Artykuł metodologiczny

Indukcja zwyrodnienia dysku lędźwiowego u królików poprzez dostęp przezbrzuszny

854 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65409

⸱

6 października 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Xingtai General Hospital of North China Medical Health Group, 2Orthopaedic Research Institute of Xingtai, 3Medical School, Faculty of Medicine, The University of Queensland, 4School of Chemical Engineering, The University of Queensland, 5Department of Spine Surgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy protokół chirurgiczny wykorzystujący nakłucie igłą do ustalenia zwyrodnienia dysku lędźwiowego u królika za pomocą dostępu przezbrzusznego. Przeprowadzono badania radiologiczne i analizy histologiczne w celu potwierdzenia pomyślnego ustalenia zwyrodnienia krążka międzykręgowego.

Streszczenie

Ból dolnej części pleców jest niezwykle powszechnym problemem medycznym w populacjach na całym świecie. Jednym z głównych czynników przyczyniających się do bólu dolnej części pleców jest zwyrodnienie krążka międzykręgowego (IVD). Idealny zwierzęcy model zwyrodnienia IVD jest niezbędny do zbadania patofizjologii bólu dolnej części pleców i zbadania potencjalnych strategii terapeutycznych. Modele królików są niezawodnymi, ekonomicznymi i łatwymi do ustalenia modelami zwierzęcymi. Podejście zaotrzewnowe jest szeroko stosowane do wywoływania zwyrodnienia IVD w modelach królików. Istnieją jednak doniesienia o powikłaniach związanych z tą techniką, takich jak zwichnięcie tętnic segmentowych i uszkodzenie korzeni nerwowych. W tym artykule staramy się pokazać protokół chirurgiczny wykorzystujący nakłucie igłą w celu ustalenia zwyrodnienia dysku lędźwiowego królika za pomocą dostępu przezbrzusznego. W związku z tym badania radiologiczne i analizy histologiczne wykazały, że zwyrodnienie dysku lędźwiowego udało się ustalić u królików. Ten protokół chirurgiczny przedstawia precyzyjną lokalizację docelowych krążków międzykręgowych i wysoką odtwarzalność modeli zwyrodnienia IVD przy mniejszej liczbie powikłań.

Wprowadzenie

Ból dolnej części pleców (LBP) jest główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie1. Zwyrodnienie krążka międzykręgowego (IVD) (IVDD) jest jedną z głównych przyczyn LBP2,3,4. IVDD to złożony i nie do końca poznany proces wieloczynnikowy, który może być przyspieszony przez różne czynniki środowiskowe i biologiczne5,6,7. Patologiczne zmiany IVDD charakteryzują się zdezorganizowaną strukturą IVD, zmniejszoną zawartością wody w jądrze miażdżystym oraz degradacją otaczającej macierzy zewnątrzkomórkowej8,9. Modele zwierzęce IVDD są ważne dla badań związanych z IVD9,10,11.

Do tej pory stworzono różne modele zwierzęce IVDD, które naśladują postęp IVDD u ludzi. Duże zwierzęta, takie jak bydło, owce, kozy, psy i naczelne, mają pewne podobieństwa do ludzi pod względem wielkości dysku i składu komórkowego zdegenerowanego dysku (brak komórek struny grzbietowej, takich jak owce i kozy)12. Jednak te duże modele nie są powszechnie używane ze względu na wysokie koszty, długi okres eksperymentalny, słabą odtwarzalność i bardziej skomplikowane umiejętności wymagane do ustalenia degeneracji w tych modelach13. Natomiast małe modele zwierzęce, takie jak szczury, myszy i króliki, są szeroko stosowane w badaniach związanych z IVD, ponieważ są łatwiejsze w obsłudze, opłacalne i niezawodne10. Rozmiar dysku u królika jest większy niż u myszy lub szczura, a zatem u królików jest więcej miejsca na dysk do manipulacji. Ponadto króliki mają wysoki stopień homologii do ludzkich IVD, ze względu na podobną budowę anatomiczną kręgosłupa (stawy międzywyrostkowe, mięśnie przykręgosłupowe i więzadła)14,15. W związku z tym króliki są bardziej odpowiednie niż inne małe zwierzęta do tworzenia modeli IVDD.

