Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena cytotoksyczności metabolitów typowych pestycydów triazolowych w roślinach

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66048

⸱

22 grudnia 2023

 ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Microbial Control Technology for Industrial Pollution in Zhejiang Province, College of Environment, Zhejiang University of Technology, 2Research and Teaching Center of Agriculture, Zhejiang Open University, 3International Joint Research Center for Persistent Toxic Substances (IJRC-PTS), College of Environment, Zhejiang University of Technology

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół opisuje nową metodę oceny całkowitej cytotoksyczności metabolitów triazolowych pestycydów w roślinach.

Streszczenie

Różne zanieczyszczenia organiczne zostały uwolnione do środowiska z powodu działalności antropogenicznej. Zanieczyszczenia te mogą być wchłaniane przez rośliny uprawne, powodując potencjalne zagrożenia dla ekosystemu i zdrowia ludzi w całym łańcuchu żywnościowym. Biotransformacja zanieczyszczeń w roślinach prowadzi do powstania szeregu metabolitów, które mogą być bardziej toksyczne niż ich związki macierzyste, co oznacza, że metabolity te powinny być brane pod uwagę podczas oceny toksyczności. Metabolity zanieczyszczeń w roślinach są jednak niezwykle złożone, co utrudnia kompleksowe uzyskanie informacji toksykologicznych na temat wszystkich metabolitów. W badaniu tym zaproponowano strategię oceny całkowitej cytotoksyczności metabolitów zanieczyszczeń w roślinach poprzez traktowanie ich jako całości podczas badań toksykologicznych. Pestycydy triazolowe, klasa fungicydów o szerokim spektrum działania, są szeroko stosowane w produkcji rolnej. Coraz większą uwagę przyciąga zanieczyszczenie pozostałościami na terenach uprawnych. W związku z tym jako badane zanieczyszczenia wybrano cztery pestycydy triazolowe, w tym flusilazol, diniconazol, tebukonazol i propikonazol. Metabolity zostały wytworzone w wyniku traktowania kalusa marchwi testowanymi pestycydami triazolowymi. Po zabiegu trwającym 72 godziny wyekstrahowano metabolity pestycydów z kalusa marchwi, a następnie przeprowadzono testy toksykologiczne z wykorzystaniem linii komórkowej Caco-2. Wyniki wykazały, że metabolity badanych pestycydów w kalusie marchwi nie hamowały istotnie żywotności komórek Caco-2 (P0,05), nie wykazując cytotoksyczności metabolitów pestycydów. Zaproponowana metoda otwiera nową drogę do oceny cytotoksyczności metabolitów zanieczyszczeń w roślinach, co ma dostarczyć cennych danych do precyzyjnej oceny toksyczności.

Wprowadzenie

Rośliny uprawne rosnące na polach uprawnych mogą być narażone na różne zanieczyszczenia organiczne pochodzące z działalności antropogenicznej1,2. Zanieczyszczenia mogą być wchłaniane przez rośliny, powodując dalsze zagrożenia dla ekosystemu i zdrowia ludzkiego poprzez łańcuchy pokarmowe3,4. Ksenobiotyki w roślinach prawdopodobnie przechodzą szereg biotransformacji, takich jak metabolizmy fazy I i II5, generując szereg metabolitów. Zgodnie z koncepcją zielonej wątroby w roślinach, metabolizm roślin może zmniejszyć toksyczność ksenobiotyków6,7. Wykazano jednak, że toksyczność niektórych metabolitów może być wyższa niż ich rodziców. Na przykład udowodniono, że debromowany produkt tetrabromobisfenolu A (TBBPA) i produkt O-metylowany bisfenolu A (BPA) są znacznie bardziej toksyczne niż ich rodzice8,9, a debromacja i O-metylacja obejmują główne szlaki metabolizmu fazy I w roślinach. W związku z tym ocena toksyczności oparta wyłącznie na rodzicach zanieczyszczeń w roślinach nie jest dokładna, podczas gdy należy wziąć pod uwagę odpowiadające im metabolity.

