Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena funkcjonalnego przywrócenia aktywności eupeicznej przepony po jednostronnej hemisekcji rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66828

⸱

14 czerwca 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Mayo Clinic

W tym artykule

Podsumowanie

Powikłania oddechowe są główną przyczyną zgonów u osób z uszkodzeniem rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (cSCI). Modele zwierzęce cSCI są niezbędne do oceny mechanistycznej i badań przedklinicznych. W tym miejscu wprowadzamy powtarzalną metodę oceny funkcjonalnego przywrócenia aktywności mięśnia przepony (DIAm) po jednostronnej hemisekcji rdzenia kręgowego C2 (C2SH) u szczurów.

Streszczenie

Po cSCI, aktywacja DIAm może być zakłócona, w zależności od stopnia urazu. Niniejszy manuskrypt opisuje jednostronny model półfrakcjiC2 (C2SH) cSCI, który zakłóca aktywność elektromiograficzną (EMG) eupeicznego przepony ipsilateralnej (iDIAm) podczas oddychania u szczurów. Aby ocenić odzyskanie kontroli motorycznej DIAm, należy najpierw wyraźnie ustalić zakres deficytu spowodowanego C2SH. Weryfikując całkowitą początkową utratę iDIAm EMG podczas oddychania, późniejsze odzyskanie można sklasyfikować jako nieobecne lub obecne, a zakres powrotu do zdrowia można oszacować za pomocą amplitudy EMG. Dodatkowo, mierząc ciągły brak aktywności iDIAm EMG podczas oddychania po okresie ostrego wstrząsu rdzeniowego po C2SH, można potwierdzić powodzenie początkowego C2SH. Pomiar aktywności EMG przepony przeciwległej (cDIAm) może dostarczyć informacji na temat kompensacyjnego działaniaC2SH, co również odzwierciedla neuroplastyczność. Co więcej, zapisy DIAm EMG od obudzonych zwierząt mogą dostarczyć istotnych informacji fizjologicznych na temat kontroli motorycznej DIAm po C2SH. W artykule opisano metodę rygorystycznego, powtarzalnego i wiarygodnego modeluC2SH cSCI u szczurów, który jest doskonałą platformą do badania neuroplastyczności układu oddechowego, kompensacyjnej aktywności cDIAm oraz strategii terapeutycznych i farmaceutyków.

Wprowadzenie

W Stanach Zjednoczonych jest ponad 300 000 osób z uszkodzeniem rdzenia kręgowego (SCI), z czego około połowa ma urazy szyjki macicy1. Urazy te skutkują znaczną utratą samopoczucia i stanowią obciążenie finansowe dla osób, ich rodzin i systemu opieki zdrowotnej. Na szczęście większość SCI jest niekompletna, co daje potencjał do wzmocnienia oszczędzonych ścieżek1. Ta neuroplastyczność może pozwolić na odzyskanie przynajmniej niektórych funkcji, w tym aktywności DIAm, która jest ważna dla zachowań oddechowych i niewentylacyjnych. Tak więc promowanie neuroplastyczności jest obiecującą ścieżką badań, która ma pomóc osobom z SCI2.

Modele gryzoni SCI mają potencjał, aby znacząco przyczynić się do odkrycia metod leczenia poprawiających ludzkie zdrowie. Jednym z klasycznych modeli SCI wykorzystywanych do badania neuroplastyczności jest jednostronne przecięcie (hemisekcja) rdzenia kręgowego w C2 (C2SH), które pozostawia nienaruszoną stronę przeciwległą3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. WpływC2SH na produkcję freniczną i znaczenie oszczędzonych szlaków kontralateralnych został po raz pierwszy ujawniony ponad sto lat temu przez Porter12, którego przełomowy artykuł położył podwaliny pod współczesne badania neuroplastyczności układu oddechowego. Model C2SH przerywa zstępujące dane wejściowe z rostralnej brzusznej grupy oddechowej (rVRG) w rdzeniu, która zawiera neurony przedruchowe odpowiedzialne za przekazywanie danych wyjściowych generowania rytmu oddechowego14. Te neurony przedruchowe rVRG przekazują również pobudzający napęd nerwowy do frenicznych neuronów ruchowych (Ryc. 1). Kilku badaczy przyjęło różne podejścia do modelu C2SH10,11,15,16, co może częściowo wyjaśniać niektóre różnice w odzyskiwaniu między badaniami. Krótko mówiąc, podejścia różnią się pod względem oszczędzania funiculii grzbietowej, wykonywania pełnej hemisekcji lub wykonywania bocznej częściowej transsekcji, która nie przerywa całkowicie opadających wejść z ipsilateralnego rVRG. Ogólnie rzecz biorąc, modele C2SH są szczególnie przydatne do badania neuroplastyczności układu oddechowego ze względu na tempo spontanicznego odzyskiwania aktywności elektromiograficznej (EMG) eupneicznej iDIAm w czasie, którą można poprawić za pomocą kilku czynników, w tym sygnalizacji neurotroficznej17,18,19,20,21. Jednak początkowa utrata funkcji - zdefiniowana jako wyciszenie eufneicznej aktywności iDIAm EMG - musi zostać najpierw ustalona, zanim powrót do zdrowia będzie mógł być jednoznacznie sklasyfikowany. Ta walidacja braku aktywności w czasie C2SH nie jest wykonywana w kilku badaniach3,4,6,7,11,22,23.