modele zwierzęce IVDD obejmują modele mechaniczne (kompresja, niestabilność), modele strukturalne (uraz, chemia) oraz modele zwierzęce spontanicznego zwyrodnienia16. Modele IVDD królików są zwykle tworzone poprzez wywołanie urazu przy użyciu dwóch różnych podejść chirurgicznych - dostępu przezbrzusznego17i dostępu zaotrzewnowego18. Podejście zaotrzewnowe polegające na nakłuwaniu igłą docelowych IVD jest szeroko stosowane, ale takie podejście może powodować wiele powikłań, takich jak zwichnięcie tętnic segmentowych i uszkodzenie korzeni nerwowych18,19. W tym miejscu przedstawiamy model IVDD u królika wywołany przez nakłuwanie igłą IVD za pomocą dostępu przezbrzusznego, mając na celu zapewnienie łatwej i powtarzalnej metody ustalania IVDD u królików.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Szpitala Ogólnego Xingtai w Północnych Chinach (numer zatwierdzenia: ZCKT-2021-0009). W badaniu wykorzystano zdrowe, dojrzałe szkieletowo białe króliki nowozelandzkie (samica, 1 rok, 3-5 kg).

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Pościć króliki i pozbawić je wody przez 6-8 godzin przed znieczuleniem ogólnym.
  2. Zważ królika.
  3. Przetrzyj ucho 70% etanolem za pomocą gąbki z gazy.
  4. Nałóż krem znieczulający miejscowo na uszy.
  5. Uciskaj wokół podstawy ucha, aby rozciągnąć brzeżną żyłę ucha.
  6. Uspokoić króliki za pomocą midazolamu (1-2 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie do żyły usznej brzeżnej20.
  7. Podać znieczulenie wziewne za pomocą maski. Ustaw szybkość tlenu na 1 l/min, a stężenie izofluranu na 4%-5%, aby wywołać znieczulenie.
    UWAGA: Aby ocenić głębokość znieczulenia, wyciągnij tylną nogę zwierzęcia prosto i mocno ściśnij stopę kciukiem i palcem wskazującym. Zwierzęta nie powinny być operowane, dopóki odruch odstawienia nie ustąpi21.
  8. Utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 2,5%-3,5% (w zależności od wagi królika).

2. Zabiegi śródoperacyjne

  1. Przed przystąpieniem do zabiegu chirurgicznego należy autoklawować narzędzia chirurgiczne (zacisk do naczyń/kleszcze, nożyczki do tkanek, nożyczki do ściegów, trzonek skalpela, ostrze skalpela #22, dwustronny ręczny zwijacz, sterylna gaza, szew wchłanialny 3-0, niewchłanialny szew pleciony 4-0, uchwyt na igłę, gaza orzechowa [ręcznie robiona gaza w kształcie kulki], strzykawka 5 ml, strzykawka 1 ml, igła 16 G, igła 26 G, korek o głębokości 5 mm) w autoklawie.
  2. Wysterylizuj stół operacyjny 75% alkoholem.
  3. Za pomocą elektrycznej maszynki do golenia i pasty do depilacji ogol obszar zdefiniowany od najniższego żebra do poziomu grzebienia biodrowego po brzusznej stronie królika.
    UWAGA: Unikaj uszkodzenia sutków.
  4. Ułóż królika na stole operacyjnym na wznak i zabezpiecz kończyny.
  5. Weź linię grzebienia biodrowego po obu stronach jako punkt środkowy i narysuj linię 2 cm powyżej i poniżej jako punkty orientacyjne dla miejsca nacięcia chirurgicznego. Zaznacz te punkty orientacyjne sterylnym długopisem.
  6. Dwukrotnie zdezynfekować skórę roztworem jodu powidonu. Umieść sterylną kwadratową zasłonę z okienkami na polu operacyjnym i dużą kwadratową zasłonę, aby przykryć stół operacyjny. Utrzymuj ścisłe środowisko aseptyczne przez cały czas trwania procedury.
  7. Wstrzyknąć 2 ml 2% lidokainy podskórnie przed nacięciem chirurgicznym, aby złagodzić ból pooperacyjny.
  8. Wykonaj nacięcie wzdłuż punktów orientacyjnych za pomocą ostrza skalpela #22 i tępo oddziel powięź, mięśnie i ścianę brzucha za pomocą zakrzywionych kleszczy i nożyczek do tkanek.
  9. Wejdź do jamy otrzewnej, aż pęcherz będzie widoczny. Użyj dwustronnego ręcznego zwijacza, aby ostrożnie pociągnąć pęcherz moczowy i inne narządy jamy jelitowej w lewo. Następnie znajdź rozwidlenie żyły biodrowej i potraktuj ją jako punkt oznaczający dysk L5-6 pod nią.
    UWAGA: Zwróć uwagę, aby nie uszkodzić żadnych narządów jamy brzusznej, zwłaszcza jelit
    10. .
  10. Palcem dotknij aorty brzusznej pulsującej po prawej stronie kręgosłupa i pociągnij naczynia krwionośne i narządy w lewo.
  11. Po manipulowaniu wystającym dyskiem (L5-6) należy naciąć tylną część otrzewnej, a następnie za pomocą gazy orzechowej rozciąć tkankę mięśniową przedkręgową.
  12. Aby potwierdzić prawidłowy poziom tarczy docelowej i kierunek igły, użyj igły 26 G, aby nakłuć kręgi obok tarczy docelowej i sprawdź to pod kierunkiem ramienia C.
  13. Po zlokalizowaniu tarczy docelowej umieścić końcówkę igły 16 G równolegle do górnej i dolnej płytki końcowej chrząstki. Następnie za pomocą końcówki igły nakłuć środek IVD na głębokość 5 mm (za pomocą korka), przytrzymując przez 30 s.
    UWAGA: Wykonaj przednio-tylne i boczne zdjęcie rentgenowskie odcinka lędźwiowego, aby sprawdzić, czy położenie końcówki igły znajduje się w środku IVD, a kierunek końcówki igły jest równoległy odpowiednio do górnej i dolnej płytki końcowej.
  14. Powtórz tę samą procedurę dla następnej płyty L6-7.
  15. Użyj ciepłej soli fizjologicznej do przepłukania jamy brzusznej i sprawdź krwotok przed zamknięciem nacięcia.
  16. Wykonaj zamknięcie warstwowe. Użyj syntetycznych szwów wchłanialnych 3-0, aby w sposób ciągły zamykać warstwę powięziową. Zszyj skórę na całej grubości za pomocą niewchłanialnych szwów plecionych 4-0.
  17. Wyłącz waporyzator i przerwij znieczulenie. Trzymaj królika pod stałą obserwacją w klatce metabolicznej, dopóki nie będzie mógł się normalnie poruszać.

