Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie modelu trzody chlewnej w celu zbadania dynamicznego zachowania i przeszczepiania macicy

779 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67357

⸱

20 grudnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children's Boston, 3Plastic Surgery Research Laboratory, Department of plastic and reconstructive surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Gynecology and Obstetrics, CHU de Rennes, University of Rennes, 5Division of Plastic Surgery Research, Vascularized Composite Allotransplantation Program Development, Cedars-Sinai Hospital, 6Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, CHU de Rennes, University of Rennes, 7SITI Laboratory, UMR1236 INSERM, Établissement Français du Sang, University of Rennes

W tym artykule

Podsumowanie

Szczegółowo opisany jest powtarzalny model macicy świni, od zabiegu chirurgicznego do rozpoczęcia perfuzji maszynowej, co pozwala na badanie zachowania macicy po przeszczepie.

Streszczenie

Do tej pory przeszczep macicy jest jedyną opcją dla kobiet z całkowitą niepłodnością macicy, takich jak te z zespołem Rokitansky'ego, aby doświadczyć ciąży i urodzić. Pomimo rosnącego zainteresowania transplantacją macicy w ostatnich latach, kilka kwestii nadal wymaga dalszych badań, w tym uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne i jego wpływ na jakość przeszczepu i odrzucenie. Najnowsza literatura zwraca uwagę na częstość powikłań zakrzepowych do 20% po przeszczepieniu macicy. Ten rodzaj powikłań może wynikać z uszkodzenia komórek śródbłonka wywołanego niedotlenieniem, co często prowadzi do odrzucenia przeszczepu macicy. Niedotlenienie jest indukowane podczas statycznego przechowywania w chłodni, co pozostaje złotym standardem w konserwacji przeszczepów w przeszczepach narządów litych. Ostatnio wykazano, że dynamiczne przechowywanie za pomocą perfuzji maszynowej poprawia długoterminowe przechowywanie narządów konwencjonalnych i brzeżnych poprzez zmniejszenie uszkodzeń niedokrwiennych i niedotlenienia. W tym protokole staramy się opisać każdy krok chirurgiczny związany z pobraniem macicy świni i jej dynamicznym zachowaniem, w oparciu o obie szypułki macicy, aby umożliwić połączenie i zainicjowanie protokołu perfuzji maszynowej.

Wprowadzenie

Transplantacja macicy (UTx) znacznie się rozwinęła w ciągu ostatnich dziesięciu lat, a kilka zespołów rozpoczęło programy badań klinicznych. Do tej pory głównym wskazaniem UTx jest bezwzględna niepłodność macicy spowodowana agenezją macicy, w tym zespołem Mayera-Rokitansky'ego-Küstera-Hausera (MRKH). Zespół MRKH jest wadą wrodzoną, która występuje u jednej na 5 000 żywych urodzeń płci żeńskiej1. UTx może potencjalnie zająć się dodatkowymi przyczynami niepłodności, w tym tymi wynikającymi z histerektomii spowodowanej chorobą nowotworową, krwotokiem poporodowym, mięśniakami macicy, następstwami zakaźnymi i różnymi wadami wrodzonymi. Sugeruje to, że około 1 na 500 kobiet może kwalifikować się do UTx.

