Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną procedurę chirurgiczną dla wstępującego pasma aorty u świń.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Małoinwazyjny model zwężenia zastawki aortalnej u świń
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Duże modele zwierzęce niewydolności serca odgrywają kluczową rolę w rozwoju nowych interwencji terapeutycznych ze względu na ich rozmiar i fizjologiczne podobieństwo do ludzi. Podjęto wysiłki w celu stworzenia modelu niewydolności serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym i wznoszącym się pasmem aorty, gdy jest jeszcze nadwieńcowym i nie jest idealnym naśladowcą zwężenia zastawki aortalnej u ludzi, bardzo przypominającym stan ludzki.
Celem tego badania jest zademonstrowanie minimalnie inwazyjnego podejścia do wywoływania przeciążenia lewej komory poprzez umieszczenie opaski aortalnej, precyzyjnie skalibrowanej za pomocą przezskórnie wprowadzanych czujników ciśnienia o wysokiej wierności. Metoda ta stanowi udoskonalenie procedury chirurgicznej (3R), co skutkuje jednorodnymi gradientami transstenotycznym i zmniejszoną zmiennością wewnątrzgrupową. Dodatkowo umożliwia szybką i bezproblemową rekonwalescencję zwierząt, co prowadzi do minimalnej śmiertelności. Przez cały czas trwania badania zwierzęta były obserwowane przez okres do 2 miesięcy po operacji, stosując echokardiografię przezklatkową i analizę pętli ciśnienie-objętość. Jednak w razie potrzeby można osiągnąć dłuższe okresy obserwacji. Ten duży model zwierzęcy okazuje się cenny w testowaniu nowych leków, szczególnie tych ukierunkowanych na przerost oraz zmiany strukturalne i funkcjonalne związane z przeciążeniem ciśnienia w lewej komorze.
Wprowadzenie
Niewydolność serca (HF) jest chorobą zagrażającą życiu, która dotyka miliony ludzi na całym świecie, powodując poważne skutki społeczne i ekonomiczne1. Jedną z jego istotnych etiologii jest choroba zastawki aortalnej lub zwężenie zastawki aortalnej (AS). Zwężenie zastawki aortalnej jest bardziej rozpowszechnione w podeszłym wieku i jest drugą najczęstszą zmianą zastawkową w Stanach Zjednoczonych. Śmiertelność związana z AS wzrosła również w Europie, szczególnie w krajach, które nie mają dostępu do najnowszych procedur interwencyjnych2. Biorąc pod uwagę złożoność niewydolności serca i niedobór innowacji terapeutycznych, istnieje pilne zapotrzebowanie na wiarygodne modele zwierzęce, które mogą odtworzyć kondycję ludzką i ułatwić testowanie nowych interwencji3. Podczas gdy modele gryzoni przewyższają liczebnie duże modele zwierzęce, te ostatnie oferują kilka zalet ze względu na ich rozmiar i podobieństwa fizjologiczne, umożliwiając testowanie dawek leków i wyrobów medycznych przeznaczonych do stosowania u ludzi.
Celem tej metody jest stworzenie powtarzalnego modelu pasma aorty wstępującej (AAB) stosowanego dla większości dużych gatunków zwierząt wykorzystywanych w badaniach biomedycznych. W tym badaniu procedura została zademonstrowana na świniach przy użyciu minimalnie inwazyjnego podejścia, zgodnie z zasadami 3R (wymiana, redukcja i udoskonalenie4). Takie podejście zapewnia stworzenie dokładnego gradientu ciśnienia, co skutkuje wysoką odtwarzalnością (potencjalnie zmniejszając liczbę wymaganych zwierząt). Dodatkowo, małe nacięcie chirurgiczne (2-3 cm) minimalizuje obrażenia chirurgiczne, poprawiając dobrostan zwierząt w porównaniu z bardziej agresywnymi podejściami, takimi jak sternotomia i większe torakotomie5 (udoskonalenie). Co więcej, udostępnienie demonstracji wideo metody, wraz ze szczegółowymi opisami w literaturze, mogłoby potencjalnie zmniejszyć zapotrzebowanie na zwierzęta wykorzystywane wyłącznie do celów szkoleniowych (zastępstwo), co jeszcze bardziej zmniejszyłoby wykorzystanie zwierząt. Model ten może być dostosowany do różnych szczepów/ras świń o różnym tempie wzrostu i indukuje trwałe przeciążenie ciśnieniem, prowadząc do znacznej hipertrofii po 1 lub 2 miesiącach obserwacji.
