  1. Medium do obsługi OTC
    1. Uzupełnij pożywkę L15 Leibovitz o 4 mg/ml albuminy surowicy ludzkiej (HSA), 100 U/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny (patrz tabela materiałów).
    2. Podłoże przeznaczone do stosowania bez recepty należy przechowywać w lodówce do czasu użycia (maksymalnie 2 dni).
      UWAGA: Użyj pożywki dostępnej bez recepty do płukania i przetwarzania tkanki jajnikowej i używaj jej w niskiej temperaturze (0-4 °C).
  2. Zamrażarka OTC
    1. Uzupełnij pożywkę L15 firmy Leibovitz o 1,5 M dimetylosulfotlenku (DMSO) i 4 mg/ml HSA.
    2. Pożywkę zamrażającą bez recepty należy przechowywać w lodówce do czasu użycia (maksymalnie 2 dni).
  3. Search medium
    UWAGA: Pożywka Search (pożywka buforowana przez HEPES do obsługi oocytów) jest dostępna w handlu (patrz Tabela materiałów) i gotowa do użycia. Użyj pożywki wyszukiwania, aby przepłukać filtr i zebrać COC, szukając COC między fragmentami rdzenia (sekcja 4).
    1. Napełnij sześć sterylnych probówek okrągłodennych o pojemności 14 ml 6 ml pożywki wyszukiwania.
    2. Przygotuj 4-dołkowe naczynie z 500 μl pożywki Search pokrytej 350 μl oleju (patrz Tabela Materiałów).
    3. Podgrzewać probówki i 4-dołkowe naczynie w temperaturze 37 °C przez co najmniej 1 godzinę przed przybyciem tkanki jajnika. Pożywki buforowane przez HEPES nie wymagają inkubacji CO2 .
  4. LAG medium
    UWAGA: Dostępny na rynku system IVM (patrz tabela materiałów) składa się z dwóch różnych pożywek: pożywki LAG i pożywki IVM, które należy uzupełnić zgodnie z poniższymi opisami. Pożywka LAG służy do płukania COC, ale może być również stosowana przez 2-3 godzinny okres inkubacji poprzedzający IVM w pożywce IVM, zgodnie z sugestią zawartą w wkładce systemu IVM.
    1. Należy użyć dostępnego na rynku, gotowego do użycia podłoża do płynów LGD (patrz tabela materiałów).
  5. Nośnik IVM
    1. Uzupełnij dostępną na rynku pożywkę IVM o 10 mg / ml HSA, 75 mIU / ml hormonu folikulotropowego (FSH) i 100 mIU / ml ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej (hCG).
    2. Przygotować 4-dołkowe naczynie hodowlane z jednym dołkiem pożywki LAG i trzema dołkami uzupełnionej pożywki IVM: 500 μl pożywki pokrytej 350 μl oleju.
    3. Równowaga szalki przez noc w inkubatorze w temperaturze 37 °C w 6% CO2 i 20% O2 , optymalnym środowisku dla hodowli IVM.

3. Przygotowanie kory jajnikowej

UWAGA: Laparoskopowe usunięcie całego jajnika zostało przeprowadzone zgodnie z opisem Jadoul et al.15.