Oceny histologiczne wyciętego rdzenia kręgowego dostarczają jedynie dowodów na uszkodzenie właściwej lokalizacji ipsilateralnych pobudzających ścieżek opuszkowo-rdzeniowych unerwiających przeponowe neurony ruchowe w rdzeniu kręgowym, ale histologia nie zastępuje dowodów fizjologicznych (np. DIAm EMG). Ponadto oceny histologiczne są wykonywane ex vivo w końcowych punktach czasowych (często od kilku tygodni do miesięcy po urazie) i nie dostarczają informacji "w czasie rzeczywistym". Niektórzy badacze zauważyli, że wielkość zmiany odnosi się do wielkości deficytu funkcjonalnego lub jego braku5,24,25,26. Ważne jest, aby zauważyć, że ważność takich twierdzeń jest prawdopodobnie w dużym stopniu zależna od tego, jak klasyfikuje się "funkcję" (tj. jakie są zadania funkcjonalne i jak są one określane ilościowo), a zmienność między badaniami podkreśla trudność w wytwarzaniu funkcjonalnie identycznych zmian u zwierząt. Rzeczywiście, badacze podkreślili, że związek między zakresem urazu a funkcją lokomotoryczną mięśni kończyn (określony ilościowo za pomocą wyniku Basso, Beattie i Bresnahana (BBB)24) nie jest liniowy27,28. W poprzednich badaniach nie znaleźliśmy związku między zakresem C2SH a stopniem powrotu do zdrowia eupneicznej aktywności EMG iDIAm po urazie10,29,30,31, chociaż inni badacze zgłaszali związek między funkcją wentylacji a zakresem oszczędzania istoty białej5. Tak więc, w przypadku modeluC2SH, podejście do funkcjonalnej walidacji braku aktywności iDIAm w czasie operacji i najlepiej we wczesnym okresie eksperymentów z przewlekłym uszkodzeniem rdzenia kręgowego jest zarówno korzystne, jak i konieczne.

Niniejszy artykuł podkreśla użycie DIAm EMG do potwierdzania w czasie rzeczywistym początkowej utraty DIAm EMG podczas oddychania po C2SH, jak również późniejszych ocen potwierdzających po 3 dniach (Dzień 3) po urazie18,21,31,32,33. We wcześniejszych pracach z modelem C2SH wykonywano wielokrotne laparotomie w celu zarejestrowania DIAm EMG10,13,30,34. Jednak nowsze prace wykorzystują przewlekłe elektrody EMG, które umożliwiają rejestrację EMG u znieczulonych i wybudzonych szczurów. Dodatkowo, przewlekłe elektrody zmniejszają ryzyko wystąpienia odmy opłucnowej i nie wymagają wielokrotnych laparotomii, co może powodować zahamowanie DIAm35,36. Chociaż wersje modelu C2SH były używane przez wielu badaczy, potwierdzenie wyciszenia aktywności iDIAm nie zostało dokonane w momencie operacji3,4,6,7,11,22,23. Bez takiego potwierdzenia braku aktywności trudno jest określić, jaką część późniejszego powrotu do zdrowia przypisać neuroplastyczności szlaków ipsilateralnych i kontralateralnych, które mogą mieć różny wpływ. Jest to ważny czynnik, ponieważ wdechowy napęd neuronalny od rVRG do frenicznych neuronów ruchowych jest przede wszystkim ipsilateralny, z utratą około 50% pobudzających wejść glutaminergiczny do frenicznych neuronów ruchowych po C2SH33. Istnieją jednak pozostałe wdechowe bodźce pobudzające z przeciwległego rVRG, które decussują się poniżej miejsca uszkodzenia, aby unerwić ipsilateralne przeponowe neurony ruchowe i mogą być wzmocnione poprzez neuroplastyczność, aby promować powrót do sprawności. Usuwając dominujący ipsilateralny bodźce pobudzającej do frenicznych neuronów ruchowych, eufneiczna aktywność iDIAm EMG jest tracona (przynajmniej pod narkozą), podczas gdy aktywność cDIAm jest kontynuowana, a nawet zwiększona. Utrata aktywności iDIAm EMG podczas oddychania jest zatem miarą udanego C2SH (Rysunek 2).

pewien poziom aktywności iDIAm EMG występuje już 1-4 dni po C2SH u przebudzonych zwierząt23,37. Dodatkowo, u zwierząt z bezmózgowiem, aktywność iDIAm jest obecna w ciągu kilku minut do godzin po półsekcji górnego odcinka szyjki macicy i jest tłumiona przez znieczulenie38. Dodatkowo, sukces C2SH jest potwierdzony przez potwierdzenie braku aktywności iDIAm EMG podczas oddychania (eupnea) u znieczulonych szczurów w 3 dniu po urazie. Badania obrazowania konfokalnego potwierdziły utratę glutaminergicznego sygnału synaptycznego na frenicznych neuronach ruchowych podczas tego początkowego etapu urazu37. W 3 dniu po urazie, jeśli występuje jakakolwiek szczątkowa aktywność eufneicznego iDIAm EMG, jest to interpretowane jako dowód na niepełne usunięcie ipsilateralnego zstępującego napędu wdechowego z rVRG. Niniejszy artykuł podzielony jest na trzy sekcje: (1) przewlekłe zapisy DIAm EMG, (2) C2SH i (3) Akwizycja danych EMG u zwierząt obudzonych i znieczulonych. Protokół ten opisuje rygorystyczny, powtarzalny i wiarygodny model cSCIC2SH u szczurów, który jest doskonałą platformą do badania neuroplastyczności układu oddechowego, kompensacyjnej aktywności cDIAm oraz strategii terapeutycznych i farmaceutyków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Klinice Mayo (Numer protokołu: A00003105-17-R23). Zwierzęta w niniejszym badaniu były mieszanką samców i samic szczurów Sprague-Dawley w wieku około 3 miesięcy i ważących od 200 g do 350 g. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Implantacja elektrody

