Ten protokół opisuje model krążenia pozaustrojowego (CPB) u noworodków świń, z zatrzymaniem krążenia i krążenia jako narzędzie do badania poważnych uszkodzeń mózgu i innych powikłań wtórnych do CPB.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Dziecięcy zwierzęcy model pozaustrojowej resuscytacji krążeniowo-oddechowej po przedłużonym zatrzymaniu krążenia
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wrodzona wada serca (CHD) jest najbardziej rozpowszechnioną wadą wrodzoną, dotykającą około miliona urodzeń rocznie na całym świecie. Kompleksowe badanie tej choroby wymaga odpowiednich i zwalidowanych modeli zwierzęcych. Prosięta są powszechnie wykorzystywane do badań translacyjnych ze względu na ich analogiczną anatomię i fizjologię. Praca ta miała na celu opisanie i walidację modelu krążenia pozaustrojowego (CPB) z zatrzymaniem krążenia i krążenia (CA) u noworodków z prosiętami jako narzędzia do badania poważnych uszkodzeń mózgu i innych powikłań kardiochirurgicznych. Oprócz dołączenia listy materiałów, praca ta stanowi mapę drogową dla innych badaczy w celu zaplanowania i wykonania tego protokołu. Po tym, jak doświadczeni praktycy przeprowadzili kilka prób, reprezentatywne wyniki modelu wykazały 92% wskaźnik sukcesu, przy czym niepowodzenia przypisano małym rozmiarom prosiąt i wariantowi anatomii naczynia. Co więcej, model pozwolił praktykom na wybór spośród szerokiej gamy warunków eksperymentalnych, w tym różnych czasów CA, zmian temperatury i interwencji farmakologicznych. Podsumowując, metoda ta wykorzystuje materiały łatwo dostępne w większości warunków szpitalnych, jest wiarygodna i powtarzalna oraz może być szeroko stosowana w celu wzbogacenia badań translacyjnych u dzieci poddawanych operacjom serca.
Wprowadzenie
Wrodzona wada serca (CHD) jest najbardziej rozpowszechnioną wadą wrodzoną, której dotyczy około miliona urodzeń rocznie na całym świecie1. Chociaż nowoczesne postępy w kardiochirurgii i leczeniu intensywnej terapii poprawiły wskaźniki śmiertelności, choroby współistniejące są nadal niezwykle powszechne2,3,4,5. Nieprawidłowości neurorozwojowe, w tym upośledzenie funkcji poznawczych i motorycznych, a także trudności w uczeniu się, są zgłaszane u około 25%-50% tych pacjentów6,7,8. Wykazano, że zabiegi chirurgiczne w pierwszych dniach życia, zwłaszcza te, które wymagają zatrzymania krążenia i krążenia (CA), zwiększają zachorowalność9. Zmiany hemodynamiczne podczas operacji mogą mieć istotny wpływ na wrażliwy, rozwijający się mózg noworodka. Modele eksperymentalne są niezbędne, aby lepiej zrozumieć pochodzenie tych nieprawidłowości i zbadać strategie neuroprotekcyjne w celu poprawy rokowań u tych pacjentów.
Wykorzystanie modeli zwierzęcych do badania tej populacji zostało szeroko udokumentowane5,10,11,12,13,14. Warto zauważyć, że prosięta stanowią doskonałą opcję, biorąc pod uwagę bliskie przybliżenia w anatomii serca (Rysunek 1), genomie i fizjologii, a także ich stosunkowo większy rozmiar w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi15 (Rysunek 2). Wykorzystanie modeli prosiąt do badania skutków zarówno krążenia pozaustrojowego (CPB), jak i CA zostało już wcześniej opisane. Te eksperymentalne modele zwierzęce są przydatne do badania zmian hemodynamicznych i związanych z nimi powikłań narządowych w tkankach końcowych14,16,17,18,19,20. Modele te zostały opracowane, aby umożliwić naukowcom badanie warunków panujących u ludzi w kontrolowanych warunkach, z elastycznością dla różnych warunków eksperymentalnych. Większość badań donosi o zastosowaniu centralnej kaniulacji, techniki, która wymaga zaawansowanych umiejętności chirurgicznych, wymaga większego wykorzystania zasobów i utrudnia zapewnienie długoterminowego przeżycia. Chociaż wcześniejsze badania udokumentowały wykorzystanie prosiąt w badaniu CPB12,15, niewiele z nich zaproponowało technikę kaniulacji obwodowej.