  1. Po dostarczeniu jajnika do laboratorium należy dwukrotnie umyć jajnik w pożywce dostępnej bez recepty (krok 2.1), przenosząc jajnik na 100-milimetrową szalkę Petriego z pożywką dostępną bez recepty.
  2. Za pomocą skalpela rozetnij jajnik na pół wzdłuż (Ryc. 1A).
  3. Wykonaj kilka nacięć w tkance rdzenia zarówno w pionie, jak iw poziomie za pomocą świeżego skalpela. Unikaj uszkodzenia kory mózgowej. Delikatnie przekłuj twarde pęcherzyki antralne o różnych rozmiarach w rdzeniu za pomocą skalpela, aby uwolnić płyn pęcherzykowy w podłożu dostępnym bez recepty.
  4. Obetnij miękką tkankę rdzenia nożyczkami chirurgicznymi (Ryc. 1B). Ta procedura może potrwać kilka minut.
  5. Umieść skorupę jajnika w nowym naczyniu ze świeżą pożywką dostępną bez recepty podczas procesu przycinania.
  6. Przenieś naczynie z fragmentami rdzenia i uwolnionym płynem pęcherzykowym (Rysunek 1C) do drugiej komory przepływowej, aby rozpocząć poszukiwania COC.
  7. Powtarzaj kroki od 3.4 do 3.6, aż do uzyskania pożądanej grubości (1-2 mm) tkanki kory
    8. .
  8. Pokrój korę na kawałki o wymiarach około 8 mm x 5 mm.
  9. Inkubować kawałki 3 razy kolejno przez 10 minut w około 25 ml pożywki do zamrażania bez recepty (krok 2.2) na 100 mm szalkach Petriego.
  10. Umieść jedną sztukę w 800 μl pożywki do zamrażania bez recepty w kriowalu.
  11. Kriokonserwacja tkanki jajnika przy użyciu protokołu powolnego zamrażania w kriokomorze kontrolowanej przez regulator temperatury (patrz tabela materiałów): od 4 °C do -7 °C przy -2 °C/min, siew ręczny w temperaturze -7 °C, od -7°C do -40 °C przy -0,3 °C/min, od -40 °C do -100 °C przy -10 °C/min, i w temperaturze -100 °C zanurzyć kriowiale w ciekłym azocie i przechowywać je.