Pierwszy kliniczny UTx miał miejsce w 2000 roku w Arabii Saudyjskiej2, ale powikłania naczyniowe doprowadziły do histerektomii trzy miesiące później. Od tego czasu przeprowadzono kilka przypadków UTx, zarówno na żywych, jak i zmarłych dawcach, co dało ponad 80 żywych urodzeń3,4. Podobnie jak w przypadku transplantacji narządów litych i unaczynionych allotransplantacji kompozytowych (VCA), odrzucenie immunologiczne jest poważnym wyzwaniem w UTx. 5 Kilka czynników może prowadzić do odrzucenia przeszczepu, w tym niewydolność mikrokrążenia i zastój żylny, które mogą prowadzić do powikłań zakrzepowych. W niedawnym przeglądzie badającym unaczynienie macicy w transplantacji, Kristek i wsp. zgłosili do 15% zakrzepicy tętniczej i 5% zakrzepicy żylnej6. Dodatkowo, zimne i ciepłe niedokrwienie jest krytycznym czynnikiem, na który należy zwrócić uwagę, aby przeszczep zakończył się sukcesem, ponieważ uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (IRI) może prowadzić do dysfunkcji przeszczepu i ostrego odrzucenia7,8. Miocyty reagują na stres niedokrwienny, wytwarzając mleczan przez maksymalnie 6 h9, po czym uszkodzenie komórek mięśniowych jest nieodwracalne. Wpływ zimnego niedokrwienia na mięśniówkę macicy został udokumentowany w badaniach klinicznych, a zastosowanie wewnątrzkomórkowego roztworu University of Wisconsin podczas statycznego przechowywania w chłodni (SCS) wykazało, że poprawia konserwację dzięki lepszej odpowiedzi kurczliwej na prostaglandyny i wyższym stężeniom ATP w porównaniu z roztworem octanu Ringera10. Jednak wpływ ciepłego i zimnego niedokrwienia pozostaje słabo zbadany w UTx.

SCS pozostaje złotym standardem dla zachowania VCA, w tym macicy, oraz dla większości przeszczepów narządów stałych. Jednak w ostatnich latach znaczący postęp w systemach perfuzji maszynowej i rozwiązaniach konserwujących doprowadził do zmiany paradygmatu. Obecnie istnieją mocne dowody na to, że dynamiczna perfuzja maszynowa może poprawić i przedłużyć zachowanie zdrowych i marginalnych organów stałych11,12,13,14,15. Technika ta jest obecnie powszechnie stosowana w praktyce klinicznej w transplantacji płuc, serca, wątroby i nerek14,16,17,18. Dynamiczne zachowanie narządów wykazało wiele korzyści, w tym zminimalizowanie zimnego niedokrwienia i niedotlenienia poprzez zapewnienie ciągłego dostarczania tlenu i składników odżywczych, usuwanie toksycznych metabolitów oraz poprawę parametrów jakości i żywotności przeszczepów12,19. Opracowano wiele modalności, od hipotermii do normotermicznej perfuzji maszynowej (z nośnikami tlenu lub bez), z kilkoma dostępnymi perfuzatami, ale tylko kilka z nich zostało przetestowanych na macicy20. Aby zapewnić istotny wkład takich perspektyw badawczych, kluczowe znaczenie mają odpowiednie przedkliniczne modele chirurgiczne.

W tej pracy, subnormotermiczna perfuzja maszynowa (SNMP) jest używana jako metoda dynamicznego zachowania narządów natlenionych w temperaturze pokojowej (około 20 °C) poprzez cyrkulację perfuzatu przez pompę rolkową i natleniacz. Zastosowano model świni, który jest istotny dla badań nad UTx i konserwacją ze względu na jego podobieństwa do ludzkiego układu rozrodczego pod względem anatomii, fizjologii i wielkości naczynia21,22. Macica jest pobierana po śmierci krążeniowej, co ma znaczenie dla dawstwa po śmierci sercowej i sugeruje możliwość opóźnienia pobrania po wszystkich innych istotnych narządach litych23,24. Ponadto model ten ułatwia rozwój badań nad zachowaniem macicy w uznanych laboratoriach transplantacyjnych, koncentrujących się na innych narządach, stosując zasady "3R" 25. Celem jest opracowanie nowego modelu konserwacji opartego na szypułkach macicy i ocena jego wiarygodności w zakresie dynamicznego zachowania. Wszystkie etapy procedury są szczegółowo opisane, od histerektomii po konserwację, obejmując podkreślone kluczowe punkty dotyczące korzystania z SNMP.