Ta nowa technika kaniulacji obwodowej jest łatwiejsza, mniej agresywna i bardziej wykonalna w porównaniu z innymi opublikowanymi badaniami19. Co więcej, walidacja tej techniki u noworodków i małych zwierząt jest nowatorska i powinna być rozważona do wykorzystania przez wszystkich badaczy zainteresowanych wykorzystaniem modelu zwierzęcego do badania choroby niedokrwiennej serca i powiązanych z nią chorób współistniejących. Jest to szczególnie odpowiednie dla osób mających dostęp do laboratorium wyposażonego w materiały, zasoby i personel doświadczony w przeprowadzaniu eksperymentów na modelach zwierzęcych.
Podsumowując, głównym celem tego badania jest opisanie i walidacja modelu CPB u noworodków z CA u prosiąt. Protokół ma na celu zbadanie poważnych uszkodzeń mózgu i innych możliwych powikłań operacji CPB w kontrolowanych warunkach z różnymi warunkami eksperymentalnymi. Ta metoda zapewnia model, który można uogólnić, jest wiarygodny i wysokiej jakości, a który może być używany w wielu różnych protokołach eksperymentalnych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Obecna procedura została zatwierdzona przez Komitet Etyki Eksperymentów na Zwierzętach (CEEA) Centrum Medycyny Porównawczej i Bioimage w Katalonii (CEEA-CMCiB). Rząd Katalonii zatwierdził również protokół eksperymentalny (nr 11652), numer identyfikacyjny pliku FUE-2022-02381434 i numer identyfikacyjny QBXQ3RY3J. Doświadczeni praktycy, w tym certyfikowani lekarze weterynarii zapewniający nadzór i pomoc, przeprowadzili wszystkie eksperymenty. Do badań wykorzystano prosięta (Sus scrofa domestica) w wieku 4-6 dni, o wadze 2,5-3,5 kg. Podjęto próbę zrównoważenia rozkładu płci, aby uniknąć związanych z tym uprzedzeń.
1. Sedacja, intubacja i dostęp
- Rozpocząć sedację i analgezję za pomocą domięśniowej ketaminy (20 mg / kg), deksmedetomidyny (0,02 mg / kg) i midazolamu (0,3 mg / kg). Gdy zwierzę zostanie głęboko uspokojone (5 minut po podaniu premedykacji), należy je natlenić 100%O2 przez maskę na pysk (2 l/min). Następnie należy wywołać znieczulenie propofolem dożylnym (0,5 mg/kg) (patrz tabela materiałów).
- Ustaw prosię w pozycji leżącej grzbietowej. Wykonać intubację jamy ustnej i tchawicy za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem 2,5 mm (patrz Tabela materiałów), wykorzystując bezpośrednią wizualizację tchawicy.
- Potwierdzić prawidłowe umieszczenie rurki dotchawiczej poprzez bezpośrednie osłuchiwanie podstawy płuc.
- Ustaw wentylację mechaniczną tak, aby zapewniała częstość oddechów 30 oddechów na minutę, objętość oddechową 8-12 ml/kg i ciśnienie końcowe wydechowe 4cmH2O.
- Stale monitoruj głębokość znieczulenia podczas protokołu za pomocą tętna (HR), ciśnienia krwi (BP) i saturacji tlenem (spO2). W razie potrzeby dostosować parametry wentylacji i sedacji.
UWAGA: Idealne wartości parametrów życiowych to HR 130-160 uderzeń na minutę, ciśnienie krwi 75-95/60-70 i spO2 > 85. - Utrzymać sedację za pomocą 1,5% sewofluranu i fentanylu (25-200 μg/kg/min) (patrz tabela materiałów).