4. Szukaj COC

  1. Przygotuj komorę z przepływem laminarnym do wyszukiwania COC.
    1. Ciepłe naczynia hodowlane o średnicy 60 mm na podgrzewanym stoliku pod mikroskopem stereoskopowym w komorze laminarnej.
    2. Umieścić probówki o pojemności 14 ml z 6 ml wstępnie podgrzanej pożywki poszukiwawczej (krok 2.3.1) w podgrzewanym bloku, a podgrzane 4-dołkowe naczynie z pożywką poszukiwawczą umieścić na podgrzewanym stoliku pod mikroskopem w komorze o przepływie laminarnym.
    3. Umieścić sterylny filtr (sitko do komórek, rozmiar oczek 70 μm; patrz tabela materiałów) od dołu do dołu w naczyniu hodowlanym.
    4. Weź szklaną kapilarnę o grubości 290-310 μm: nie używaj mniejszych naczyń włosowatych niż 290-310 μm, aby uniknąć uszkodzenia połączenia oocyt-wzgórek.
    5. Upewnij się, że dostępne są końcówki filtra o pojemności 1 ml i pipeta o pojemności 1 ml.
  2. Pobrać pierwsze naczynie z fragmentami rdzenia z komory laminarnej OTC (4 °C) i jak najszybciej umieścić naczynie na podgrzewanym stoliku (37 °C) w komorze laminarnej IVM.
    UWAGA: Pierwsze naczynie z fragmentami rdzenia i płynem pęcherzykowym może być zanieczyszczone krwią z wypełnionych krwią pęcherzyków owulacyjnych lub unaczynienia samego jajnika. Czerwone krwinki zamazują wyraźne widzenie i komplikują poszukiwanie COC. Zanieczyszczone podłoże musi zostać usunięte w celu wypłukania czerwonych krwinek (patrz krok 4.3).
  3. Usuń zanieczyszczenie krwinek, wykonując poniższe czynności.
    1. Odmierzyć pipetą 2 ml pożywki Search na membranę filtracyjną (sitko komórkowe 70 μm), aby zwilżyć membranę i odłożyć naczynie, które przechwyciło pożywkę, na podgrzany stolik.
    2. Odwróć filtr do góry nogami i umieść go uchwytem przy krawędzi nowego naczynia hodowlanego, tworząc nachylenie z dnem filtra.
    3. Zebrać zanieczyszczoną krwią pożywkę między fragmentami rdzenia za pomocą końcówki o pojemności 1 ml i delikatnie przedmuchać ją na membranę filtracyjną (Rysunek 1D), aby wychwycić COC obecne w zanieczyszczonym podłożu.
    4. Powtarzać krok 4.3.3 aż do usunięcia większości pożywki zanieczyszczonej krwią.
    5. Natychmiast wlej świeżą pożywkę Search na fragmenty rdzenia, aby COC był cały czas zawieszony w pożywce hodowlanej.
    6. Delikatnie przepłukać nachyloną membranę filtracyjną 2 ml pożywki poszukiwawczej, aby wypłukać czerwone krwinki z membrany filtracyjnej.
    7. Umieść filtr od dołu do dołu w nowym naczyniu i wlej 3-4 ml pożywki Search do filtra, aby usunąć COC z membrany filtracyjnej do pożywki wypełniającej naczynie. Wyjmij filtr. Aby upewnić się, że membrana filtra nie wyschnie (i wszelkie możliwe COC, które nie zostały z niej jeszcze wydalone), zanurz filtr od dołu do dołu w pierwszym naczyniu, które zostało użyte do zwilżenia filtra po raz pierwszy.