  1. Przygotowanie elektrod
    1. Upewnij się, że wymieniony sprzęt jest dostępny: (1) wielożyłowy drut ze stali nierdzewnej, (2) skalpel z ostrzem #11, (3) nożyczki, 4) mikroskop preparacyjny, (5) linijka, (6) kleszcze, (7) igły 25 g, (8) 2 szczypce (co najmniej jeden ze strefą zaciskania).
    2. Szczegóły procesu wytwarzania elektrod są pokazane w Rysunek 3. Powtórz ten proces co najmniej dwa razy dla sparowanych różnicowych elektrod rejestrujących.
    3. Najpierw zmierz i przytnij 18 cm drutu ze stali nierdzewnej.
    4. Zawiąż podstawowy węzeł od góry w odległości 4 cm od jednego końca drutu, jak pokazano na Rysunek 3; posłuży to jako kotwica, gdy krótszy bok drutu zostanie wszczepiony i zszyty w DIAm.
    5. Za pomocą skalpela i chirurgicznej lunety preparacyjnej ostrożnie zdejmij 2 mm izolacji bezpośrednio przylegającej do węzła po krótszej stronie drutu. Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie przeciąć pasm drutu wielożyłowego.
      UWAGA: Ta nieizolowana część służy jako powierzchnia przewodząca elektrody. Ogólnie rzecz biorąc, jakość sygnału zaczyna się pogarszać, jeśli trzy lub więcej pasm zostanie przypadkowo przeciętych, a jeśli tak, elektroda jest wymieniana.
    6. Następnie zdejmij izolację ~5 mm od końca krótszego boku drutu, który jest następnie wprowadzany do światła igły 25 G, aby uzyskać narzędzie przypominające gwint do szwu, które zostanie użyte do wszczepienia elektrody do DIAm.
      UWAGA: W zależności od osobistych preferencji można również używać igieł o większej grubości (np. do 28 G). Ze względu na cieńszą średnicę igieł o większej średnicy, ryzyko wystąpienia odmy opłucnowej może być potencjalnie zmniejszone. Jednak może być również trudniej wprowadzić druty wielożyłowe do mniejszego światła igły.
    7. Aby to osiągnąć, wyjmij igłę 25 G z opakowania i za pomocą obu szczypiec ostrożnie zegnij igłę na ~1 cm od ostrego, ściętego końca z boku na bok, aż pęknie.
      UWAGA: Nie wolno przyspieszać tego procesu; W przeciwnym razie siły ścinające mogą spowodować zamknięcie światła igły, co wymaga powtórzenia procesu.
    8. Włóż odizolowany koniec drutu do prześwitu odłamanej igły o długości 1 cm, upewniając się, że igła spoczywa bezpośrednio przy pozostałej izolowanej części drutu.
    9. Upewnij się, że między igłą a pozostałym krótszym bokiem drutu nie ma nieizolowanej części, zaciśnij igłę, aby przymocować ją do drutu.
      UWAGA: Zaciskanie w tym momencie zapewnia, że mikroskopijne szorstkie krawędzie złamanej igły są spłaszczone.
    10. Następnie za pomocą dwóch szczypiec ostrożnie zgnij dołączoną igłę, aby nadać jej krzywiznę podobną do standardowej igły do szycia chirurgicznego.
    11. Na koniec odsuń ~5 mm od końca dłuższego boku drutu (Rysunek 3). Po wszyciu elektrod w DIAm, dłuższy bok drutu zostanie tunelowany w celu uzyskania dostępu z zewnątrz, aby umożliwić zapisy DIAm EMG.
    12. Powtórz proces, aby wykonać drugą elektrodę do nagrań różnicowych.
  2. Umieszczenie elektrody EMG w membranie
    1. Przed zabiegiem wysterylizuj lub autoklaw cały sprzęt chirurgiczny, w tym (1) maszynki do strzyżenia włosów dla małych zwierząt, (2) skalpel z ostrzem #11, (3) nożyczki chirurgiczne, (4) kleszcze i (5) uchwyt na mikroigły.
    2. Zdobądź czystą klatkę i zapewnij jedzenie, wodę, ściółkę i wzbogacenie środowiska. Odstawić na poduszkę grzewczą. Klatka ta będzie służyła do trzymania zwierzęcia po operacji.
    3. Wysterylizuj pole operacyjne odpowiednim środkiem dezynfekującym i załóż środki ochrony osobistej (fartuchy, czepki, maska i rękawiczki chirurgiczne). Umieść wcześniej przygotowane elektrody w kałuży tlenku etylenu.
    4. Umieść poduszkę grzewczą w obszarze operacyjnym, aby utrzymać temperaturę ciała szczura podczas znieczulenia i operacji. Przykryj poduszkę grzewczą wysterylizowanym ręcznikiem chirurgicznym.
    5. Zważ szczura i oblicz odpowiednią dawkę środka znieczulającego w oparciu o instytucjonalne wytyczne dotyczące opieki nad zwierzętami i ich stosowania.
    6. Znieczulić szczura dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (80 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) lub innego odpowiedniego środka znieczulającego (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (1 mg/kg) i karprofen (5 mg/kg) należy wstrzyknąć przed operacją. Kontynuuj, gdy zwierzę przestanie reagować na szczypanie palców u stóp.