Metabolity ksenobiotyków w roślinach są niezwykle złożone10,11, co utrudnia ich kompleksową identyfikację i rozdzielenie. Ponadto można uzyskać tylko kilka wzorców zidentyfikowanych metabolitów. W związku z tym dane toksykologiczne dotyczące wszystkich metabolitów nie są dostępne, co utrudnia kompleksową ocenę toksyczności. W ramach tego badania zaproponowano strategię oceny integralnej toksyczności metabolitów zanieczyszczeń w roślinach poprzez traktowanie ich jako całości podczas badań toksykologicznych, dostarczając nowych danych do precyzyjnej oceny toksyczności zanieczyszczeń w roślinach. Nasze poprzednie badania wykazały, że kultura kalusa roślinnego otwiera prostą i skuteczną drogę do uzyskania metabolitów ksenobiotyków w roślinach12. W związku z tym w tym badaniu wykorzystano kulturę kalusa roślinnego w celu wytworzenia metabolitów zanieczyszczeń w roślinach, a następnie ekstrakcji chemicznej i testów toksykologicznych z wykorzystaniem ludzkiej linii komórkowej. Przewód pokarmowy jest jednym z bezpośrednich narządów docelowych ksenobiotyków narażonych na kontakt ze zwierzętami i ludźmi. Linia komórkowa Caco-2 okazała się najlepszym modelem do badania zachowań jelitowych i toksyczności ksenobiotyków in vitro13,14,15. W związku z tym w tym badaniu wybrano model komórkowy Caco-2.

Pestycydy triazolowe, klasa fungicydów o szerokim spektrum działania, były szeroko stosowane w produkcji rolnej16. Ich zanieczyszczenie pozostałościami na polach uprawnych przyciąga coraz większą uwagę17,18. W tym przypadku jako typowe zanieczyszczenia wybrano cztery powszechnie stosowane pestycydy triazolowe, w tym flusilazol, diniconazol, tebukonazol i propikonazol. Marchew została wybrana w tym badaniu jako roślina reprezentatywna dla świeżych, gotowych do spożycia warzyw. Kalus marchwi był początkowo narażony na działanie badanych pestycydów w stężeniu 100 mg/L. Po ekspozycji trwającej 72 godziny metabolity wyekstrahowano w celu oceny cytotoksyczności przy użyciu linii komórkowej Caco-2. Metodę tę można łatwo rozszerzyć w celu oceny całkowitej cytotoksyczności metabolitów innych rodzajów zanieczyszczeń w roślinach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Różnicowanie kalusa marchwi

UWAGA: Szczegółowy protokół różnicowania kalusa marchwi został opisany w poprzednim badaniu12. Oto krótki opis.

  1. Sterylizuj powierzchnię nasion wernalizowanej 75% etanolem przez 20 minut, a następnie 20% H2O2 przez 20 minut. Umyj je wodą destylowaną co najmniej 3 razy.
  2. Wysiewaj nasiona na bezhormonalnym pożywce żelowej (1% w/v) Murashige i Skoog (MS) (pH = 5,8, autoklawizowane w temperaturze 121 °C) i inkubuj je w ciągu 16 godzin fotoperiodu (350 μmol/m2s) w temperaturze 26 °C przez 15 dni, aby uformować siewki.
  3. Zebrać eksplantaty, krojąc hipokotyl i liścienie siewek na małe kawałki (0,5 cm) i inkubować eksplantaty w pożywce MS zawierającej auksymon 1 mg/l kwasu 2,4-dichlorofenoksyoctowego i fitokininę 0,5 mg/l 6-benzyloaminopuryny w temperaturze 26 °C w ciemności przez 3-4 tygodnie w celu wywołania kalusa.
  4. Zbierz kalus (o średnicy około 1 cm, zwarty) za pomocą skalpeli i kleszczy.

2. Leczenie kalusa marchwi pestycydami

  1. Rozpuścić po 10 mg flusilazolu, dinikonazolu, tebukonazolu i propikonazolu w 100 ml sterylnego podłoża MS o końcowym stężeniu 100 mg/l (pH 5,6-7,0).
    UWAGA: Stężenie badanych pestycydów zostało wybrane jako maksymalne stężenie 50% hamujące wzrost komórek (IC50) do komórki Caco-2.
  2. Zmieszać 3 g kalusa marchwi (z kroku 1.4) z 10 ml przygotowanych roztworów pestycydów (z kroku 2.1) w szklanych kolbach w sterylnych warunkach.
  3. Zmieszać 3 g kalusa marchwi (z kroku 1.4) z 10 ml aseptycznego podłoża MS w szklanych kolbach w sterylnych warunkach.
    UWAGA: Wszystkie szklane kolby zostały poddane sterylizacji w autoklawie.
  4. Inkubować kalus marchwi (od etapów 2.2 i 2.3) przy 130 obr./min i w temperaturze 26 °C w ciemności przez 72 godz.
    Ustaw wszystkie zabiegi w trzech egzemplarzach.
  5. Zebrać kalus marchwi z pożywki przez filtrację za pomocą filtrów z włókna szklanego (0,45 μm) po inkubacji trwającej 72 godziny. Przemyć kalus ultraczystą wodą 3x.
  6. Liofilizować kalus za pomocą liofilizatora w temperaturze -55 °C, a następnie homogenizować je za pomocą wysokowydajnego młynka do tkanek przy 70 Hz przez 3 minuty.

3. Ekstrakcja chemiczna kalusa marchwi

  1. Zmieszać 0,2 g zmielonego proszku liofilizowanego kalusa z 3 ml acetonitrylu w probówce wirówkowej (10 ml).
  2. Wirować probówkę wirówkową przez 8 minut, a następnie podsłuchiwać ją sonikować przez 5 minut (150 W, 40 kHz).
  3. Zebrać supernatanty przez pipetowanie po odwirowaniu w temperaturze 8 000 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut.
  4. Powtórz procedury ekstrakcji 3 razy i połącz ekstrakty w czystej probówce wirówkowej (10 ml).
  5. Skoncentrować zebrane ekstrakty do sucha za pomocą koncentratora przedmuchiwania azotem w temperaturze 40 °C.
  6. Ponownie rozpuścić pozostałości ekstraktów (z etapu 3.5) w 1 ml zmodyfikowanej pożywki Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco z 0,3% dimetylosulfotlenku (DMSO).
    UWAGA: Pozostałości w kroku 3.6 uzyskano z ekstraktów kalusa poddanego działaniu pestycydów (z kroku 2.2).
  7. Ponownie rozpuść pozostałości ekstraktów (z kroku 3.5) w 1 ml DMEM z 0,3% DMSO i rozpuść 1 mg flusilazolu, dinikonazolu, tebukonazolu i propikonazolu odpowiednio w 4 różnych probówkach.
    UWAGA: Pozostałości w kroku 3.7 uzyskano z ekstraktów ślepego kalusa (z etapu 2.3).
    UWAGA: DMEM przygotowano z 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% antybiotyków (penicyliny i streptomycyny).

4. Reanimacja komórki Caco-2

UWAGA: Wszystkie odczynniki i materiały używane w testach komórek Caco-2 były sterylizowane w autoklawie przez 20 minut i sterylizowane w świetle ultrafioletowym przez 2 godziny.

  1. Wyjąć probówkę do kriokonserwacji (przechowującą zamrożone komórki) ze zbiornika z ciekłym azotem i szybko przenieść ją do łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Ciągle wstrząsać nią, aby rozmrozić zamrożony roztwór.
    UWAGA: Podczas potrząsania należy unikać przepływania wody przez pokrywę rurki do kriokonserwacji.
  2. Zdezynfekuj powierzchnię probówki do krioprezerwacji 75% alkoholem po rozmrożeniu zamrożonego roztworu. Szybko przenieś roztwór komórkowy do sterylnej probówki wirówkowej za pomocą pipetowania.
  3. Usunąć supernatanty z probówki do kriokonserwacji po odwirowaniu w temperaturze 1 000 x g w temperaturze 4 °C przez 3 minuty. Dodać 1 ml DMEM i zawiesić komórki, delikatnie stukając i potrząsając.
  4. Przenieść zawiesinę komórek (z kroku 4.3) do szklanej kolby za pomocą pipetowania. Dodać 5 ml DMEM do szklanej kolby i delikatnie potrząsnąć szklaną kolbą, aby równomiernie rozprowadzić komórki.
  5. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2,
    UWAGA: Kroki 4.2-4.4 zostały wykonane na super czystej ławce.

5. Przejście komórki Caco-2

  1. Wyjąć szklaną kolbę z inkubatora i wyrzucić pożywkę hodowlaną, gdy gęstość komórek osiągnie ponad 80%. Umyj komórki PBS 3x.
  2. Dodaj 1 ml roztworu trypsyny-EDTA i równomiernie go rozprowadz, aby zapewnić pełny kontakt z komórkami.
  3. Usuń roztwór trawienny, gdy komórki skurczą się od przylegającego kształtu do małego okrągłego punktu i nie zawisną pod obserwacją pod mikroskopem (100-krotne powiększenie). Delikatnie postukać w ściankę kolby, aby spowodować usunięcie komórek.
  4. Dodać 2 ml DMEM, powtórzyć płukanie ścianki kolby 10 razy, delikatnie postukać w ściankę kolby i przenieść 1 ml zawiesiny komórek do innej szklanej kolby.
  5. Dodać 5 ml DMEM do szklanych kolb. Delikatnie postukaj w ściankę kolby, aby równomiernie rozprowadzić komórki.
  6. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2 . Pożywkę hodowlaną należy zastępować świeżym DMEM co 24 godziny, aż gęstość komórek osiągnie ponad 80%.
  7. Powtarzaj procedury pasażu komórkowego, aż do momentu, gdy zostanie pobrana wystarczająca liczba komórek (około 2 x 106) do następujących testów ekspozycji.
    UWAGA: Kroki 5.1-5.5 zostały wykonane na super czystej ławce. Liczbę komórek określono za pomocą hemocytometru19.

6. Ekspozycja komórki Caco-2

  1. Wyjąć szklane kolby (z kroku 5.7) z inkubatora i powtórzyć kroki 5.1-5.4 w celu zebrania komórek.
  2. Delikatnie postukać w ściankę kolby, aby równomiernie rozprowadzić komórki i przenieść zawiesiny komórek do probówki wirówkowej (15 ml).
  3. Rozcieńczyć zawiesinę komórkową (od kroku 6.2) DMEM w połączeniu z cytometrią, aby osiągnąć gęstość komórek około 1 x 105 komórek/ml. Delikatnie postukaj w ściankę kolby, aby równomiernie rozprowadzić komórki.
  4. Dodać 100 μl PBS do zewnętrznych dołków płytki 96-dołkowej, aby zapobiec parowaniu pożywki hodowlanej z powodu efektu krawędzi.
    UWAGA: Ciągle stukaj w ściankę probówki wirówkowej, aby utrzymać jednolitą zawiesinę komórek.
  5. Dodać 100 μl zawiesiny komórek (z kroku 6.3) do lewych studzienek płytki 96-dołkowej i pozostawić na 10 minut.
  6. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2 przez 48 godzin.
  7. Po 48 godzinach inkubacji wyjąć 96-dołkową płytkę z inkubatora i wyrzucić pożywkę hodowlaną.
  8. Ustawić grupę metabolitów pestycydów, dodając 100 μl roztworów (z kroku 3.6) do każdej studzienki.
    UWAGA: W każdym dołku w kroku 6.8 znajdowały się metabolity pestycydów wygenerowane od rodziców o dawce 0,1 mg.
  9. Ustaw grupę rodzicielską pestycydów, dodając 100 μl roztworów (z kroku 3.7) do każdej studzienki w celu porównania.
    UWAGA: W każdym dołku w kroku 6.9 znajdowało się 0,1 mg pestycydów rodziców.
  10. Ustaw ślepą kontrolę, dodając 100 μl DMEM z 0,3% DMSO w każdym dołku. Użyj sześciu dołków dla każdej grupy (kroki 6.8-6.9).
  11. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2 przez 24 godziny
    UWAGA: Kroki 6.1-6.5 i 6.7-6.10 zostały wykonane na super czystej ławce.

7. Ocena żywotności komórek

  1. Wyjąć 96-dołkową płytkę (z 6.11) z inkubatora i odrzucić pożywkę hodowlaną po ekspozycji trwającej 24 godziny. Przemyć komórki PBS 2x.
  2. Dodaj 100 μl DMEM do każdego dołka, a następnie dodaj 10 μl odczynników CCK-8. Delikatnie potrząśnij płytką, aby równomiernie rozprowadzić komórki.
  3. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2 przez 4 godziny.
  4. Wyjąć 96-dołkową płytkę z inkubatora po 4 godzinach inkubacji i zmierzyć absorbancję optyczną (OD) przy 450 nm za pomocą spektrofotometru fluorescencyjnego.
  5. Oblicz żywotność komórki za pomocą następującego równania:
    żywotność komórek (%) = (grupa eksperymentalna OD - ODDMEM) / (kontrola OD - ODDMEM)×100%.
    UWAGA: Kroki 7.1-7.2 zostały wykonane na super czystej ławce.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia schemat proponowanej metody generowania, ekstrakcji i oceny cytotoksyczności metabolitów pestycydów w kalusie marchwi. Na Rysunku 2 przedstawiono krzywe kinetyki poboru i metabolizmu badanych pestycydów, z których wynika, że stężenia pestycydów w pośrodkach hodowlanych spadały wykładniczo, podczas gdy ich stężenia w kalusie marchwi zaczęły wzrastać, osiągając szczyt po 4 lub 8 h, po czym nastąpił stopniowy spadek. Wyniki te sugerują, że pes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten został opracowany w celu oceny całkowitej cytotoksyczności metabolitów pestycydów triazolowych w roślinach poprzez połączenie kalusa roślinnego i modeli komórek ludzkich. Krytycznymi etapami dla tego proponowanego protokołu są hodowla kalusa roślinnego i komórki Caco-2. Najtrudniejsza część i względne porady dotyczące hodowli kalusa roślinnego zostały przedstawione w naszym poprzednim badaniu12. W tym miejscu należy zauważyć, że utrzymanie komórek jest najtrudniejszą częścią hodowli k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (21976160) oraz Zhejiang Province Public Welfare Technology Application Research Project (LGF21B070006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas 2,4-dichlorofenoksyoctowyWAKO1 mg/L
20% H2O2Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.10011218-500ML
6-benzyloaminopurynaWAKO0,5 mg / L
75% etanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.1269101-500 ml
96-dołkowa płytkaThermo Fisher
AcetonitrileSigma-Aldrich
Inkubator sztucznego klimatuNingbo DongNan Lab Equipment Co., LtdRDN-1000A-4
AutoklawySTIKMJ-Series
Caco-2 OgniwaNuoyang Biotechnology Co., Ltd.
Odczynniki CCK8Instytut Bioinżynierii Nanjing Jiancheng, ChinyG021-1-3
WirówkaThermo Fisher
Inkubator CO2LabtripHWJ-3-160
DimetylosulfotlenekSolarbio Life SciencesD8371
Dinikonazol, 98,7%J& K Scientific83657-24-3
Zmodyfikowane podłoże Eagle's DulbeccoSolarbio Life Sciences11965-500 ml
Waga elektronicznaShanghai Precision Instrument Co., LtdFA1004B
Surowica bydlęcapłodu Cellmax
Spektrofotometr fluorescencyjnyTecanInfinite M200
Flusilazol, 98,5%J& K Naukowy85509-19-9   
LiofilizatorSCIENTZ
Wysokowydajna szlifierka do tkanekSCIENTZ
Mikroskop odwróconyLeica BiosystemsDMi1
Milli-Q system MilliporeMS1922801-4L
Murashige & Skoog mediumHOPEBIOHB8469-7
Koncentrator nadmuchu azotuAOSHENGMD200-2
PBSSolarbio Life SciencesP1022-500 mL
Penicylina-Streptomycyna PłynSolarbio Life SciencesP1400-100 mL
Propiconazol, 100%J& K Naukowy60207-90-1 
Badania plusEppendorf10-1000 μ L
Nasiona marchwi Little Finger (Daucus carota var. sativus)Shouguang Seed Industry Co., Ltd
Inkubatory z potrząsaniemShanghai bluepard instruments Co., Ltd.THZ-98AB
Tebukonazol, 100%J& K Scientific107534-96-3
Roztwór trypsyny-EDTASolarbio Life SciencesT1300-100 mL
UltrasonografZKIUC-6
czysta ławka sterylizowana promieniami UVAIRTECH
VortexWuxi Laipu Instrument Equipment Co., LtdBV-1010
super Instrument

Bibliografia

  1. Fan, Y., et al. Uptake of halogenated organic compounds (HOCs) into peanut and corn during the whole life cycle grown in an agricultural field. Environ Pollut. 263, 114400(2020).
  2. Wu, Q., et al. Trace metals in e-waste lead to serious health risk through consumption of rice growing near an abandoned e-waste recycling site: Comparisons with PBDEs and AHFRs. Environ Pollut. 247, 46-54 (2019).
  3. Liu, A. F., et al. Tetrabromobisphenol-A/S and nine novel analogs in biological samples from the Chinese Bohai Sea: Implications for trophic transfer. Environ Sci Technol. 50 (8), 4203-4211 (2016).
  4. Awasthi, A. K., Zeng, X., Li, J. Environmental pollution of electronic waste recycling in India: A critical review. Environ Pollut. 211, 259-270 (2016).
  5. Zhang, Q., et al. Plant accumulation and transformation of brominated and organophosphate flame retardants: A review. Environ Pollut. 288, 117742(2021).
  6. Sandermann, H. Higher plant metabolism of xenobiotics: the 'green liver' concept. Pharmacogenetics. 4, 225-241 (1994).
  7. Zhang, J. J., Yang, H. Metabolism and detoxification of pesticides in plants. Sci Total Environ. 790, 148034(2021).
  8. Debenest, T., et al. Ecotoxicity of a brominated flame retardant (tetrabromobisphenol A) and its derivatives to aquatic organisms. Comp Biochem Phys C. 152 (4), 407-412 (2010).
  9. McCormick, J. M., Van Es, T., Cooper, K. R., White, L. A., Haggblom, M. M. Microbially mediated O-methylation of bisphenol A results in metabolites with increased toxicity to the developing zebrafish (Danio rerio) embryo. Environ Sci Technol. 45 (15), 6567-6574 (2011).
  10. Zhang, Q., et al. Multiple metabolic pathways of 2,4,6-tribromophenol in rice plants. Environ Sci Technol. 53 (13), 7473-7482 (2019).
  11. Hou, X., et al. Glycosylation of tetrabromobisphenol A in pumpkin. Environ Sci Technol. 53 (15), 8805-8812 (2019).
  12. Wu, J., et al. Elucidating the metabolism of 2,4-Dibromophenol in plants. J Vis Exp. (192), e65089(2023).
  13. Zucco, F., et al. An Inter-laboratory study to evaluate the effects of medium composition on the differentiation and barrier function of Caco-2 cell lines. Atla-Altern Lab Anim. 33, 603-618 (2005).
  14. Eisenbrand, G., et al. Methods of in vitro toxicology. Food Chem Toxicol. 40, 193-236 (2002).
  15. Sambuy, Y., et al. The Caco-2 cell line as a model of the intestinal barrier: influence of cell and culture-related factors on Caco-2 cell functional characteristics. Cell Biol Toxicol. 21, 1-26 (2005).
  16. Li, H., et al. Uptake, translocation, and subcellular distribution of three triazole pesticides in rice. Environ Sci Pollut Res. 29 (17), 25581-25590 (2022).
  17. Satapute, P., Kamble, M. V., Adhikari, S. S., Jogaiah, S. Influence of triazole pesticides on tillage soil microbial populations and metabolic changes. Sci Total Environ. 651, 2334-2344 (2019).
  18. Xu, Y., et al. A possible but unrecognized risk of acceptable daily intake dose triazole pesticides exposure-bile acid disturbance induced pharmacokinetic changes of oral medication. Chemosphere. 322, 138209(2023).
  19. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods Mol Biol. 740, 7-12 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Metabolity pestycydów triazolowychocena cytotoksycznościhodowla kalusa roślinnegobiotransformacja pestycydówlinia komórkowa Caco-2analiza pozostałości pestycydówbadania toksykologiczneekstrakcja z kalusa marchwitest żywotności komórekodczynnik CCK8
Ocena cytotoksyczności metabolitów typowych pestycydów triazolowych w roślinach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.