    8. Natychmiast zbadaj wydalane medium pod kątem COC poprzez oględziny pod mikroskopem stereoskopowym o powiększeniu 10x-50x. Szukaj przezroczystych, półprzezroczystych oocytów z obrzeżem ciemnych, zwartych otaczających komórek wzgórka (Ryc. 1E). Zamieszaj pożywkę w naczyniu i ponownie zbadaj pożywkę.
    9. Wypłucz filtr po raz drugi w nowym naczyniu i sprawdź wydalone podłoże pod kątem COC.
    10. Sprawdź podłoże w naczyniu, w którym zanurzony jest filtr, pod kątem pozostałych COC.
    11. Przenieś COC ze szklaną kapilarą do 4-dołkowej płytki zawierającej pożywkę Search (Rysunek 1E). Trzymaj naczynia na podgrzewanej scenie przez cały czas.
  4. Szukaj między fragmentami rdzenia w poszukiwaniu COC po usunięciu zanieczyszczających krwinek z naczynia fragmentami rdzenia i uzupełnieniu naczynia przezroczystym podłożem wyszukiwania. Użyj szklanej kapilary, aby poruszać się po fragmentach rdzenia i zawiruj pożywkę w naczyniu, aby znaleźć COC. Jeśli podejrzewa się obecność oocytu, należy rozdzielić duże fragmenty rdzenia za pomocą igieł tuberkulinowych na strzykawce o pojemności 1 ml.
  5. Zbierz wszystkie nienaruszone COC w naczyniu 4-dołkowym za pomocą Search medium.
    UWAGA: W typowej procedurze OTC tkanka kory mózgowej jest oddzielana od rdzenia za pomocą trzech kolejnych szalek o średnicy 100 mm, gdzie skorupa jajnika jest przenoszona do nowego naczynia ze świeżą pożywką i gdzie resztki są przenoszone do przepływu IVM w celu wyszukania COC. Zwykle tylko pierwsze danie wymaga usunięcia krwinek; w drugiej i trzeciej szalce występuje mniej fragmentów rdzenia, a poszukiwanie COC odbywa się bezpośrednio między fragmentami i w pożywce.

5. IVM COC

  1. Opłucz COC w czystej studzience za pomocą Search Medium.
  2. Przenieść wstępnie zrównoważoną naczynie do hodowli IVM (4-dołkowe naczynie, które zawiera jedną studzienkę pożywki LAG i trzy studzienki pożywki IVM) z inkubatora do podgrzewanego etapu w komorze przepływowej IVM.
  3. Oznacz naczynie do hodowli IVM zawierające COC informacjami dla pacjenta.
  4. Opłucz COC w pożywce LAG (2-3 s) i umieść je w jednej z trzech studzienek z uzupełnioną pożywką IVM. Hoduj COC w grupach po około 10 COC na studzienkę. Pomiń nagie oocyty - oocyty pozbawione przyczepionych komórek wzgórka - z hodowli, ponieważ wiadomo, że mają one poważnie upośledzony potencjał rozwojowy.
  5. Umieścić naczynie w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 6% CO2 i 20% O2 na 30 godzin.