3. Postępowanie pooperacyjne

  1. Sól sodową ceftriaksonu (25 mg/kg) należy wstrzyknąć domięśniowo bezpośrednio po zabiegu.
  2. Pozwól zwierzętom swobodnie się poruszać i karmić. Kontynuuj obserwację pod kątem oznak jakichkolwiek powikłań neurologicznych, takich jak paraliż nóg, problemy z oddawaniem moczu i kału lub powikłania ze strony układu pokarmowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podejście przezbrzuszne zostało potwierdzone w naszym poprzednim badaniu w celu stworzenia modeli królików IVDD22. Zdjęcia rentgenowskie i rezonans magnetyczny (MRI) wykonano w4., 12. i 16. tygodniu po operacji. Zdjęcia rentgenowskie ujawniły, że wysokość IVD L5-6 i L6-7 stopniowo zmniejszała się w ciągu 16 tygodni po operacji nakłucia igły (Ryc. 1A). DHI w grupie po nakłuciu igły zmniejszyło się w 4, 12 i 16 tygodniu po operacji w po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytycznymi krokami w tym protokole są ochrona narządów jamy brzusznej, identyfikacja docelowych krążków oraz pozycja i kierunek igły. L5-6 IVD znajduje się tuż poniżej rozwidlenia żyły biodrowej, a L6-7 IVD jest identyfikowany na podstawie pozycji równoległej do grzebienia biodrowego. Te dwa markery umożliwiają precyzyjne ustawienie krążka międzykręgowego oraz poprawiają dokładność i powtarzalność operacji – co jest jedną z głównych zalet dostępu przezbrzusznego. Gdy igła przebija tarcze docelowe, upewnij się, że pozycj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów lub relacji, które mogą prowadzić do jakichkolwiek konfliktów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Hebei (nr H2021108006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#22 ostrze skalpelaHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AA6468Brak
Igła 16-G, igła 26-GZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111Brak
3-0 wchłanialny szewHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431Brak
4-0 niewchłanialny szew plecionyHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413Brak
Strzykawka 5 ml, strzykawka 1 mlZhejiang Kangkang MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942Brak
Dwustronny zwijacz ręcznyHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066Brak
Midazolam Yichang Humanwell Pharmaceutical Co., Sp. z o.o.M-908CASBrak
Uchwyt na igłęHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336Brak
Gaza z orzeszków ziemnychWłasnoręcznierobiona gaza w kształcie kuli
KrólikTonghui ulture Spółka z ograniczoną odpowiedzialnością SCXK2016--002Brak
Uchwyt skalpelaHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678Brak
KorekWłasnyBrakGłębokość 5 mm 
Nożyczki do tkanekHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505422Brak
WaporyzatorApollo Management L.P.BW-AM503Brak
Zacisk / kleszcze do naczyńHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194Brak

Bibliografia

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978(2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165(2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Degeneracja dysk w mi dzykr gowychmodel kr liczynak ucie igb l dolnego odcinka plec wmodel zwierz cyanaliza histologicznaocena radiologicznaprotok chirurgiczny
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły