Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym

4.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66528

⸱

24 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular and Endovascular Surgery and the Center for Vascular Biology Research, Department of Surgery, Beth Israel Deaconess Medical Center and Harvard Medical School, 2The Transplant Institute and the Division of Nephrology, Department of Medicine, Beth Israel Deaconess Medical Center and Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Mysi model częściowej 2/3 (66%) hepatektomii jest dobrze opisany w literaturze, ale rzadko stosowano bardziej rozbudowane hepatektomie naśladujące zespół małego dla rozmiaru po przeszczepie wątroby. Opisujemy rozszerzoną 78% procedurę hepatektomii w modelu mysim, która powoduje około 50% śmiertelności pooperacyjnej u zdrowych myszy.

Streszczenie

Częściowa hepatektomia 2/3 u myszy jest wykorzystywana w badaniach nad zdolnością regeneracyjną wątroby i badaniem wyników resekcji wątroby w wielu modelach chorobowych. W klasycznej częściowej hepatektomii 2/3 u myszy dwa z pięciu płatów wątroby, a mianowicie lewy i środkowy płat reprezentujący około 66% masy wątroby, są wycinane en bloc z oczekiwanym przeżyciem pooperacyjnym wynoszącym 100%. Bardziej agresywne częściowe hepatektomie są technicznie trudniejsze i dlatego rzadko są stosowane u myszy. Nasza grupa opracowała mysi model techniki rozszerzonej hepatektomii, w której trzy z pięciu płatów wątroby, w tym lewy, środkowy i prawy górny płat, są wycinane oddzielnie w celu usunięcia około 78% całkowitej masy wątroby. Ta przedłużona resekcja u zdrowych myszy pozostawia resztki wątroby, która nie zawsze jest w stanie utrzymać odpowiednią i terminową regenerację. Brak regeneracji ostatecznie skutkuje 50% śmiertelnością pooperacyjną w ciągu 1 tygodnia z powodu piorunującej niewydolności wątroby. Ta procedura rozszerzonej 78% hepatektomii u myszy stanowi unikalny model chirurgiczny do badania zespołu małego dla rozmiaru i oceny strategii terapeutycznych w celu poprawy regeneracji wątroby i wyników w warunkach przeszczepu wątroby lub rozszerzonej resekcji wątroby w przypadku raka.

Wprowadzenie

Modele chirurgicznej resekcji wątroby u myszy i szczurów, po raz pierwszy opisane w 1931 roku, są najczęstszymi modelami eksperymentalnymi wykorzystywanymi do badania molekularnych podstaw regeneracji wątroby. Mogą być również przydatne w translacyjnych badaniach naukowych w celu testowania i opracowywania strategii poprawy wyników po rozszerzonej resekcji wątroby lub przeszczepie nieoptymalnych przeszczepów wątroby1,2,3,4. Częściowa hepatektomia (PH) u myszy polega na usunięciu około 2/3 (66%) całkowitej masy wątroby (TLM), co w przypadku przeprowadzenia u zdrowych zwierząt daje wyjątkowe wyniki5. Procedura jest krótkotrwała, łatwa do odtworzenia ze względu na niewielkie różnice w anatomii wątroby myszy, a przeżycie pooperacyjne zwykle zbliża się do 100%1.

Częściowa hepatektomia 2/3 obejmująca resekcję lewego płata (LL) i środkowego płata (ML) pozwala na regenerację pozostałych płatów względnie bez przeszkód spowodowanych zapaleniem płata lub ograniczeniem dopływu i odpływu wątroby. Zwiększony przepływ żylny wrotnej, a następnie naprężenie ścinające sinusoidalne komórki śródbłonka wątroby po PH powodują trwałą regulację w górę ekspresji śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS), a następnie uwalnianie tlenku azotu (NO), co przyczynia się do pobudzania hepatocytów do proliferacji i regeneracji wątroby3. Wyniki powszechnie badane po 2/3 PH w modelach chorób, takich jak niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby lub w określonym tle genetycznym, obejmują ryzyko ostrej niewydolności wątroby, jakościowe i ilościowe pomiary zdolności regeneracyjnych wątroby oraz inne reakcje biologiczne na stres lub uraz1,3.

Jednak mysi model naśladujący funkcjonalny lub anatomiczny zespół małych dla dużych rozmiarów, jaki występuje po rozszerzonej resekcji wątroby z powodu raka lub przeszczepie marginalnych (stłuszczenie lub przedłużony czas niedokrwienia) lub częściowych (podzielonych lub z wątroby żywego dawcy) przeszczepów wątroby, pozostaje do ugruntowania. Aby zaspokoić tę potrzebę, potrzebne są modele bardziej rozległych resekcji wątroby, które wykraczają poza utrzymanie minimalnej (i funkcjonalnej) masy wątroby, do modelowania zespołu wątroby o małej wielkości i zwiększonej śmiertelności, która jest związana z tym zespołem6,7.

Anatomia wątroby myszy wykazuje minimalne różnice. Wątroba myszy składa się z pięciu płatów, z których każdy stanowi następujący procent całkowitej masy wątroby: płat lewy (LL; 34,4 ± 1,9%), płat środkowy (ML; 26,2 ± 1,9%), prawy górny (zwany również prawym górnym) płat (RUL; 16,6 ± 1,4%), prawy dolny (zwany również prawym dolnym) płat (RLL; 14,7 ± 1,4%) i płat ogoniasty (CL, 8.1 ± 1.0%)1,5. Każdy płat jest zaopatrywany przez triadę wrotną, w tym gałąź tętnicy wątrobowej, gałąź żyły wrotnej i przewód żółciowy5. Historycznie opisano kilka technik wykonywania 2/3 PH poprzez resekcję LL i ML. Należą do nich: 1) technika klasyczna, która składa się z pojedynczej ligatury en bloc u podstawy każdego z wyciętych płatów; 2) technika klipsa hemostatycznego, wykorzystująca klipsy tytanowe nakładane u podstawy wyciętych płatów; 3) technikę oszczędzania miąższu zorientowaną na naczynie, polegającą na zakładaniu szwów kłujących proksymalnie do klamry; oraz 4) technika mikrochirurgiczna zorientowana na naczynia, w której żyła wrotna i gałęzie tętnicy wątrobowej są podwiązywane przed resekcją płata1. Chociaż każda technika ma względne mocne i słabe strony, żadna z nich nie zapewnia większej śmiertelności1,8,9.

W tym badaniu prezentujemy nowatorską metodę na rozszerzone 78% pH u myszy. W tym modelu trzy z pięciu płatów wątroby, w tym LL, ML i RUL, są usuwane oddzielnie przy użyciu techniki ligaturowej (Rysunek 1). Zabieg ten prowadzi do resekcji około 78% (77,2 ± 5,2%) całkowitej masy wątroby. Nasz wybór usunięcia LL i ML osobno, a nie "en bloc", jak w klasycznej technice PH, minimalizuje powikłania związane z resekcją en bloc tych dwóch płatów, takie jak zwężenie żyły głównej nadwątrobowej i zwiększone ryzyko martwicy pozostałych płatów, gdy pojedyncza ligatura jest stosowana zbyt blisko żyły głównej1, 10,11,12,13,14. Ma to kluczowe znaczenie przed przejściem do ostatniego kroku tej procedury, aby usunąć RUL. Ta rozległa hepatektomia u myszy C57BL/6 typu dzikiego w wieku 8-12 tygodni powoduje 50% śmiertelność w ciągu 1 tygodnia od operacji z powodu nieudanej regeneracji wątroby powodującej piorunującą niewydolność wątroby15,16. Ten mysi model zwiększonej śmiertelności po rozszerzonej hepatektomii o sile 78% odpowiednio podsumowuje patofizjologię zespołu małego dla rozmiaru i umożliwia opracowanie i przetestowanie nowych strategii w celu poprawy wyników.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Metody opisane w tym protokole procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Beth Israel Deaconess Medical Center (BIDMC). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi IACUC i ośrodka badawczego BIDMC.

1. Przygotowanie przedoperacyjne myszy

  1. Ogol brzuch myszy od połowy mostka do okolicy nadłonowej za pomocą maszynki do strzyżenia.
  2. Wywołaj znieczulenie ogólne za pomocą 1-4% izofluranu w 100% tlenu. Po znieczuleniu połóż mysz na wznak na polu operacyjnym z poduszką grzewczą pod spodem. Przed wykonaniem nacięcia mocno ściśnij palec u nogi, aby upewnić się, że nie ma odruchu pedałowania (jeśli jest obecny, zwierzę zareaguje). Dostosuj poziom znieczulenia zgodnie z potrzebami, aby osiągnąć stan znieczulenia ogólnego.
    UWAGA: Miareczkowanie izofluranu należy stosować w razie potrzeby, aby utrzymać odpowiednie znieczulenie ogólne.
  3. Podawać 1,2 mg/kg buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu (ER) podskórnie w celu znieczulenia pooperacyjnego. Ułóż mysz na wznak z wyprostowanymi kończynami przednimi i tylnymi i zabezpiecz kończyny taśmą; Następnie przygotuj sterylne pole do zabiegu.
    UWAGA: Upewnij się, że kończyny przednie są rozluźnione, gdy są zabezpieczone, aby oddychanie nie było utrudnione.
  4. Przygotuj jamę brzuszną za pomocą ciepłych sterylnych wacików z solą fizjologiczną i betadyną, naprzemiennie 3 razy między każdym wacikiem. Ułóż brzuch w sterylny sposób.

2. Hepatektomia

  1. Wykonaj pionowe nacięcie laparotomii w linii środkowej przez skórę od wyrostka mieczykowatego do okolicy nadłonowej za pomocą skalpela. Następnie naciąć linię białą ostrymi nożyczkami, aby wejść do jamy otrzewnej i przedłużyć to nacięcie na długość nacięcia skóry.
    UWAGA: Bezpieczniej jest najpierw naciąć linea alba w obszarze podmieczykowatym, gdzie wątroba znajduje się głęboko w ścianie brzucha, aby uniknąć uszkodzenia leżącego poniżej jelita.
  2. Cofnąć ścianę brzucha na boki za pomocą odpowiednich zwijaczy, a następnie zacisnąć wyrostek mieczykowaty hemostatem i cofnąć mostek wyżej, aby odsłonić wątrobę.
  3. Cofnij wątrobę niżej, aby odsłonić więzadło pospolite, a następnie przeciąć więzadło wzdłuż wątroby za pomocą ostrych nożyczek. Cofnij wątrobę wyżej w kierunku klatki piersiowej, aby odsłonić więzadło wątrobowo-żołądkowe i więzadła wewnątrzwątrobowe płata i przeciąć te struktury za pomocą ostrych mikronożyczek.
    UWAGA: Retrakcja powinna być wykonywana bardzo delikatnie za pomocą wilgotnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, ponieważ wątroba, otoczona kapsułką Glissona, jest bardzo delikatna i łatwa do posiniaczenia i skaleczenia.
  4. Cofnij płat środkowy wyżej, utrzymując lewy płat w pierwotnej pozycji anatomicznej. Owiń jedwabny szew 5-0 wokół górno-środkowej części LL. Odbij LL wyżej w kierunku klatki piersiowej, aby odsłonić dolną powierzchnię płata, zbliż końce szwu u podstawy płata i zawiąż szew u podstawy. Upewnij się, że szew nie utrudnia przepływu krwi w żyle głównej dolnej (IVC) lub żyle wrotnej przed zawiązaniem szwu w celu podwiązania LL.
    UWAGA: Najlepiej jest zawiązać ten szew, gdy LL odbija się wyżej w kierunku klatki piersiowej, tak aby triada wrotna była dobrze odsłonięta podczas podwiązania. Ułatwia to resekcję płata w pobliżu podstawy bez naruszania sąsiednich struktur.
  5. Wytnij LL tuż dystalnie do opaski szwu za pomocą ostrych nożyczek i upewnij się, że mały mankiet tkanki (~ 2 mm) oddziela szew od krawędzi wyciętego płata. Potwierdź hemostazę.
  6. Odbić płat środkowy wyżej w kierunku klatki piersiowej, umieścić jedwabny szew 5-0 wokół podstawy ML i przywrócić ML do pierwotnej pozycji anatomicznej. Przybliż końce szwów nad podstawą górnej części ML i upewnij się, że zawiąż je u podstawy płata. Wyciąć podwiązany ML, pozostawiając mały mankiet z resztkami tkanki wokół opaski szwowej. Potwierdź hemostazę.
  7. Zmobilizuj wątrobę od prawej do lewej, aby odsłonić prawy górny i dolny płat i ostrożnie odzwierciedlić te płaty przyśrodkowo i dolnie. Owiń szew 5-0 na górno-przyśrodkowym aspekcie RUL, aby upewnić się, że szew otacza podstawę RUL, a następnie odbija RUL w kierunku klatki piersiowej. Owiń szew pod RUL i zawiąż końce blisko jego podstawy, a następnie wyciąć go, pozostawiając mały mankiet z resztkami tkanki wokół opaski do szwów.
    UWAGA: Wiązanie zbyt proksymalnie u podstawy RUL może upośledzać dopływ krwi do RLL, co może skutkować niedokrwieniem RLL i śmiercią myszy w ciągu 24 godzin po operacji. W przeciwieństwie do tego, wiązanie zbyt dystalnie od podstawy RUL zmniejsza ilość wyciętej masy wątroby, zwiększając w ten sposób wskaźniki przeżycia pooperacyjnego ponad to, czego się oczekuje.
  8. Przywróć pozostałą wątrobę do spoczynkowej pozycji anatomicznej i zapewnij hemostazę. W razie potrzeby należy uciskać gazą miejsca niewielkiego krwawienia na wyciętych brzegach wątroby.
  9. Zamknij ścianę brzucha w linii środkowej (warstwy powięzi i mięśni) za pomocą nici poliglaktynowej 5-0 w nieprzerwany sposób. Zamknij nacięcie skóry zszywkami lub szwami monofilamentowymi 5-0.
  10. Przerwij znieczulenie i monitoruj mysz, aż odzyska przytomność i będzie mogła normalnie się poruszać.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Obserwuj mysz po operacji, aby zapewnić odpowiednią regenerację (tj. mysz jest przytomna, czujna i porusza się w klatce) i kontrolę bólu. Badaj mysz co 2 godziny do 6 godzin po zabiegu, a następnie codziennie.
    UWAGA: Oczekuje się, że po operacji mysz będzie poruszać się wolniej w klatce. Mysz powinna dojść do siebie w odizolowanej klatce od innych myszy i wrócić do towarzystwa innych myszy dopiero wtedy, gdy jest w pełni wyleczona.
  2. Podawać podgrzane normalne zastrzyki z soli fizjologicznej (0,1-1,0 ml, podskórnie lub dootrzewnowo), jeśli mysz stanie się hipowolemiczna z powodu niewyczuwalnego płynu lub nadmiernej utraty krwi po operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Oczekuje się, że prawidłowo przeprowadzona rozszerzona hepatektomia 78% wywoła 50% śmiertelność w ciągu 1 tygodnia u zdrowych dorosłych myszy w wieku 8-12 tygodni16. Przy prawidłowym wykonaniu zabiegu spodziewana jest minimalna utrata krwi. Ewentualne utrzymujące się krwawienie można opanować poprzez ucisk manualny. Śmierć okołooperacyjna w ciągu 24 h od zabiegu jest często spowodowana błędami technicznymi. Do niepowodzeń technicznych należą: przypadkowe uszkodzenie dużych naczyń krwionośnych powo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby skutecznie przeprowadzić rozszerzoną 78% hepatektomię powodującą 50% śmiertelność u myszy, bardzo ważne jest, aby każdy płat wątroby został precyzyjnie wycięty. Ten poziom kompetencji i precyzji można osiągnąć tylko wtedy, gdy procedura jest wykonywana wielokrotnie. Krzywa szkolenia różni się w zależności od operatora, ale zazwyczaj wymaga 3-6 miesięcy praktyki. Resekcja wątroby, która usuwa mniej niż 78% TLM, skutkowałaby wyższymi wskaźnikami przeżycia, podczas gdy resekcja wątroby, która usuwa więcej niż 78% TLM, s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma żadnych konfliktów interesów, które można by ujawnić.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty NIH R01 DK063275 i HL086741 dla CF. PB i TA są odbiorcami stypendium NRSA z grantu szkoleniowego NHLBI T32 HL007734.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2 x 2gaza Covidien2146Chirurgia: rozwarstwienie
5-O Nylonowy szew monofilamentowyOasis50-118-0631Chirurgia: Zamknięcie skóry
5-O Jedwabny szewFine Science Tools18020-50Chirurgia: podwiązanie płata wątroby
5-O Vicryl SutureEthiconNC9335902Chirurgia: Zamknięcie ściany brzucha
KleszczeAddsonaBraintree ScientificFC028Surgery:
waciki nasączone alkoholem do preparacji (2)BD326895Środek dezynfekujący
Buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu ZoopharmN/A Akumulatorowydo analgezji
Braintree ScientificCLP-9868-14Zakrzywione
kleszczeBraintree ScientificFC0038Chirurgia: rozwarstwienie
HemostatBraintree ScientificFC79-1Chirurgia: rozwarstwienie
Izofluran Inhalacyjny środek znieczulający Patterson VeterinaryRXISO-250znieczulenia ogólnego
(2-szczelinowy) (2)Braintree ScientificACD-001Chirurgia: do trzymania małych zwijaczy
Stabilizator magnetyczny (4-szczelinowy) Braintree ScientificACD-002Chirurgia: do trzymania małych retraktorów
MikronożyczkiBraintree ScientificSC-MI 151Chirurgia: rozwarstwienie
Taca operacyjnaBraintree ScientificACD-0014Chirurgia: do ustalenia pola operacyjnego 
Powidon jod 10% wacik (2)Skalpel dezynfekującyMedlineMDS093901ZZ
15 ostrzy)Produkty chirurgiczne Aspen371615Chirurgia: preparacja
Ostre nożyczki (zakrzywione)Braintree ScientificSC-T-406Chirurgia: rozwarstwienie
Ostre nożyczki (proste)Braintree ScientificSC-T-405Chirurgia: rozwarstwienie
Mały Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher Scientific23-400-118Chirurgia: preparacja
Kleszcze tkankowe (proste x2)Braintree ScientificFC1001Chirurgia: rozwarstwienie
Podkładka rozgrzewająca (18" x 26")podkładów rozgrzewającychStrykerTP 700
grzewającegoStrykerTP 700
(2) Braintree ScientificACD-005Surgery: w celu ułatwienia odsłonięcia jamy otrzewnej
Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia SystemBraintree ScientificEZ-108SAZnieczulenie ogólne: Zawiera wazylizator izofluranu i konsolę, komorę indukcyjną, regulator/wąż, maskę na twarz (M)
trymer do golenia Stabilizator magnesu do (Pompka do Zwijacz z drutu

Bibliografia

  1. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).
  2. Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
  3. Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. Liver regeneration. J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).
  4. Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. Liver regeneration. Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).
  5. Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
  6. Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
  7. Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
  8. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  9. Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6(2021).
  10. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  11. Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
  12. Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
  13. Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
  14. Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532(2014).
  15. Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
  16. Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
  17. Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. Liver regeneration. Science. 276 (5309), 60-66 (1997).
  18. Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
  19. Diehl, L., Morse, M. A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age. , Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023).
  20. CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories. , Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023).
  21. C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory. , Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023).
  22. Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
  23. Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487(2023).
  24. Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
  25. Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
  26. Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
  27. Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
  28. Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
  29. Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
  30. Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
  31. Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
  32. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  33. Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
  34. Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

rozszerzona hepatektomiaregeneracja wątrobyczęściowa hepatektomiazespół małej wątroby (small-for-size syndrome)resekcja wątrobyhepatoprotekcyjna terapia genowaterapia genowa A20marginalne przeszczepy wątrobyniewydolność wątroby
Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.