6. Postępowanie z dojrzałymi oocytami

  1. Usunąć oocyty z otaczających je komórek wzgórka poprzez krótką ekspozycję na 80 j.m. hialuronidazy (patrz tabela materiałów) i delikatne pipetowanie mechaniczne po 30 godzinach IVM.
  2. Zidentyfikuj dojrzałe oocyty przez wytłoczenie pierwszego ciała polarnego.
  3. Zeszklenie lub inseminacja dojrzałych oocytów, w zależności od preferencji pacjentki.
    UWAGA: Jeśli kontrola dojrzewania po 30 godzinach IVM wykracza poza dopuszczalne godziny pracy, czas trwania IVM może zostać skrócony do 28 godzin lub wydłużony do 42 godzin. Jeśli po 30 godzinach uzyska się tylko kilka dojrzałych oocytów, niedojrzałe oocyty można hodować dodatkowo przez noc w oryginalnej studni IVM, pozbawionej komórek wzgórka, i wykorzystać następnego ranka do witryfikacji lub docytoplazmatycznego wstrzyknięcia plemnika (ICSI), gdy osiągną dojrzałość.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W ciągu ostatniej dekady, 98 pacjentkom poddanym resekcji jajników lub biopsji jajników z powodu OTC zaoferowano również OTO-IVM. Przedstawione tutaj wyniki są aktualizacją programu klinicznego opublikowanego wcześniej7,13. Niedojrzałe oocyty uzyskane w trakcie przetwarzania tkanki jajnikowej dojrzewały in vitro, głównie przez 30 godzin. Ze względów praktycznych lub ze względu na niską dojrzałość dopuszczono jednak bardziej elastyczny czas dojrzewania, w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Priorytetem procedury FP jest zawsze manipulacja i zamrożenie kory jajnika zgodnie ze standardowym protokołem operacyjnym, który został zatwierdzony w klinice. Wadą FP jest brak standardowego protokołu dostępnego w opublikowanej literaturze dotyczącej OTC i OTO-IVM. Trudno jest ocenić skuteczność i zasadność technik i adaptacji, ponieważ istnieje duża luka czasowa między zamrażaniem/witryfikacją a rozmrażaniem/ogrzewaniem w warunkach klinicznych. Jeśli zostaną wprowadzone zmiany w protokole OTC w celu zwiększenia wydajno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca została przeprowadzona w laboratorium IVF w Brukseli IVF, Universitair Ziekenhuis of VUB, Bruksela. Autorzy chcieliby podziękować wszystkim członkom zespołu laboratorium IVF w Brukseli za ich wysokie umiejętności, dokładność i elastyczność potrzebne do stworzenia jednostki zajmującej się zachowaniem płodności w laboratorium MAR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1000 &mikro; L końcówki filtrówEppendorf/VWR International613-6780COC search
Chłodnica stołowaFisher Scientific15-350-54Pokrywka chłodnicy stołowej służy do przygotowania tkanki, uchwyt na rurkę chłodnicy stołowej do przechowywania kriowiali z chłodzonym medium zamrażającym
Naczynie do hodowli komórek Corning, bez obróbki, 100 mmCorning/VWR International430591Naczynie do preparacji tkanek jajnikowych
CryoSure-DMSOWAK Chemicals0482Krioprotektant do kriokonserwacji tkanek jajników
CumulaseOrigio/CooperSurgical16125000ARekombinowany ludzki enzym hialuronidazowy do usuwania komórek wzgórka po
IVM Spray odkażający: SuproxMedipure LTDMP016Roztwór dezynfekujący do aseptycznego obchodzenia się z urządzeniem bakteriobójczym i sporobójczym
Skalpele jednorazoweSwann-Morton0511Preparat tkanki jajnikowej
Falcon 14 ml probówka z polistyrenu z okrągłym dnem, z zatrzaskiem, sterylnyFalcon/VWR InternationalBDAA352057Medium 
Sitko Falcon Cell 70 i mikro; mFalcon/VWR International352350Filtr do eliminacji zanieczyszczenia krwinkami czerwonymi i wyszukiwania COC
Kontrola zamarzania Kriokomora i regulator temperatury w ampułkachCryologicCL-8800i    CC60ASMaszyna do powolnego zamrażania
FSH: Menopur 75 IUFerringBE197504Hormon folikulotropowy: Suplement do podłoża IVM
Pipeta manipulacyjna 290-310 i mikro; mVitrolife15538COC search: delikatny transfer COC bez uszkadzania połączenia oocyta-wzgórek komórkowy
hCG: Brevactid 5000 IEFerring5008001036ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej: Suplement do IVM średniej
probówki o wysokim poziomie bezpieczeństwaCryoBioSystem022252kriowialny, zgrzewany do bezpiecznego krioprzechowywania,
rozwiązanie HSAVitrolife10064Albumina surowicy ludzkiej: suplement do pożywki IVM
Leibovitz's L-15 mediumLife Technologies Europe31415-029Pożywka do przygotowania tkanek jajnikowych
System MediCult IVMOrigio/CooperSurgical82214010podłoże do IVM zawierające zarówno pożywkę LAG, jak i IVM. Pożywkę IVM należy uzupełnić zgodnie z opisem w protokole
Nożyczki fino METZENBAUM 140 mmChirurgiczneVIZ08280314Nożyczki średniej wielkości do wstępnego usuwania rdzenia
Naczynia 4-dołkowe Nunc do IVFNunc/VWR International144444Pobieranie COC podczas poszukiwania COC i hodowli IVM
Zapłodnienie Nunc Invitro Szalka Petriego z wentylowaną pokrywą, 60 mm, bez pirogeny, sterylnatermiczna Scientific/VWRNUNC150270Naczynie do wyszukiwania COC
Pożywka do obsługi oocytów: Płuczące podłoże z heparynąOrigio/CooperSurgical10765060Medium wyszukiwania COC
OvoilVitrolife10029olej do hodowli IVM
penicyliny/streptomycynyLife Technologies Europe15140-148Suplement do podłoża do stosowania bez recepty
Nożyczki, zakrzywione, Długa 150 mm, ostrze 20 mmChirurgiczna konserwacjaVIREBST999-SCMałe nożyczki do usuwania resztek rdzenia
pojemnik Konserwacja mieszanina

Bibliografia

  1. Practice Committee of the American Society for Reproductive Medicine. Fertility preservation in patients undergoing gonadotoxic therapy or gonadectomy: a committee opinion. Fertility and Sterility. 112 (6), 1022-1033 (2019).
  2. Anderson, R. A., et al. ESHRE guideline: female fertility preservation. Human Reproduction Open. 2020 (4), (2020).
  3. Karavani, G., et al. Chemotherapy-based gonadotoxicity risk evaluation as a predictor of reproductive outcomes in post-pubertal patients following ovarian tissue cryopreservation. BMC Women's Health. 21 (1), 201(2021).
  4. Fiorentino, G., et al. Biomechanical forces and signals operating in the ovary during folliculogenesis and their dysregulation: implications for fertility. Human Reproduction Update. 29 (1), 1-23 (2023).
  5. Revel, A., et al. Oocyte collection during cryopreservation of the ovarian cortex. Fertility and Sterility. 79 (5), 1237-1239 (2003).
  6. Fasano, G., Moffa, F., Dechène, J., Englert, Y., Demeestere, I. Vitrification of in vitro matured oocytes collected from antral follicles at the time of ovarian tissue cryopreservation. Reproductive Biology and Endocrinology. 9, 150(2011).
  7. Segers, I., et al. In vitro maturation (IVM) of oocytes recovered from ovariectomy specimens in the laboratory: a promising "ex vivo" method of oocyte cryopreservation resulting in the first report of an ongoing pregnancy in Europe. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1221-1231 (2015).
  8. Guzman, L., et al. Developmental capacity of in vitro-matured human oocytes retrieved from polycystic ovary syndrome ovaries containing no follicles larger than 6 mm. Fertility and Sterility. 98 (2), e1-2 (2012).
  9. Mackens, S., et al. Outcome of in-vitro oocyte maturation in patients with PCOS: does phenotype have an impact. Human Reproduction. 35 (10), 2272-2279 (2020).
  10. Practice Committees of the American Society for Reproductive Medicine, the Society of Reproductive Biologists and Technologists, and the Society for Assisted Reproductive Technology. In vitro maturation: a committee opinion. Fertility and Sterility. 115 (2), 298-304 (2021).
  11. Prasath, E. B., et al. First pregnancy and live birth resulting from cryopreserved embryos obtained from in vitro matured oocytes after oophorectomy in an ovarian cancer patient. Human Reproduction. 29 (2), 276-278 (2014).
  12. Uzelac, P. S., Delaney, A. A., Christensen, G. L., Bohler, H. C. L., Nakajima, S. T. Live birth following in vitro maturation of oocytes retrieved from extracorporeal ovarian tissue aspiration and embryo cryopreservation for 5 years. Fertility and Sterility. 104 (5), 1258-1260 (2015).
  13. Segers, I., et al. Live births following fertility preservation using in-vitro maturation of ovarian tissue oocytes. Human Reproduction. 35 (9), 2026-2036 (2020).
  14. Delattre, S., et al. Combining fertility preservation procedures to spread the eggs across different baskets: a feasibility study. Human Reproduction. 35 (11), 2524-2536 (2020).
  15. Jadoul, P., et al. Laparoscopic ovariectomy for whole human ovary cryopreservation: technical aspects. Fertility and Sterility. 87 (4), 971-975 (2007).
  16. Vilela, J. dM. V., Dolmans, M. M., Amorim, C. A. Ovarian tissue transportation: a systematic review. Reproductive Biomedicine Online. 42 (2), 351-365 (2021).
  17. Vanhoutte, L., Cortvrindt, R., Nogueira, D., Smitz, J. Effects of chilling on structural aspects of early preantral mouse follicles. Biology of Reproduction. 70 (4), 1041-1048 (2004).
  18. Arav, A., Zvi, R. Do chilling injury and heat stress share the same mechanism of injury in oocytes. Molecular and Cellular Endocrinology. 282 (1-2), 150-152 (2008).
  19. Nikiforov, D., et al. Improving the maturation rate of human oocytes collected ex vivo during the cryopreservation of ovarian tissue. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (4), 891-904 (2020).
  20. Vuong, L. N., et al. Live births after oocyte in vitro maturation with a prematuration step in women with polycystic ovary syndrome. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (2), 347-357 (2020).
  21. Kirillova, A., et al. Improved maturation competence of ovarian tissue oocytes using a biphasic in vitro maturation system for patients with gynecological malignancy: a study on sibling oocytes. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 38 (6), 1331-1340 (2021).
  22. Segers, I., et al. In Vitro Maturation (IVM) culture conditions: the effect of oxygen tension and medium volume. Human Reproduction. 32, 126-127 (2017).
  23. De Munck, N., Santos-Ribeiro, S., Stoop, D., Van de Velde, H., Verheyen, G. Open versus closed oocyte vitrification in an oocyte donation programme: a prospective randomized sibling oocyte study. Human Reproduction. 31 (2), 377-384 (2016).
  24. Anderson, R. A., McLaughlin, M., Wallace, W. H. B., Albertini, D. F., Telfer, E. E. The immature human ovary shows loss of abnormal follicles and increasing follicle developmental competence through childhood and adolescence. Human Reproduction. 29 (1), 97-106 (2014).
  25. Karavani, G., et al. Age-dependent in vitro maturation efficacy of human oocytes-is there an optimal age. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 667682(2021).
  26. Bourg, M., et al. Is in vitro maturation of oocytes retrieved ex vivo from ovarian tissue an effective fertility preservation technique in the presence of organic ovarian cysts. European Journal of Obstetrics and Gynecology and Reproductive Biology. 281, 87-91 (2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Kriokonserwacja tkanki jajnikakompleks oocyt-komórki cumuluspęcherzyki antralnewitryfikacja oocytówprzygotowanie kory jajnikatransplantacja tkanki jajnikatransfer zarodka

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.