- Użyj bezpośredniej wizualizacji, aby umieścić cewniki w tętnicy udowej (3 Fr) i żyle (4 Fr) (patrz Tabela materiałów).
UWAGA: Te cewniki będą używane do podawania leków i pobierania próbek. W związku z tym ważne jest, aby zachować dostęp.
2. Konfiguracja i zalewanie obwodu CPB
- Dostosuj i skonfiguruj obwód CPB, wykonując poniższe czynności (Rysunek 3):
- Skróć rurkę tak bardzo, jak to możliwe, pozostawiając jednocześnie wystarczającą odległość, aby dotrzeć do zwierzęcia z maszyny.
- Utwórz i przymocuj mostek rurowy, który łączy odpływ z natleniacza membranowego (patrz Tabela materiałów) z dopływem do pompy.
UWAGA: Most jest niezbędny, aby krew mogła nadal krążyć w maszynie podczas wykonywania CA zwierzęcia.
- Po uszczelnieniu wszystkich punktów połączeniowych zalać obwód 300 ml roztworu heparyny i soli fizjologicznej (1000 UI heparyny zmieszanej z 1 litrem soli fizjologicznej) i 300 ml świeżej krwi świni dawcy, a następnie 3,5 mEq wodorowęglanu sodu, 350 UI heparyny i 450 mg glukonianu wapnia (patrz Tabela materiałów).
- "Przemiatać" obwód, przepuszczając mieszaninę krwi, heparyny i soli fizjologicznej, wodorowęglanu sodu i glukonianu wapnia przez cały obwód przez 2 minuty z szybkością 0,3 l/min.
3. Operacja i rozpoczęcie CPB
UWAGA: Rysunek uzupełniający 1 przedstawia materiały chirurgiczne wymagane do założenia kaniuli.
- Odsłoń lewą żyłę szyjną wewnętrzną i prawą tętnicę szyjną, aby przygotować się do kaniulacji (Ryc. 4).
- Do kaniulacji użyj techniki Seldingera lub "over-the-wire"21.
- Najpierw wprowadź cewnik igłowy do lewej żyły szyjnej wewnętrznej. Po uwidocznieniu błysku krwi ostrożnie włóż drut doprowadzający do naczynia i wyjmij igłę, upewniając się, że drut pozostaje na swoim miejscu.
- Przeciągnij rozszerzacz przez drut i do naczynia, a następnie wyjmij rozszerzacz.
- Trzymając drut nadal na miejscu, nawlecz kaniulę żylną o średnicy 8 stopni i powoli wsuń ją ~4 cm do naczynia. Ostrożnie wyjmij drut, upewniając się, że kaniula pozostaje na swoim miejscu.
- Powtórz technikę drutu Seldingera z rozszerzeniem, aby umieścić pediatryczną kaniulę tętniczą 6 Fr (patrz Tabela materiałów) w prawej tętnicy szyjnej.
- W czasie kanelacji tętniczej należy podać bolus heparyny dożylnej (50 j.m./kg) przez nowo założoną kaniulę tętniczą.
- Po uzyskaniu dostępu bezpiecznie przymocuj obie kaniule do zwierzęcia za pomocą wielonasiąkliwych szwów 3-0 i taśmy, aby zapobiec przypadkowemu usunięciu (Rysunek 5).
- Podłącz kaniule do obwodu CPB, upewniając się, że sól fizjologiczna z heparyną jest dodawana do punktów połączeń, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do obwodu.
- Ustaw przepływ początkowy na 80-85 ml/kg/min i powoli zwiększaj go do końcowego natężenia przepływu 150 ml/kg/min.
UWAGA: Zwierzę może pozostać na CPB tak długo, jak wymagają tego eksperymenty. Schemat kroków 1-3 przedstawiono na rysunku uzupełniającym 2.
4. Zatrzymanie krążenia i krążenia (CA)
- Aby wywołać CA, podaj 9 mEq KCl. Użyj parametrów życiowych, aby ocenić całkowite zatrzymanie i potwierdzić za pomocą echokardiografii. W razie potrzeby podaj dodatkowy KCl.
- Po zatrzymaniu akcji serca należy odizolować zwierzę od obwodu, aby wywołać zatrzymanie krążenia.
- Utrzymuj przepływ w obwodzie CPB za pomocą wcześniej opisanego mostka (krok 3.5) krążącego z prędkością 1,500 obr./min.
5. Pozaustrojowa resuscytacja krążeniowo-oddechowa (eCPR)
- Po osiągnięciu odpowiedniego stanu CA (0 min, 30 min lub 60 min) należy rozpocząć resuscytację eCPR.
- Podłącz prosię ponownie do obwodu CPB.
- Podawać 3 ml glukonianu wapnia (2,25 mmol/10 ml, rozcieńczony w stosunku 1:2) i 6 ml wodorowęglanu sodu (1 M, rozcieńczony w stosunku 1:2) przez obwodowy dostęp tętniczy, dodając dawki w razie potrzeby.
UWAGA: W razie potrzeby można zastosować kardiowersję lub leki inotropowe (adrenalina lub dopamina).
6. Opieka pooperacyjna
- Po reanimacji monitoruj parametry życiowe przez 15 minut, aby zapewnić stabilność.
UWAGA: Idealne parametry w okresie pobytu na oddziale intensywnej terapii to: HR 100-150 uderzeń na minutę, ciśnienie tętnicze 75-95/60-70 i spO2 > 85. - Przenieś zwierzęta do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI).
UWAGA: Po obrazowaniu zwierzęta nigdy nie wyzdrowiały i zostały poddane eutanazji pod narkozą poprzez dożylne podanie pentobarbitalu sodu w celu uzyskania próbek mózgu do analizy histologicznej. Harmonogram eksperymentalnej części procedury, w tym strategię pobierania próbek, można zobaczyć na rysunku uzupełniającym 3.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W okresie 6 miesięcy cały protokół został wykonany 12 razy przez interdyscyplinarny zespół lekarzy intensywnej terapii dziecięcej, kardiologów dziecięcych, weterynarzy oraz techników (Rycina uzupełniająca 2 i Rycina uzupełniająca 3).
Rysunek 1 oraz Rysunek 2 przedstawiają oczekiwaną anatomię zwierząt wykorzystanych w niniejszym protokole. Włączone do badania prosięta miały średnio 4,8 dnia (4-6 dni) i...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Pomostowanie krążeniowo-oddechowe jest powszechnie stosowane podczas operacji kardiochirurgicznych u dorosłych, dzieci i noworodków. Opiera się na zmotoryzowanym obwodzie pozaustrojowym i oksygenatorze membranowym, które współpracują ze sobą w celu natlenienia krwi i zapewnienia stabilizacji płuc i serca. Wcześniejsze badania wykazały, że CPB może niekorzystnie wpływać na wiele układów narządowych (nerkowych, mózgowych, płucnych, sercowych, żołądkowo-jelitowych) zarówno u chorych, jak i wcześniej zdrowych pacjentów 22,23...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ten projekt otrzymał dofinansowanie z programu Unii Europejskiej Horyzont 2020 w zakresie badań i innowacji na podstawie umowy o grant nr 101017113, Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) oraz Vanderbilt Medical Scholars Program. Dziękujemy wszystkim pracownikom CMCiB, w tym Jordi Grifols, María del Mar Arevalo, Juan Ricardo Gonzalez, Sara Capdevila, Josep Puig i Gemma Cristina Monte Rubi. Szczególne podziękowania kierujemy również do Abrila Culella Camprubí i dr Sergiego Cesara Díaza za ich pomoc w rysunkach anatomicznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1,5% sewofluoran | Zoetis | 20070289 | |
| rurka dotchawicza 2,5 mm | Henry | Schein 988-1782 | |
| Cewnik 3 Fr do obwodowego dostępu tętniczego | Prodimed | 3872.1 | |
| Cewnik 4 Fr do obwodowego dostępu żylnego | Prodimed | 3872.13 | |
| 6 Francuska kaniula tętnicza dziecięca ECMO | Firma Medtronic | 77206 | |
| 8 Francuska kaniula żylna dziecięca ECMO | Firma Medtronic | 68112 | |
| Adrenaline | B Braun | 469801-1119 | |
| Kleszcze Adson | Instrumenty Allgaier | 08-030-130 | Można zastąpić dowolną markę |
| Mankiet BP | Mindray | ||
| Buprenorfina (0,01 mg/kg) | Richter Pharma | #9004114000537 | |
| Glukonian wapnia (2,25 mmol/10 ml) | B Braun | 570-12606194-1119 | |
| Deksmedetomidyna (0,5-2,0 &mikro; g/kg/min) | Orion farma | GTN 064321000017253 | |
| Dolethol | vetoquinol | #3605870004904 | |
| Dopamina | hikma | A044098010 | |
| Fentanyl (25-200 &mikro; g/kg/min) | Kern Pharma | 756650.2H | |
| Świeża krew świni dawcy Grupa O | Dowolna | ||
| Wymiennik ciepła | Maquet Gmbh & Co | MCP70107.2130 | |
| Heparyna (1350 UI) | ROVI | 641641.1 | |
| Retraktor Irwin | Aesculap | BV104R | Można zastąpić dowolną marką |
| Ketamina (20 mg / kg) | Richter Pharma | #9004114000452 | |
| Smar | Dowolny lubrykant | ||
| Midazolam (0,3 mg / kg) | Serra Pamies | 619627.4 | |
| Kleszczyki do komarów | Aesculap | BH109R | Można zastąpić dowolną markę |
| Kleszczyki igłowe | Aesculap | BM016R | Zamienniki dowolnej marki |
| Normalny sól fizjologiczna (0,9%) | B Braun Fisiovet | 5/469827/0610 | Można zastąpić dowolną markę |
| Plastikowe zaciski do rurek | Achim Schulz-Lauterbach | DBGM | Można zastąpić dowolną marką |
| Chlorek potasu (9 mEq) | B Braun | 3545156 | |
| Propofol (0,5 mg/kg) | Zoetis | 579742.7 | |
| Natłaczacz membranowy Quadrox | Maquet Gmbh & Co | BE-HMOSD 300000 | |
| Termometr doodbytniczy | Dowolny | ||
| system ECMO konsoli RotaFlow | Maquet Gmbh & Co | MCP00703177 | Skalpel systemu ECMO dla noworodków |
| Aesculap | BB074R | Można zastąpić dowolną marką | |
| Wodorowęglan sodu (1 M) | Fresenius Kabi | 634477.4 OH | |
| Nożyczki chirurgiczne | Talmed Inox | 112 | Można zastąpić dowolną markę |
| Szew (3/0 poliwchłanialny) | B Braun Novosyn (R) | 0068030N1 | Dowolna marka może zostać zastąpiona |
Bibliografia
- vander Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Claessens, N. H. P., et al. Amplitude-integrated electroencephalography for early recognition of brain injury in neonates with critical congenital heart disease. Journal of Pediatrics. 202, 199-205 (2018).
- Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
- Bouma, B. J., Mulder, B. J. M. Changing landscape of congenital heart disease. Circulation Research. 120 (6), 908-922 (2017).
- Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 14 (2), 136-140 (2010).
- Sarrechia, I., et al. Neurocognitive development and behaviour in school-aged children after surgery for univentricular or biventricular congenital heart disease. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 167-174 (2016).
- Schlosser, L., et al. Neurocognitive functioning in young adults with congenital heart disease: insights from a case-control study. Cardiology in the Young. 32 (5), 694-701 (2022).
- Miller, S. P., et al. Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease. The New England Journal of Medicine. 357 (19), 1928-1938 (2007).
- Fang, A., Allen, K. Y., Marino, B. S., Brady, K. M. Neurologic outcomes after heart surgery. Paediatric Anaesthesia. 29 (11), 1086-1093 (2019).
- Carr, B. D., et al. Inflammatory effects of blood-air interface in a porcine cardiopulmonary bypass model. ASAIO Journal. 66 (1), 72-78 (2020).
- Drabek, T., et al. Emergency preservation and delayed resuscitation allows normal recovery after exsanguination cardiac arrest in rats: A feasibility trial. Critical Care Medicine. 35 (2), 532-537 (2007).
- Sheikh, A. M., et al. Proteomics of cerebral injury in a neonatal model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 132 (4), 820-828 (2006).
- Khailova, L., et al. Tissue alkaline phosphatase activity and expression in an experimental infant swine model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Journal of Inflammation. 17, 27(2020).
- Mavroudis, C. D., et al. Electroencephalographic response to deep hypothermic circulatory arrest in neonatal swine and humans. The Annals of Thoracic Surgery. 106 (6), 1841-1846 (2018).
- Gabriel, G. C., et al. Cardiovascular development and congenital heart disease modeling in the pig. Journal of the American Heart Association. 10 (14), 021631(2021).
- Dhari, Z., et al. Impact of cardiopulmonary bypass on neurogenesis and cortical maturation. Annals of Neurology. 90 (6), 913-926 (2021).
- Wittnich, C., Belanger, M. P., Wallen, W. J., Torrance, S. M., Juhasz, S. A Long-term stable normothermic cardiopulmonary bypass model in neonatal swine. The Journal of Surgery Research. 101 (2), 176-182 (2001).
- Lodge, A. J., et al. Regional blood flow during pulsatile cardiopulmonary bypass and after circulatory arrest in an infant model. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (5), 1243-1250 (1997).
- Davidson, J. A., et al. Alkaline phosphatase treatment of acute kidney injury in an infant piglet model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Scientific Reports. 9 (1), 14175(2019).
- Wang, X., et al. Ulinastatin protects against acute kidney injury in infant piglets model undergoing surgery on hypothermic low-flow cardiopulmonary bypass. PLoS One. 10 (12), e0144516(2015).
- Tegtmeyer, K., Brady, G., Lai, S., Hodo, R., Braner, D. Videos in clinical medicine: placement of an arterial line. The New England Journal of Medicine. 354 (15), 13(2006).
- Nteliopoulos, G., et al. Lung injury following cardiopulmonary bypass: a clinical update. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 20 (11), 871-880 (2022).
- Jufar, A. H., et al. Renal and cerebral hypoxia and inflammation during cardiopulmonary bypass. Comprehensive Physiology. 12 (1), 2799-2834 (2021).
- Nollert, G., Reichart, B. Cardiopulmonary bypass and cerebral injury in adults. Shock. 16 (1), 16-19 (2001).
- Tóth, Z., Györimolnár, I., Abrahám, H., Hevesi, A. Cannulation and cardiopulmonary bypass produce selective brain lesions in pigs. Asian Cardiovascular & Thoracic Annals. 14 (4), 273-278 (2006).
- Senra, D. F., et al. A rat model of acute lung injury induced by cardiopulmonary bypass. Shock. 16 (3), 223-226 (2001).
- Liu, M. D., Luo, P., Wang, Z. J., Fei, Z. Changes of serum Tau, GFAP, TNF-α and malonaldehyde after blast-related traumatic brain injury. Chinese Journal of Traumatology. 17 (6), 317-322 (2014).
- Kim, W. G., Moon, H. J., Won, T. H., Chee, H. K. Rabbit model of cardiopulmonary bypass. Perfusion. 14 (2), 101-105 (1999).
- Mei, B., et al. Acute adrenal cortex injury during cardiopulmonary bypass in a canine model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (2), 696-706 (2018).
- Cameron, D., Tam, V., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
- Belanger, M., Wittnich, C., Torrance, S., Juhasz, S. Model of normothermic long-term cardiopulmonary bypass in swine weighing more than eighty kilograms. Comparative Medicine. 52 (2), 117-121 (2002).
- Münch, F., et al. Improved contractility with tepid modified full blood cardioplegia compared with cold crystalloid cardioplegia in a piglet model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 48 (2), 236-243 (2015).
- Tirilomis, T., Paz, D., Nolte, L., Schoendube, F. A. Modified aortic cannulation for cardiopulmonary bypass in neonatal piglet model. Journal of Cardiac Surgery. 23 (5), 503-504 (2008).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