Obecne metody wykorzystują stałe zwężenie6, ignorując zmienność wielkości zwierząt, lub obliczają gradient za pomocą odczytów ciśnienia wypełnionych płynem7, które są mniej niezawodne niż czujniki ciśnienia o wysokiej wierności i są podatne na tłumienie sygnału8. Inne podejście wykorzystuje pojedynczy pomiar ciśnienia dystalnie do zwężenia5. Jednak kalibracja zwężenia za pomocą jednoczesnych sygnałów ciśnienia proksymalnego i dystalnego przy użyciu przezskórnie dostarczanych czujników ciśnienia o wysokiej wierności stanowi znaczną optymalizację protokołu, skutkującą poprawą jednorodności grupy. Poprzez wizualne zademonstrowanie tej metody, inni badacze powinni być w stanie odtworzyć ją bez znaczących przeszkód, zwiększając dostępność tego modelu, jednocześnie promując stosowanie zasad 3R.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone w laboratorium chirurgii eksperymentalnej na Uniwersytecie w Porto, Centrum Badań i Rozwoju Układu Sercowo-Naczyniowego (UnIC, Porto, Portugalia). Instytucjonalna komisja etyczna ds. zwierząt zatwierdziła badanie zgodnie z Krajowym Urzędem ds. Zdrowia Zwierząt (Direcção-Geral de Alimentação e Veterinária, DGAV, nr ref.: 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021). Eksperymentatorzy byli albo licencjonowani (odpowiednik autoryzacji FELASA w zakresie laboratoryjnych nauk o zwierzętach), albo byli kardiochirurgami lub anestezjologami. Zwierzęta użyte w tej pracy były samcami wywodzącymi się z Landrace x Pietrain i zostały pozyskane od hodowcy licencjonowanego przez DGAV (PTAH03). Masa wyjściowa zwierząt wynosiła 20-25 kg, co pozwalało na maksymalnie 2-miesięczną obserwację (70-80 kg, Ryc. 1). Dłuższe okresy obserwacji są zagrożone ze względu na znaczny wzrost zwierząt, z którym nasza infrastruktura nie była w stanie sobie poradzić.
1. Znieczulenie i monitorowanie parametrów życiowych
- Pościć wybrane zwierzę przez noc z wodą ad libitum.
- Zważ przytomne zwierzę (pozwól mu chodzić na wadze zwierzęcej) lub użyj oszacowania na podstawie wagi przybytego i oczekiwanego tempa wzrostu.
- Przygotuj koktajl składający się z ketaminy (15 mg/kg), midazolamu (0,5 mg/kg) i azaperonu (4 mg/kg) w strzykawce Luer lock o pojemności 20 ml podłączonej do przedłużacza (100 cm), a następnie igły 21 G (patrz Tabela materiałów). Upewnij się, że masz wystarczającą ilość środka znieczulającego, aby uwzględnić martwą objętość rurki iniekcyjnej.
- Odizoluj świnię w spokojnym i bezpiecznym środowisku (zwykle w pustym pomieszczeniu do utrzymywania zwierząt, jeśli to możliwe) i znieczul zwierzę poprzez wstrzyknięcie domięśniowe w mięsień szyi lub tylnej nogi (zgodnie z protokołem instytucjonalnym). Upewnij się, że zwierzę znajduje się w cichym i ciemnym miejscu i upewnij się, że nie może się zranić podczas utraty pozycji leżącej, co powinno zająć 10-15 minut.
UWAGA: Użycie przedłużacza pozwala uniknąć konieczności krępowania zwierzęcia. - Gdy zwierzę znajdzie się w pozycji leżącej, należy umieścić znieczulone zwierzę na noszach i przetransportować zwierzę na salę operacyjną (w tym momencie zmierz wagę zwierzęcia, jeśli świadome ważenie nie było możliwe).
- Umieść zwierzę w prawo- lub lewym bocznym odleżynie w zależności od ucha, które ma być kaniulowane. Wyczyść ucho kilka razy chlorheksydyną i alkoholem okrężnymi ruchami. Następnie kanaluj żyłę ucha brzeżnego za pomocą cewnika dożylnego 20 G i zabezpiecz ją klejem z włókniny (patrz tabela materiałów). Podłączyć cewnik dożylny do 3-portowego kolektora z zaworem odcinającym wstępnie przepłukanym solą fizjologiczną.
UWAGA: Alternatywnie, w porównaniu ze standardową linią infuzyjną dożylną (linią kroplową), pompa infuzyjna umożliwia precyzyjną regulację natężenia przepływu (2 ml/kg/h). - Umieścić transdermalny plaster z fentanylem (50 μg/h) (patrz tabela materiałów) w uchu przeciwległym.
- Umieść zwierzę na radioprzezroczystym stole chirurgicznym, w pozycji grzbietowej, na materacu rozgrzewającym i zabezpiecz je na miejscu (pasy mocujące łapy do stołu operacyjnego).
- Podłączyć przewód perfuzyjny propofolu do 3-portowego kolektora zaworu odcinającego. Utrzymanie znieczulenia będzie zapewnione przez propofol podawany przez strzykawkę o pojemności 50 ml zamontowaną na strzykawce z pompą perfuzyjną (patrz Tabela materiałów) z szybkością 10-20 mg/kg/h.
- Podawać bolus propofolu (4 mg/kg) i fentanylu (10 μg/kg) (patrz tabela materiałów) w celu wywołania bezdechu i umożliwienia intubacji.
UWAGA: Od tego momentu zwierzę będzie w stanie bezdechu i należy zapewnić wentylację mechaniczną. Przed kontynuowaniem upewnij się, że źródło tlenu jest dostępne, a wentylator (patrz Tabela materiałów) jest skalibrowany i gotowy do wentylacji. - Po upewnieniu się, że utrata reaktywności i gdy jeden użytkownik trzyma otwarte usta świni, jednocześnie wyciągając język na zewnątrz, użyj laryngoskopu z ostrzem Millera numer 4 (patrz Tabela materiałów), aby zidentyfikować i delikatnie zmobilizować nagłośnię, uzyskując widok strun głosowych. Albo wprowadź rurkę dotchawiczą bezpośrednio, albo najpierw nałóż na nią rurkę dotchawiczą i rurkę dotchawiczą. Niektóre atraumatyczne kleszcze jelitowe mogą pomóc w mobilizacji podniebienia miękkiego i uzyskaniu dostępu do nagłośni.
- Napompuj mankiet rurki dotchawiczej i podłącz go do aparatu anestezjologicznego/respiratora. Dostosuj parametry wentylacji do 8-10 ml/kg objętości oddechowej, częstości oddechów 15-25 oddechów na minutę i 5 cm H2O PEEP (dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe). Dostosuj parametry wentylacji, aby utrzymać CO2 w okresie od 35 do 45 mmHg.
- Umieść czujnik SpO2 na języku lub uchu (gdzie uzyskuje się najlepszy sygnał), umieść sondę temperatury przełyku i zamocuj elektrody EKG (patrz Tabela materiałów).
- Zastosuj sterylną okulistyczną maść smarującą, aby zapobiec uszkodzeniom rogówki.
2. Kaniulacja tętnicza
- Po zapewnieniu odpowiedniej głębokości znieczulenia poprzez brak odruchu powiekowego oraz stałe tętno i ciśnienie krwi, należy dokładnie oczyścić i zdezynfekować obszar pachwiny chlorheksydyną i alkoholem okrężnymi ruchami. Przykryj zwierzę sterylnymi obłożeniami z fenestracją (patrz Tabela materiałów), z otworem umieszczonym w obszarze tętnicy udowej (uprzednio potwierdzonym palpacją lub ultradźwiękami). Podawać cefazolinę (25 mg/kg) w profilaktyce antybiotykowej.
- Jeśli zabieg obejmuje odzyskiwanie zwierząt (opaskiwanie aorty), od tego momentu należy stosować technikę aseptyczną.
UWAGA: Ścisła technika aseptyczna nie jest wymagana, jeśli jest to procedura terminalna (analiza pętli fotowoltaicznej). Jednak praca w sterylny sposób jest korzystna, aby uniknąć infekcji, która mogłaby wpłynąć na pomiary hemodynamiczne. - Zidentyfikuj miejsce nakłucia i naciekaj obszar podskórnie 1% lidokainą.
- Zidentyfikuj tętnicę udową wspólną za pomocą sondy naczyniowej (patrz tabela materiałów) i potwierdź położenie markera ultrasonograficznego oraz prawidłową głębokość.
UWAGA: Nakłucie tętnicy udowej można wykonać przy użyciu krótkiej osi, długiej osi lub kombinacji obu technik, wykorzystując modalność dwupłaszczyznową w niektórych systemach. Jednak w naszym zespole coraz częściej stosuje się podejście krótkiej osi. - Przygotuj osłonę wprowadzacza (patrz Tabela Materiałów), przepłukując wprowadzacz i rozszerzacz heparynizowaną solą fizjologiczną przed jej montażem. Upewnij się, że 3-kierunkowy kran w porcie po stronie wprowadzającego jest w pozycji wyłączonej w kierunku zwierzęcia, aby uniknąć utraty krwi podczas wyjmowania rozszerzacza.
- Wsuń igłę tętniczą (najlepiej echogeniczną, patrz Tabela materiałów) do tętnicy udowej, monitorując jej trajektorię za pomocą ultradźwięków. Po osiągnięciu światła tętnicy, co można potwierdzić pulsującą krwią tętniczą wychodzącą z piasty igły, wsuń prowadnik z końcówką J do tętnicy. Prawidłowe wprowadzenie prowadnika można potwierdzić za pomocą ultradźwięków.
- Wyjmij igłę, utrzymuj nacisk na miejsce wkłucia, aby uniknąć dodatkowego krwawienia, i wsuń zestaw wprowadzający + rozszerzacz (rozmiar 6 Fr, długość 10 cm) do tętnicy. Wyjmij rozszerzacz i potwierdź położenie wprowadzacza, zasysając go z bocznego portu i sekwencyjnie przepłukując sterylną solą fizjologiczną.
- Podłącz przewód ciśnienia tętniczego do bocznego portu wprowadzającego tętnicę udową w celu monitorowania ciśnienia krwi. Upewnij się, że wysokość przetwornika ciśnienia znajduje się na poziomie prawego przedsionka i że ciśnienie atmosferyczne wynosi zero.
- Przykryj wprowadzającego sterylną serwetą do momentu cewnikowania lewej komory.
3. Unoszenie aorty wstępującej (przygotowanie)
- Dostosuj pozycję zwierzęcia do lekkiego odleżyny bocznej prawej i unieś lewą przednią łapę.
- Zlokalizuj położenie aorty wstępującej za pomocą przetwornika ultrasonograficznego serca (patrz tabela materiałów) i zaznacz miejsce nacięcia, a następnie dokładnie zdezynfekuj klatkę piersiową zwierzęcia chlorheksydyną i alkoholem ruchem okrężnym.
- Przykryj zwierzę sterylnymi zasłonami.
- Podać bolus fentanylowy (10 μg/kg) w celu zapewnienia wystarczającej dawki przeciwbólowej. Aby potwierdzić głębokość znieczulenia i analgezji, obserwuj brak odruchów powiekowych i brak zmian w częstości akcji serca lub ciśnieniu krwi po wykonaniu pierwszego nacięcia.
- Wykonaj 2-3 cm nacięcie skóry na poziomie 3/4 przestrzeni międzyżebrowej i rozkrój leżące poniżej warstwy powięzi i mięśni, aż do osiągnięcia przestrzeni międzyżebrowej.
- Wejdź do klatki piersiowej za pomocą nożyczek, gdy zwierzę jest w wymuszonym wydechu bez PEEP, aby uniknąć uszkodzenia płuc.
- Zwiększ nacięcie, aby umożliwić umieszczenie ostrzy zwijacza maksymalnie na 3 cm.
- Cofnij żebra i zwizualizuj leżące pod nimi struktury. Jeśli nacięcie zostanie wykonane we właściwym miejscu, tętnica płucna powinna być dobrze widoczna. Aorta będzie do niego tylna.
- Za pomocą małoinwazyjnych kleszczy i nożyczek kardiochirurgicznych otwórz osierdzie i cofnij lewe przedsionki oraz tkankę płucną zakrywającą widok aorty za pomocą mokrej sterylnej gazy.
UWAGA: Unikaj zbyt częstego manipulowania lewym przedsionkiem, ponieważ doprowadzi to do migotania przedsionków. Jeśli tak się stanie i nie ustąpi samoistnie, zastosuj kardiowersję elektryczną. - Ostrożnie oddziel aortę od tętnicy płucnej, aż do osiągnięcia poprzecznej zatoki osierdziowej. Będzie to kanał, przez który będzie przepuszczany materiał do banderolowania.
UWAGA: Do prążkowania aorty wstępującej można użyć kilku materiałów, w zależności od wielkości zwierzęcia i okresu obserwacji. W przypadku zwierząt o ograniczonym wzroście i/lub krótkim okresie obserwacji można zastosować nylonową opaskę zaciskową z (tańsza opcja), natomiast w przypadku szybciej rosnących zwierząt i/lub dłuższego okresu obserwacji można zastosować przeszczep protez naczyniowych mocowany za pomocą tytanowych klipsów (droższa opcja), unikając internalizacji opaski (omówionej szczegółowo w sekcjach poniżej) (patrz Tabela materiałów). - Opcja 1 (nylonowa opaska zaciskowa na):
- Wytnij ~10 cm odcinek sterylnej plastikowej rurki o prześwicie wystarczająco małym, aby ściśle pasował do końcówki nylonowej opaski.
UWAGA: Sterylne rurki i nylonowa opaska są wcześniej sterylizowane przez sterylizację tlenkiem etylenu lub zanurzenie w formaldehydzie przez co najmniej 24 godziny. - Użyj zakrzywionych kleszczyków pod kątem 90°, aby przeciągnąć plastikową rurkę (która służy jako atraumatyczny przewodnik do nylonowej opaski) wokół aorty, przez wcześniej utworzoną ścieżkę, od przestrzeni między aortą a tętnicą płucną (proksymalną) w kierunku przestrzeni między aortą a prawym przedsionkiem (dystalnie). Badanie palpacyjne palcem może pomóc w skierowaniu kleszczy na właściwą ścieżkę.
- Należy uważać, aby nie obciążać zbytnio tętnicy płucnej lub prawego przedsionka, ponieważ może to prowadzić do niestabilności hemodynamicznej. Na tym etapie należy zwrócić szczególną uwagę na parametry życiowe, aby uniknąć przedłużających się okresów niedociśnienia ogólnoustrojowego.
- Gdy plastikowy prowadnica jest widoczny po stronie dystalnej, chwyć go kleszczami do tkanek i ostrożnie przeciągnij wokół aorty, zabierając ze sobą nylonową opaskę. Połącz dwa końce nylonowej opaski bez zwężania aorty.
- Wytnij ~10 cm odcinek sterylnej plastikowej rurki o prześwicie wystarczająco małym, aby ściśle pasował do końcówki nylonowej opaski.
- Opcja 2 (przeszczep ePTFE)
- Wytnij sterylny przeszczep ePTFE o długości ~10 cm z przeszczepu o długości 5 mm i 40 cm.
- Użyj zakrzywionych pod kątem 90° kleszczyków do obsługi przeszczepu i przepuszczenia go wokół aorty. Patrz kroki 3.11.2 i 3.11.3.
- Umieść marker nieprzepuszczający promieni rentgenowskich (patrz Tabela materiałów) w obszarze opaski, aby ułatwić cewnikowanie aorty.
- Przykryj przestrzeń międzyżebrową mokrą gazą i sterylnymi zasłonami.
4. Cewnikowanie lewej komory (LV)/aorty
- Podawać heparynę (200 U.kg-1).
UWAGA: Zabiegi wewnątrznaczyniowe wiążą się z ryzykiem powstania skrzepów i embolizacji dystalnej, podczas gdy podawanie heparyny prowadziłoby do nadmiernego krwawienia podczas chirurgicznego dostępu do aorty. Dlatego cewnikowanie LV/aorty wykonuje się po uzyskaniu dostępu do aorty i założeniu opaski. - Podłącz adapter podwójnej zastawki hemostazy lub zastawkę hemostazy w kształcie gwiazdy do cewnika prowadzącego 6 Fr MP1 (patrz tabela materiałów) i przepłukać heparynizowaną solą fizjologiczną. Wstępnie obciążyć cewnik prowadzący prowadnikiem o długości 260 cm 0,035 cala z końcówką J. Wprowadzić ten zespół przez osłonkę tętnicy udowej.
UWAGA: Może wystąpić ryzyko krwawienia podczas przesuwania dwóch czujników ciśnienia o wysokiej wierności (HFPS) przez standardowy zawór hemostazy z nacięciem krzyżowym. Alternatywnym podejściem mogłoby być użycie dwóch oddzielnych cewników prowadzących, ale wymagałoby to drugiego miejsca dostępu tętniczego. Aby rozwiązać zarówno problem krwawienia, jak i potrzebę dodatkowych miejsc dostępu, można zdecydować się na dwuportową zastawkę hemostazy lub zastawkę hemostazy w kształcie gwiazdy. Te alternatywy rozwiązują problem krwawienia i eliminują potrzebę stosowania dodatkowych punktów dostępu. Po wprowadzeniu cewnika prowadzącego przez osłonkę tętnicy należy pamiętać, że boczny port osłonki nie pozwoli na pomiar ciśnienia krwi. Aby zmierzyć ciśnienie krwi, konieczne jest podłączenie linii tętniczej do bocznego portu adaptera zaworu hemostazy cewnika prowadzącego. - Przesuń prowadnik i wprowadź cewnik do aorty wstępującej pod kontrolą fluoroskopową. Po zidentyfikowaniu zastawki aortalnej ostrożnie skrzyżuj ją z prowadnikiem i wprowadź cewnik prowadzący do LV. W razie potrzeby użyj kontrastu, aby ułatwić anatomiczne ułożenie. Sprawdź ślady ciśnienia, aby potwierdzić pozycjonowanie niskiego napięcia.
- Usuń prowadnik, pozostawiając cewnik prowadzący w LV. Po zasysaniu przepłucz cewnik i upewnij się, że w cewniku nie ma pęcherzyków powietrza.
- Przesuń już skalibrowany HFPS przez jeden z portów podwójnego zaworu hemostazy do LV. Na korpusie cewnika można umieścić znak sterylnego długopisu, aby wiedzieć, kiedy wychodzi on z końcówki cewnika prowadzącego. Alternatywnie, potwierdzenie wyraźnego sygnału ciśnienia w komorze jest oznaką wyjścia z cewnika prowadzącego (zakłócenia sygnału obserwuje się, gdy HFPS znajduje się wewnątrz cewnika prowadzącego).
- Przesuń drugi HFPS przez drugi port podwójnego zaworu hemostazy do LV.
- Wciągnąć cewnik prowadzący z powrotem do aorty wstępującej dystalnie do znacznika nieprzepuszczającego promieni rentgenowskich umieszczonego w miejscu opaski, pozostawiając jeden z HFPS w LV. Potwierdź położenie cewnika za pomocą śladów ciśnienia.
UWAGA: HFPS należy podłączyć do systemu rejestrującego i umieścić w sterylnym roztworze soli fizjologicznej na co najmniej 30 minut przed użyciem, aby umożliwić zrównoważenie czujnika ciśnienia. Przed wprowadzeniem HFPS do cewnika prowadzącego należy upewnić się, że ciśnienie zostało wyzerowane, umieszczając czujnik na powierzchni sterylnego roztworu soli fizjologicznej. - Przykryj miejsce dostępu naczyniowego sterylną serwetą i przejdź do klatki piersiowej, aby zwęzić aortę.
5. Zwężenie aorty wstępującej (zwężenie)
- Lekko pociągnij za opaskę nylonową (opcja 1) lub przeszczep ePTFE (opcja 2), aby upewnić się, że HFPS jest prawidłowo ustawiony - ciśnienie LV powinno wzrosnąć, podczas gdy ciśnienie w aorcie dystalnie do opaski (marker nieprzepuszczający promieni rentgenowskich) nie powinno wzrosnąć.
- Jeśli ustawienie cewnika jest nieprawidłowe, wyreguluj położenie HFPS, aby upewnić się, że proksymalny i dystalny nacisk na miejsce zwężenia jest wyraźnie zarejestrowany.
- Opcja 1: zamknij nylonową opaskę, aż będzie dobrze przylegać do aorty.
- Zamknij nylonową opaskę jednym kliknięciem na raz, ściśle monitorując ciśnienie. Po każdym kliknięciu poczekaj, aż ciśnienie się ustabilizuje.
- Stopniowo zamykaj nylonową opaskę, aż do osiągnięcia żądanego gradientu ciśnienia. Celem jest gradient około 100 mmHg, przy jednoczesnym zapewnieniu, że ciśnienie końcoworozkurczowe w lewej komorze nie przekracza 25 mmHg.
UWAGA: Jeśli osiągnięty gradient wynosi nieco poniżej 100 mmHg (tj. między 90-95 mmHg), powstrzymaj się od dalszego zaciskania nylonowej taśmy. Ważne jest, aby w tej sytuacji nie dokręcać zbyt mocno. Jeśli jednak nylonowa opaska zostanie przypadkowo nadmiernie zaciśnięta podczas zabiegu lub po ustabilizowaniu, można użyć noży do kości (patrz Tabela materiałów) do przecięcia nylonowej taśmy, a następnie powtórzyć poprzednie procedury (krok 3.11 i krok 5.3) w celu ponownego wyregulowania i uzyskania odpowiedniego gradientu ciśnienia. - Umieść kawałek sterylnej plastikowej rurki na końcu nylonowej opaski, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia otaczających konstrukcji.
- Opcja 2: przybliżyć końce ePTFE i zwęzić pasmo za pomocą kleszczy 45°, jednocześnie monitorując ciśnienie, aby oszacować względne położenie zwężenia.
- Umieść hemocykl tytanowy w pozycji kleszczy (zaciśnięcie dwóch końców przeszczepu ePTFE pozostawi na nim ślad, który posłuży do kierowania pozycją hemolipu).
- Sprawdź gradient ciśnienia. Jeśli nachylenie jest optymalne, potwierdź poprzednią pozycję hemolipu, umieszczając drugi hemoklin bezpośrednio nad poprzednim (nie zwiększy to zwężenia, ale pozwoli uniknąć dystalnego poślizgu klipsa).
- Jeśli gradient nie jest wystarczający, umieść dodatkowy klips poniżej poprzedniego klipsa (jeszcze bardziej zwężając aortę). Rób to, aż nachylenie będzie optymalne. Jeśli gradient jest zbyt duży, użyj aplikatora klipsów, aby usunąć klips i umieść inny bardziej dystalnie.
- Przyciąć końce przeszczepu ePTFE, aby uniknąć zbyt dużej ilości materiału do przeszczepu w klatce piersiowej i zszyć przeszczep do bliższej strony aorty za pomocą szwu 5.0 (patrz Tabela materiałów), aby uniknąć dystalnego ruchu przeszczepu.
- Odczekaj 15 minut po umieszczeniu opaski, aby ustabilizować ciśnienie i określić, czy nachylenie pozostaje optymalne, czy też nastąpi dekompensacja i ostra awaria. Jeśli niedociśnienie występuje bez samoistnego ustąpienia, jest bardzo prawdopodobne, że LV ulega dekompensacji i konieczne jest złagodzenie pasma.
- Zamknij osierdzie za pomocą szwu 3-0 PDS II (patrz tabela materiałów).
- Umieść drenaż klatki piersiowej i podłącz go do aspiratora chirurgicznego. Zwiększ PEEP do 10 cmH2O, aby rozpocząć rekrutację każdego płuca, które cierpiało na niedodmę.
- Zamknij ścianę klatki piersiowej warstwami za pomocą szwu 3-0 PDS II.
- Zamknij ostatni szew mięśniowy podczas usuwania drenu klatki piersiowej i z wentylacją zatrzymaną na końcu wydechu z wysokim ciśnieniem (ręcznie ustawionym na 20-30 cmH2O).
- Wznów normalną wentylację i zamknij skórę za pomocą szwu 3-0 PDS II ze wzorem śródskórnym po przepłukaniu rany powidonu jodu.
- Usuń mikro-cewniki (patrz Tabela materiałów) i sprawdź nacisk powierzchniowy, aby uwzględnić dryft ciśnienia podczas zabiegu.
- Usunąć cewnik prowadzący.
- Zdejmij osłonkę wprowadzającą i zastosuj ręczny ucisk, aby zamknąć arteriotomię. Stosuj kompresję w miejscu dostępu przez co najmniej 10 minut. Oceń miejsce pod kątem hemostazy, powoli usuwając ciśnienie i potwierdzając brak krwawienia lub tworzenia się krwiaka.
- W razie potrzeby założyć szew w miejscu nakłucia za pomocą szwu wchłanialnego.
UWAGA: W razie potrzeby, w tym momencie, szybki echokardiogram przezklatkowy może pomóc w ustaleniu, czy czynność serca jest dobra i umożliwić oszacowanie gradientu ciśnienia w aorcie. Chociaż nie jest to konieczne (ponieważ gradient ciśnienia został zmierzony za pomocą czujników ciśnienia o wysokiej wierności), gradient pochodzący z echa może być użyty do porównania modelu z danymi klinicznymi. Należy pamiętać, że ze względu na operację jakość obrazu będzie zagrożona. - Przerwij znieczulenie i ekstubuj zwierzę po wykryciu spontanicznej wentylacji. Odłącz zwierzę od respiratora i upewnij się, że przez rurkę dotchawiczą wyczuwalny jest prawidłowy przepływ powietrza i że natlenienie obwodowe nie jest naruszone.
- Ekstubować i w razie potrzeby umieścić Guedel.
- Usuń cewnik do żył obwodowych.
- Monitoruj zwierzę przez co najmniej 15 minut, jednocześnie monitorując EKG/tętno i natlenienie obwodowe.
- Jeśli stan jest stabilny, należy zabrać zwierzę do czystego kojca regeneracyjnego o podwyższonej temperaturze otoczenia. Użyj przenośnego urządzenia do pomiaru parametrów życiowych (patrz Tabela materiałów), aby stale monitorować tętno i saturację, aż zwierzę odzyska przytomność.
- Obserwuj zwierzęta przez żądany okres i wykonaj echokardiografię przezklatkową lub analizę pętli ciśnienie-objętość w celu określenia czynności serca.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W początkowej fazie opracowywania modelu śmiertelność wynosiła około 30%, przy czym zwierzęta ginęły w wyniku ostrej niewydolności serca po założeniu obręczy oraz z powodu powikłań chirurgicznych. Jednak po ustaleniu modelu powikłania chirurgiczne stały się rzadsze, a wskaźnik śmiertelności spadł do około 15%. Dwa przypadki zgonów wynikały z pęknięcia aorty podczas sekcji.
Zastosowanie wysokoprecyzyjnych czujników ciśnienia umożliwia uzyskanie sygnałów ciśnienia wysokiej jakości (
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W ostatnich latach w kilku badaniach wykorzystano chirurgiczne opaski aortalne jako model przeciążenia lewej komory i niewydolności serca (zstępującej9 do aorty wstępującej10), co pozwoliło naukowcom uzyskać różne fenotypy dostosowane do ich specyficznych potrzeb. Choć korzystanie z takich modeli wymaga kosztownego sprzętu i specjalistycznej wiedzy, to informacje, które dostarczają, są bezcenne. Świnie, ze względu na swoje rozmiary i podobieństwo do ludzkiego serca, służą j...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana i finansowana w ramach projektu QREN 2013/30196, Fundacji Bankowej "la Caixa", projektu Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT), LCF/PR/HP17/52190002. JS i EB otrzymały wsparcie w ramach programu Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 w ramach umowy grantowej nr 813716 działania "Maria Skłodowska-Curie". Projekt PdCM był wspierany przez projekt MEDIATOR (LSH) (LSHM) (LSHM 21016) realizowany przez Stichting Life Sciences Health (LSH)-TKI (Lshm 21016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szew 3-0 PDS II | Ethicon | Z683G | Opaska aorty |
| 5-0 prolenu | Ethicon | 7472H | Opaska aorty |
| System ultrasonograficzny ACUSON NX2 | Siemens | (240)11284381 | Dostęp naczyniowy i echokardiografia |
| Przedłużenie tętnicy 200 cm | PMH | 303.0666 | Konserwacja anestezjologii |
| Atlan A300 Respirator | Draeger | 8621300 | Wentylacja |
| Obcinaki do kości | Fehling | AMP 367.00 | Opaski aorty |
| Cefazolin 1000 mg | Labesfal | 100063 | Antybiotyk |
| Chlorheksydyna 4% roztwór do mycia | AGA | 19110008 | Czyszczenie |
| Doyen Kleszczyki jelitowe | Aesculap | EA121R | Intubacja |
| Echogeniczna igła wprowadzająca | Teleflex | AN-04318 | z dostępem naczyniowym |
| Intubacja | międzychirurgiczna | 8040070 | |
| Przeszczep naczyniowy ePTFE (5 mm x 40 cm) | GORE-TEX | S0504 | Taśma aorty |
| Przedłużacz 100 cm | PMH | 303.0394 | Indukcja znieczulenia |
| F.O. Laryngoskop | Luxamed | E1.317.012 | Intubacja |
| F.O. Miller Ostrze 4 204 x 17 mm | Luxamed | 3 | Intubacja |
| Sterylna serweta z okienkiem | Bastos Viegas | 4882-256 | Technika aseptyczna |
| Fentanyl 0,5 mg/10 ml | B.Braun | 5758883 | Znieczulenie / Analgezja |
| Prowadnik 260 cm Końcówka J | B.Braun | J3 FC-FS 260-035 | Cewnikowanie lewej komory |
| Pompa infuzyjna Infusomat Space | B.Braun | 24101800 | Płyny / Podawanie leków |
| Retraktor międzyżebrowy | Fehling Chirurgiczny | MRP-1 | Torakotomia |
| Introcan Certo IV Cewnik 20G | B.Braun | 4251326 | Płyny / Podawanie leków |
| Izotoniczny roztwór soli fizjologicznej 0,9% | B.Braun | 5/44929/1/0918 | Płyny / Podawanie leków |
| Ketamidor 100 mg / ml | Richter pharma | 1121908AB | Indukcja znieczulenia |
| Przetwornik liniowy L10-5v | Siemens | 11284481 | Dostęp naczyniowy |
| Midazolam 15 mg/3 mL | Labesfal | PLB762-POR/2 | indukcyjny znieczulenia |
| Millar | 63405(1) | ||
| Cewnik prowadzący MP1 | Cordis | 67027000 | Cewnikowanie lewej komory |
| Uchwyt igły | Fehling Chirurgiczny | ZYY-5 | Aorta |
| Banding Klej włókninowy | Bastos Viegas | 442-002 | Płyny / Podawanie leków |
| Przetwornik P4-2 Phased Array | Siemens | 11284467 Echokardiografia | |
| Perfusor Kompaktowa strzykawkowa pompa perfuzyjna | B.Braun | 8717030 | Płyny / Podawanie leków |
| Kondycjoner sygnału ciśnienia | ADinstruments PCU-2000 | Zapis ciśnienia | |
| Propofol Lipuro 2% | B.Braun | 357410 | Utrzymanie znieczulenia |
| Radifocus Introducer II Standard Kit B - Osłona wprowadzająca | Terumo | RS+B60K10MQ | Dostęp naczyniowy |
| Marker nieprzepuszczający promieni rentgenowskich | Scanlan | 1001-83 | Nożyczki do opaski aorty |
| Torakotomia | Fehlinga | ||
| Skinprep (chlorheksydyna 2% / 70% alkohol izopropylowy) | Dezynfekcja Vygon | SKPC015ES | |
| Kolektor kranu do dezynfekcji (3 porty) | PMH | 310.0489 | Podawanie płynów / leków |
| Kleszcze proste | Fehling Chirurgiczny | ZYY-1 | Torakotomia |
| Stresnil 40 mg / ml | ecuphar | 572184.2 | indukcyjna anestezjologiczna |
| Luer Lock 20 cc | Omnifix B.Braun | 4617207V | indukcyjna anestezjologiczna |
| Luer Lock 50 cc | Omnifix B.Braun | 4617509F | Znieczulenie Konserwacja |
| Transdermalny plaster fentanylowy 50 mcg/h | Mylan | 5022153 | Analgezja |
| Ultravist | Bayer | KT0B019 | Angiografia |
| Uniwersalny adapter zaworu hemostazy | Merit Medical | UHVA08 | Cewnikowanie lewej komory |
| Unieruchomienie kończyn na rzep | PMH | SU-211 | Stabilizacja zwierząt |
| Venofix A, 21 G | B.Braun | 4056337 | Indukcja znieczulenia |
| Monitor pacjenta Vista 120S Monitorowanie | MS32997 | Draeger | |
| Tytanowy klips Weck | Teleflex | 523760 | Opaska aorty |
| Weck Tytanowy klips aplikacyjny | Teleflex | 523166 | Opaski aorty |
| Zhiem Vision | Iberdata | N/A | Fluoroskopia |
Bibliografia
- Savarese, G., et al. Global burden of heart failure: a comprehensive and updated review of epidemiology. Cardiovascular Research. 118 (17), 3272-3287 (2023).
- Hartley, A., et al. Trends in mortality from aortic stenosis in Europe: 2000-2017. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 748137(2021).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large Animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. Journal of the American College of Cardiology: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Brink, C. B., Lewis, D. I. The 12 Rs framework as a comprehensive, unifying construct for principles guiding animal research ethics. Animals (Basel). 13 (7), 1128(2023).
- Choy, J. S., Zhang, Z. D., Pitsillides, K., Sosa, M., Kassab, G. S. Longitudinal hemodynamic measurements in swine heart failure using a fully implantable telemetry system. PLoS One. 9 (8), 103331(2014).
- Ishikawa, K., et al. Increased stiffness is the major early abnormality in a pig model of severe aortic stenosis and predisposes to congestive heart failure in the absence of systolic dysfunction. Journal of the American Heart Association. 4 (5), 001925(2015).
- Emter, C. A., Baines, C. P. Low-intensity aerobic interval training attenuates pathological left ventricular remodeling and mitochondrial dysfunction in aortic-banded miniature swine. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299 (5), H1348-H1356 (2010).
- Brito, J., Raposo, L., Teles, R. C. Invasive assessment of aortic stenosis in contemporary practice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 9, 1007139(2022).
- Tan, W., et al. A Porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727(2021).
- Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
- Lelovas, P. P., Kostomitsopoulos, N. G., Xanthos, T. T. A comparative anatomic and physiologic overview of the porcine heart. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (5), 432-438 (2014).
- Tian, L., et al. Supra-coronary aortic banding improves right ventricular function in experimental pulmonary arterial hypertension in rats by increasing systolic right coronary artery perfusion. Acta Physiologica (Oxf). 229 (4), 13483(2020).
- Sorensen, M., Hasenkam, J. M., Jensen, H., Sloth, E. Subcoronary versus supracoronary aortic stenosis. An experimental evaluation. Journal of Cardiothoracic Surgery. 6, 100(2011).
- Lygate, C. A., et al. Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).
- Jalal, Z., et al. Unexpected Internalization of a Pulmonary Artery Band in a Porcine Model of Tetralogy of Fallot. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 8 (1), 48-54 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