    7. Użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić szczura od wyrostka mieczykowatego do mniej więcej połowy tylnych kończyn. Ogol również grzbiet szczura, gdzie elektrody będą uzewnętrzniane poza zasięgiem zwierzęcia (zwykle wokół łopatek). Usuń nadmiar włosów kawałkiem gazy.
    8. Przygotuj skórę do nacięcia, czyszcząc ją sterylną gazą zamoczoną w glukonianu chloroheksydyny (4% wagowo). Oczyść 70% alkoholem izopropylowym. Trzykrotnie naprzemiennie z glukonianem chlorheksydyny i alkoholem izopropylowym.
    9. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na wysterylizowanej poduszce grzewczej. Zaczynając od wyrostka mieczykowatego, użyj skalpela i sterylnego ostrza #11, aby wykonać 4-5 cm nacięcie rostrocaudalne. Powinno to odsłonić leżące poniżej warstwy mięśni brzucha.
    10. Wykonaj kolejne nacięcie (3-4 cm) wzdłuż linii środkowej w warstwach mięśni, aby odsłonić zawartość brzucha. Uważaj, aby nie przeciąć narządów jamy brzusznej.
    11. Upewnij się, że brzuszna (tj. dolna) powierzchnia DIAm jest widoczna, chociaż prawa strona zwierzęcia będzie zasłonięta przez wątrobę.
    12. Używając rękojeści skalpela lub innego narzędzia, dociśnij wątrobę i inne narządy, aby odsłonić brzuszną stronę DIAm.
    13. Przygotuj elektrodę do użycia, wyjmując ją z basenu z alkoholem izopropylowym i przemywając sterylną solą fizjologiczną. Następnie, za pomocą uchwytu mikroigłowego, ustaw jedną z wcześniej przygotowanych elektrod prostopadle do włókien mięśniowych w obszarze środkowożebrowym DIAm. Włókna mięśniowe rozchodzą się promieniście w poprzek DIAm.
      UWAGA: Średnica jest cienka (~2 mm) i nie wolno jej przekłuwać. Celem jest raczej osadzenie nieizolowanej części drutu elektrody (Rysunek 3) w DIAm.
    14. Użyj mikroskopu chirurgicznego, aby ostrożnie wprowadzić drut do szycia elektrody (koniec igły) do DIAm. Pozwól, aby krzywizna igły prowadziła elektrodę do powierzchni brzucha, a następnie z powierzchni brzucha, upewniając się, że cała nieizolowana część drutu zostanie całkowicie osadzona w mięśniu.
    15. Ostrożnie przeciągnij igłę, aż węzeł w drucie zakotwiczy się w DIAm. Upewnij się, że nieizolowana część (2 mm) drutu elektrody znajduje się całkowicie w DIAm, z węzłem w miejscu, w którym igła po raz pierwszy weszła w DIAm.
    16. Następnie odetnij igłę od drutu elektrody i wyrzuć ją do pojemnika na ostre przedmioty.
    17. Za pomocą dwóch kleszczy zawiąż węzeł w miejscu, w którym igła do szwu (3-0) wychodziła z DIAm. Aby to zrobić, zawiąż pętlę na krótszym boku drutu, przesuń pętlę w dół do powierzchni brzucha DIAm i ostrożnie zaciśnij pętlę w węzeł. Elektroda (część nieizolowana) powinna być teraz zakotwiczona zarówno w punkcie wejścia, jak i wyjścia.
    18. Odetnij nadmiar części krótszego boku drutu.
    19. Wykonaj kroki 1.2.14-1.2.18, aby zszyć inną elektrodę po tej samej stronie DIAm, ~3 mm od pierwszej.
      UWAGA: Zabezpieczony drut elektrody można bezpiecznie pozostawić u szczurów w celu przewlekłych pomiarów EMG przez wiele tygodni.
    20. W ten sam sposób wykonaj implantację pary elektrod w przeciwległej półmembranie.
    21. Następnie upewnij się, że dłuższy bok drutów elektrod znajduje się na zewnątrz jamy brzusznej i zacznij zszywać (3-0) warstwy mięśni, aby zamknąć brzuch. Dla każdej pary elektrod wykonaj pętlę i zakotwicz ją.
      UWAGA: Upewnij się, że w jamie brzusznej pozostało 2-3 cm drutu, aby umożliwić szczurowi rozciąganie się bez powodowania napięcia na DIAm.
    22. Oczyść nadmiar krwi solą fizjologiczną, a następnie zszyj (3-0) warstwę mięśniową w ciągły wzór, aby zamknąć otrzewną.
    23. Wysterylizuj punkt wyjścia w przyśrodkowej grzbietowej części drutu na przemian z glukonianem chlorotlenku i alkoholem trzy razy. Przedrążyć tunel cewnika 16 G od przyśrodkowej skóry grzbietowej szczura do otwartej skóry jamy brzusznej i przeciągnąć parę drutów elektrodowych do tylnej części szczura.
    24. Powtórz proces z drugim cewnikiem po drugiej stronie i przeciągnij przez niego drugą parę drutów elektrod.
    25. Zszyj skórę brzucha szwem 3-0 w przerywanym wzorze szwów.
    26. Następnie dla każdej pary zwiąż druty elektrod w węzeł i zszyj je na miejscu.
    27. Podać zwierzęciu podskórne wstrzyknięcie soli fizjologicznej (~1 ml na 50 g masy zwierzęcia). Umieść zwierzę w czystej klatce na poduszce grzewczej, aby wyzdrowiało.
      UWAGA: Laparotomia może powodować zahamowanie aktywności DIAm35,36. Należy odczekać co najmniej 72 godziny przed analizą ilościową jakichkolwiek pomiarów EMG.

2. Hemisekcja kręgosłupa szyjnego

  1. Przygotuj sterylne pole operacyjne jak poprzednio.
  2. Przed zabiegiem należy przeprowadzić autoklaw lub wysterylizować cały sprzęt chirurgiczny. Wymagany sprzęt: (1) maszynka do strzyżenia włosów dla małych zwierząt, (2) skalpel z ostrzem #11, (3) nożyczki chirurgiczne, (4) kleszcze, (5) rongeurs, (6) zwijacze, (7) kątowy nóż preparacyjny.
  3. Około 72 godziny po implantacji elektrody DIAm EMG zważ szczura i oblicz odpowiednią dawkę środka znieczulającego w oparciu o instytucjonalne wytyczne dotyczące opieki nad zwierzętami i użytkowania.
  4. Przed znieczuleniem szczura umieść go w klatce w stylu Bowmana i zapisz obustronne EMG DIAm, jak opisano w kroku 3.2.
  5. Znieczulić szczura dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (80 mg / kg) i ksylazyny (10 mg / kg) lub innego odpowiedniego środka znieczulającego zgodnie z protokołem lokalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt. Przed operacją należy wstrzyknąć podskórnie buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (1 mg/kg), a dootrzewnowo karprofen (5 mg/kg) lub inne odpowiednie leki przeciwbólowe zgodnie z lokalnym protokołem instytucjonalnym.
  6. Kontynuuj, gdy zwierzę przestanie reagować na szczypanie palców u stóp. Sprawdzaj głębokość znieczulenia za pomocą szczypania palca u nogi mniej więcej co 15 minut.
  7. Przed rozpoczęciem operacji należy umieścić szczura w pozycji leżącej i zapisać EMG u znieczulonego szczura, jak opisano w kroku 3.3.
    UWAGA: Upewnij się, że wszystkie nagrania są wykonywane ze szczurem w tej samej pozycji.
  8. Ogolić włosy od szyi mniej więcej na wysokości uszu i w dół do łopatek i usunąć je mokrą gazą.
  9. Oczyść skórę glukonianem chloroheksydyny (4% wag.) i alkoholem izopropylowym (70%), naprzemiennie trzy razy. Przykryj zwierzę sterylnymi osłonami chirurgicznymi (z wyjątkiem górnej części grzbietu).
  10. Za pomocą skalpela wykonaj 4 cm nacięcie rostro-ogonowe. Cofnij skórę i przetnij mięsień barkowo-mięśniowy. Następnie wypreparuj mięsień romboidalny, aby odsłonić mięśnie kręgosłupa.
    UWAGA: Mięsień barkowo-trapezowy jest środkowym mięśniem czworobocznym, a jego włókna mięśniowe biegną w przybliżeniu równolegle do kręgosłupa. Mięsień romboidalny jest odsłonięty w płaszczyźnie poniżej mięśnia barkowo-trapezowego, a jego włókna mięśniowe biegną po przekątnej.
  11. Usuń mięśnie kręgosłupa od C1 do C3,
    UWAGA: Mięśnie kręgosłupa biegną bezpośrednio przy kręgosłupie.
  12. Ostrożnie wykonaj laminektomię w C2 za pomocą rongeur, patrząc przez mikroskop chirurgiczny, aby upewnić się, że żadne główne tętnice ani nerwy nie są uszkodzone.
  13. Wytnij i wsuń oponę twardą w C2.
  14. Podłącz odsłonięte przewody elektrod z grzbietu szczura do wzmacniacza podczas wykonywania hemisekcji kręgosłupa. Zapoznaj się z krokiem 3, aby uzyskać więcej informacji.
  15. Monitorując DIAm EMG, włóż kątowy nóż preparacyjny tuż poniżej punktu, w którym korzeń grzbietowy wchodzi do rdzenia kręgowego i przekrój aż do środka powierzchni brzusznej w sposób pokazany na Rysunek 2A.
    UWAGA: W przypadku korzystania z elektronicznej poduszki grzewczej może być konieczne jej wyłączenie podczas monitorowania EMG, aby uniknąć hałasu.
  16. W ciągu kilku sekund po tym przekroju upewnij się, że aktywność eufneicznego DIAm EMG ipsilateralnego w stosunku do urazu ustaje, a kompensacyjny wzrost aktywności cDIAm EMG jest widoczny (Rysunek 2C).
  17. Jeśli aktywność eufneicznego iDIAm EMG utrzymuje się, wykonaj kolejne cięcie nożem preparacyjnym, jak podkreślono w Rysunek 2C. Nie przecinaj jednak linii środkowej; Cięcie na przeciwległą stronę najprawdopodobniej doprowadzi do śmierci zwierzęcia.
  18. Zszyj mięśnie, a następnie skórę sterylnymi szwami (3-0).
  19. Aby utrzymać nawodnienie, wstrzyknij podskórnie 1 ml soli fizjologicznej na 50 g masy zwierzęcej i umieść zwierzę w czystej klatce z poduszką grzewczą w celu odzyskania nawodnienia. Monitoruj zwierzę, gdy wraca do zdrowia po operacji.
  20. Około 72 godziny później (Dzień 3 po C2SH) zarejestruj aktywność EMG u obudzonych szczurów zgodnie z krokiem protokołu 3.2. Uważaj, aby nie uszkodzić szwów na grzbiecie szczura.
  21. Następnie ponownie znieczulij szczura (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami), używając lżejszej dawki środka znieczulającego niż byłaby wymagana w przypadku płaszczyzny chirurgicznej (od 1/3 do 1/2 normalnej dawki). Dodatkowe dawki mogą być podawane, o ile szczury wykazują nienaruszony odruch rogówkowy i reagują na uszczypnięcie palca u nogi.
  22. Monitoruj aktywność DIAm EMG zgodnie z krokiem protokołu 3.
    UWAGA: Umieść szczura w tej samej pozycji, w której zastosowano go do wstępnej oceny aktywności iDIAm EMG.
  23. Jeśli eufneiczna aktywność iDIAm EMG (tj. aktywność w fazie z wdechową aktywnością cDIAm EMG) jest nieobecna w dniu 3, należy stwierdzić, że początkowa aktywnośćC2SH zakończyła się powodzeniem i włączyć to samo zwierzę do dalszych analiz.

3. Akwizycja i analiza danych

  1. Ustawienia ogólne i wyodrębnianie danych
    1. Ustaw filtry pasmowo-przepustowe przedwzmacniacza na 100 Hz (górnoprzepustowe) i 1000 Hz (dolnoprzepustowe).
      UWAGA: Te ustawienia filtra eliminują artefakty ruchu i znacznie redukują szumy 60 Hz i zanieczyszczenie EKG (które ma szczytową moc przy ~75 Hz), zachowując jednocześnie zdecydowaną większość zawartości częstotliwości domięśniowego sygnału EMG o średnicy mięśniowej. Opierając się na teorii Nyquista, digitalizuj z częstotliwością próbkowania 2000 Hz, aby uniknąć aliasingu i umożliwić odpowiednią rozdzielczość, aby odnotować aktywność jednostek motorycznych w złożonym EMG. W przypadku wykonywania specjalistycznych analiz zawartości częstotliwości w zakresie częstotliwości poniżej 100 Hz, ważne jest, aby ustawić przedwzmacniacz ustawienia filtra, aby upewnić się, że interesujące nas częstotliwości nie są filtrowane.
    2. Monitoruj dwa kanały (EMG lewej i prawej półmembrany) w oprogramowaniu do wizualizacji na komputerze i zapisz dane w odpowiednim formacie do dalszych analiz.
    3. Zbierz co najmniej 1-2 minuty nagrań eufneicznych, aby mieć wystarczającą ilość danych do analiz.
    4. Upewnij się, że dane są zbierane w co najmniej trzech punktach czasowych:
      1. Przed C2SH należy ustalić wyjściowy zapis eufneiczny w stanie czuwania i znieczulenia.
      2. Podczas operacji C2SH w celu ustalenia wyciszenia eufneicznego iDIAm aktywności EMG w warunkach znieczulonych.
      3. W dniu 3 po C2SH, aby potwierdzić, że brak eupneicznej aktywności EMG iDIAm utrzymuje się i ustalić punkt początkowy zakresu deficytu u obudzonych zwierząt, na który nie ma tak dużego wpływu wstrząs rdzeniowy2,39 lub podawanie leków depresyjnych na drogi oddechowe, takich jak buprenorfina.
    5. Analizuj zapisy DIAm EMG za pomocą dowolnego oprogramowania, które umożliwia wykonywanie obliczeń na sygnałach zdigitalizowanych (np. Matlab, Python, R). Podstawowy proces jest następujący:
      1. Załaduj surowe pliki EMG. W zależności od ustawień filtrowania, może być konieczne uwzględnienie przesunięcia DC w sygnale.
        UWAGA: Łatwym rozwiązaniem jest odjęcie średniej surowego sygnału EMG od niego samego.
      2. Oblicz średnią kwadratową sygnału EMG przy ruchomym oknie 50 ms. Można to zrobić, przesuwając okno obliczeniowe o 50 ms do przodu o jeden punkt próbkowania na raz, aż do osiągnięcia końca sygnału.
        UWAGA: Analizy poszczególnych zdarzeń DIAm EMG zapewniają największą moc statystyczną i pozwalają na grupowanie aktywności eupneicznej i nieeupneicznej. W związku z tym wykrywanie początku i przesunięcia poszczególnych oddechów w DIAm EMG ma kluczowe znaczenie, jak podkreślono w poprzednim raporcie40.
    6. Przeprowadź filtrowanie aktywności eupneicznej, wizualizując histogramy chwilowej częstości oddechów i czasu trwania serii, jak pokazano w poprzednim raporcie41.
  2. Nagrania na jawie.
    1. Wykonuj nagrania na jawie, umieszczając szczury w klatce dla gryzoni w stylu Bowmana. Cylindryczna klatka w stylu Bowmana może pomieścić dorosłe szczury o wadze do 750 g.
    2. Odkręć metalowe pręty po jednej stronie klatki w stylu Bowmana i delikatnie wepchnij szczura do środka. Przykręć metalowe pręty z powrotem, uwięziwszy szczura w cylindrycznej klatce.
      UWAGA: Przed przystąpieniem do nagrywania należy zaaklimatyzować szczury w klatce przez co najmniej 30 minut. Jeśli to możliwe, najlepiej jest zaaklimatyzować szczury w klatce w stylu Bowmana na kilka dni przed jakimikolwiek pomiarami. Dobrą praktyką jest podawanie smakołyków, gdy szczury są w klatce podczas tej fazy aklimatyzacji.
    3. Aby zminimalizować zewnętrzne bodźce wzrokowe, użyj ręcznika papierowego lub podobnego przedmiotu, aby zrobić namiot wokół przodu klatki, w której znajduje się głowa szczura. Ponadto zminimalizuj głośne dźwięki i zapewnij szczurowi komfort fizyczny we wszystkich punktach.
      UWAGA: Oczywiste oznaki dyskomfortu to wiercenie się, szybki oddech i szarpanie się z klatką. Jeśli zaobserwuje się którykolwiek z tych objawów, może być konieczne odesłanie szczura do klatki domowej i próba nagrania, gdy szczur jest spokojniejszy.
    4. W przypadku mniejszych szczurów (<300 g) włóż materiały wypełniające (np. ręcznik papierowy, waciki) w dodatkowe miejsca w klatce, aby zniechęcić szczura do obracania się o 180 stopni.
    5. Po zaaklimatyzowaniu się szczura ostrożnie podłącz przewody wychodzące z grzbietu szczura do przedwzmacniacza, który podaje sygnały analogowe do przetwornika analogowo-cyfrowego, i postępuj zgodnie z procedurami opisanymi w kroku 3.1.
  3. Nagrania znieczulone
    1. Za każdym razem umieszczaj szczury w tej samej pozycji, najlepiej skłonne do ściślejszego naśladowania postawy obudzonego szczura.
    2. Podłącz przewody wychodzące z grzbietu szczura do przedwzmacniacza, który podaje sygnały analogowe do przetwornika analogowo-cyfrowego, i postępuj zgodnie z procedurami opisanymi w kroku 3.1.
  4. Odzyskiwanie zwierząt
    1. Umieść szczury w pustej, czystej klatce dla szczurów bez ściółki do regeneracji.
    2. Umieść klatkę na poduszce grzewczej.
    3. Monitoruj szczura w regularnych odstępach czasu (<15 min) przez pierwsze 3 godziny lub do momentu, gdy szczur zacznie się poruszać. Monitoruj w mniej regularnych odstępach czasu (30 minut), aż zwierzę ponownie się obudzi.
    4. Po tym, jak szczur zacznie chodzić, umieść go w czystej klatce z pościelą, dostępem do jedzenia i wody oraz wzbogaceniem środowiska.
    5. Kontynuuj monitorowanie szczura co najmniej raz dziennie przez cały czas trwania eksperymentu. Zwróć szczególną uwagę na zmiany w wadze/zdolności do karmienia, a także na integralność miejsc nacięć i szwów. Ponownie dawkować buprenorfinę ER i karprofen lub odpowiednie leki przeciwbólowe przez 72 godziny po zabiegu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podejście przedstawione w niniejszym artykule minimalizuje zmienność międzyoperatorową poprzez ustalenie jasnych kryteriów oceny EMG mięśnia DIAm w szczurzym modelu C2SH. Po pierwsze, należy zaobserwować ustanie eupneicznej aktywności iDIAm EMG bezpośrednio po C2SH, co pokazano na Rysunku 2. W przeciwnym razie można przeprowadzić wtórną transekcję, aż do momentu zaniku aktywności eupneicznej iDIAm. Po drugie, w 3. dniu po C2SH należy zweryfikować trwały brak ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

C2 półkrwioczaszka
Procedura opisana w tym artykule kładzie nacisk na ocenę aktywności DIAm EMG, która służy jako walidacja zmiany rdzeniowejC2, która przecina boczne i brzuszne funiculi, oszczędzając jednocześnie funiculi grzbietowe (ryc. 2A). Proponowane podejście chirurgiczne ma dwie główne zalety. Po pierwsze, oszczędza grzbietową funiculi, która zachowuje funkcję ambulatoryjną u szczurów, jednocześnie odcinając ipsilateralne wejścia do frenicz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy powołują się na źródło finansowania NIH (NIH R01HL146114).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
25 G IgłaCardinal Health1188825100Covidien Monoject Hypdermic Standardowe igły: 25 G x 1" (0,508 mm x 2,5 cm) A
3-0 Vicryl Violet PlecioneEthiconJ774D3-0 Kleszcze
Adson-BrownFine Science Tools11627-12Kształt końcówki: Prosty, Końcówki: Zęby rekina, Szerokość końcówki: 1,4 mm, Wymiary końcówki: 2 x 1,4 m, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 12 cm
Bowman Style CageBraintree ScientificPOR-530Zakres wagowy: od 250 do 750 g; Maksymalna długość: 9" (228 mm); Jednostka podstawowa wykonana jest z akrylu wysadzanego klejnotami o średnicy 5 cala (123 mm).
Castroviejo Uchwyt igłyFine Science Tools12565-14Kształt końcówki: Prosty, Szerokość końcówki: 1,5 mm, Długość mocowania: 10 mm, Zamek: Tak, Nożyczki: Nie, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 14 cm, Ząbkowana:
Tak, Funkcja: Przewód zaciskowy z węglika wolframu
1m TP ShieldedBiopac Systems, IncLEAD110SEkranowane przewody ołowiane do
oprogramowania do akwizycji danychLabChart LabChart7.3.8Oprogramowanie do rejestrowania, wizualizacji i analizy danych do wielokanałowych nagrań i ocen w czasie rzeczywistym
Oprogramowanie do analizy danych - Matlab 2023bMathworks, Inc.Wersja 23.2Język programowania ogólnego przeznaczenia do analizy post hoc
Nóż preparacyjnyFine Science Tools10056-12Krawędź tnąca: 4 mm, Grubość: 0,5 mm, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 12,5 cm, Kształt ostrza: Kątowy 30°
Dumont #3 KleszczeFine Science Tools11293-00Styl: #3, Kształt końcówki: Prosty, Końcówki: Standardowe, Wymiary końcówki: 0,17 x 0,1 mm, Długość: 12 cm, Stop / Materiał: Dumostar
Wzmacniacz elektromiogramuBiopac Systems, IncEMG100CWzmacniacz EMG
Friedman RongeurFine Science Tools16000-14Kształt końcówki: Zakrzywiony, Rozmiar miseczki: 2,5 mm, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 13 cm, Wspólne działanie: Pojedynczy
Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools16021-14Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 14 cm, Wspólne działanie: Pojedyncze, Rozmiar miseczki: 1 mm, Kształt końcówki: Zakrzywiony
izolowany moduł zasilaczaBiopac Systems, IncIPS100CObsługuje moduły wzmacniaczy serii 100 niezależnie od systemu akwizycji danych serii MP firmy Biopac Systems, Inc. Narzędzia do akwizycji danych
Kelly HemostatsFine Science Tools13019-14Końcówki: Ząbkowane, Szerokość końcówki: 1.5mm, Długość mocowania: 22mm, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 14cm, Kształt końcówki: Zakrzywiony
nóż CuretteV. MuellerVM101-4414Końcówka: Ostra, Średnica końcówki: 2 mm
Mikronożyczki preparacyjneBiomedical Research Instruments, Inc.11-2420Długość: 4", Kąt: Prosty, Długość ostrza: 23 mm
Wielożyłowy drut ze stali nierdzewnejCooner Wire, Inc.AS 631AWG 40; Średnica całkowita: 0,011 mm (z izolacją), 0,008 mm (bez izolacji).
PowerLab 8/35ADInstrumentsPL3508System akwizycji danych
Ostrze skalpela #11Fine Science Tools10011-00Kształt ostrza: kątowe, krawędź tnąca: 20 mm, grubość: 0,4 mm, stop / materiał: stal węglowa
Rękojeść skalpela #3Fine Science Tools10003-12Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Długość: 12 cm
Sprague Dawley RatInotivKod zamówienia: 002Szczury niekrewniacze Sprague Dawley (samice i samce)
Mikroskop chirurgicznyOlympusSZ61Mikroskop chirurgiczny 
Nożyczki do cięcia szwówGeorge Tiemann & Co.110-1250SBStop / Materiał: Stal nierdzewna, Kształt końcówki: Prosty, Końcówki: Ostre/, Długość: 4.5"
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-08Końcówki: Ostre, Krawędź tnąca: 2.5 mm, Średnica końcówki: 0.05 mm, Długość: 8 cm, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Ząbkowana: Nie, Kształt końcówki: Prosta
Retraktor WeitlanerCodman50-5647Zęby: 2 x 3 Blunt, Długość: 4.5"
EMG

Bibliografia

  1. Center, N. S. C. I. S. Spinal cord injury model systems 2022 annual report - complete public version. Center, N. S. C. I. S. , University of Alabama at Birmingham. (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235(2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235(2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843(2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847(2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755(2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85(2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872(2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030(2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech. 8 (1), Bristol, Avon. 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O'halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Uraz rdzenia kręgowego w odcinku szyjnymrejestracja EMG przeponyjednostronna hemisekcja C2motoryczna kontrola przeponyneuroplastyczność oddechowaaktywność przepony po stronie ipsilateralnejaktywność przepony po stronie kontralateralnejsygnalizacja BDNF TrkBmodel szczura budzącego sięanaliza elektromiograficzna
Ocena funkcjonalnego przywrócenia aktywności eupeicznej przepony po jednostronnej hemisekcji rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.