Protokół opisany poniżej poprzedzał wstępny eksperyment oparty na pojedynczej pompie i systemie dopływu "Y-rurki" dla obu tętnic macicznych (Rysunek uzupełniający 1). Po 4 h-SNMP narząd zyskał ponad 50% swojej początkowej masy. Przepływ, ciśnienie, opór i zmiany masy przedstawiono na rysunku uzupełniającym 2. Pojedynczy system perfuzyjny podzielony na dwa dopływy nie pozwalał na modulację każdego natężenia przepływu do ciśnienia każdej ze stron. W tym przypadku SNMP doprowadził do znacznego obrzęku w połowie narządu (ryc. 3). System ten okazał się nieodpowiedni dla modelu macicy, częściowo dlatego, że nie powinien być uważany za model idealnie symetryczny. Dlatego w tym protokole zastosowano dwa systemy perfuzji maszynowej, po jednym dla każdej tętnicy macicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, a protokoły zostały zatwierdzone przez Massachusetts General Hospital Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Ogółem do pobrania macic wykorzystano 6 samic miniświnek z Jukatanu o wadze 30-40 kg, przy czym cztery macice poddano SNMP. Wszystkie zwierzęta poddano heparynizacji jedną pełną dawką (100 j.m./kg) przed eutanazją. Pobranie narządów nastąpiło pośmiertnie z mniej niż 60 minutami ciepłego niedokrwienia. Inne narządy mogły zostać pobrane od tego samego dawcy do różnych badań, zgodnie z zasadami "3Rs" 25. Szczegółowe informacje na temat wszystkich odczynników i sprzętu użytego w protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie przedoperacyjne (dzień przed zabiegiem)

  1. Przygotować roztwór perfuzatu. Do subnormotermicznej perfuzji maszynowej zastosowano rozwiązanie Steen+ zoptymalizowane pod kątem VCA26,27. Użyto jednego litra roztworu na macicę, a skład jest szczegółowo opisany w tabeli 1.
    UWAGA: Do perfuzatu dodaje się dużą ilość wodorotlenku sodu w celu uzyskania pH około 7,5-7,6. Wartość ta jest wyraźnie wysoka, ale konieczna, ponieważ pH będzie miało tendencję do spadku, gdy maszyna będzie krążyć i natleniana mieszaniną karbogenów (95% tlenu; 5% dwutlenku węgla).
  2. Skonfiguruj system perfuzji maszyny (Rysunek 1). Sprawdź, czy nie ma wycieków i pęcherzyków, gdy krąży perfuzat.

2. Pośmiertne pobranie macicy

UWAGA: Aby symulować dawstwo po śmierci sercowej i/lub pośmiertnym pobraniu, zwierzę powinno zostać poddane eutanazji zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC. Wykrwawienie powinno być preferowane zamiast dożylnego wstrzyknięcia pentobarbitalu, aby uniknąć toksyczności, która mogłaby zakłócić badanie.

  1. Ułóż zwierzę poddane eutanazji w pozycji leżącej. Wyszoruj okolice brzucha i umieść sterylne zasłony.
  2. Wykonaj 10-centymetrowe środkowe nacięcie podpępowinowe za pomocą ostrza #20.
  3. Otworzyć tkankę podskórną i rozcięgno za pomocą monopolarnego skalpela elektrycznego.
    UWAGA: Należy zwrócić uwagę, aby nie uszkodzić jelit poprzez otwarcie jamy brzusznej.
  4. Odłóż na bok jelito cienkie gazą chirurgiczną i odsłoń macicę.
    UWAGA: Anatomia macicy użytego modelu jest pokazana w Rysunek 2A.
  5. Postępuj podobnie dla lewej i prawej strony w następujący sposób:
    1. Zidentyfikuj naczynia maciczne.
      UWAGA: Żyła maciczna jest umieszczona bocznie w stosunku do tętnicy macicznej (Rysunek 3).
    2. Stwórz otwór w więzadle szerokim bocznie do żyły macicy za pomocą kleszczy pod kątem prostym.
    3. Przez ten otwór włóż jedwabne szwy krawatowe 2-0, aby podwiązać naczynia jajnikowe i uwolnić macicę z otaczającej tkanki łącznej w więzadle szerokim za pomocą kauteryzacji.
    4. Podwiązać naczynia maciczno-jajnikowe za pomocą jedwabnych szwów 2-0 i usunąć jajnik i rurkę.
    5. Zeszkieletuj naczynia maciczne i dziel je jak najbliżej wewnętrznych naczyń biodrowych.
      UWAGA: Należy zwrócić uwagę na utrzymanie szypułki tak długo, jak to możliwe, aby ułatwić kaniulację i przewidzieć wycofanie szypuły po jej przecięciu.
    6. Powtórz kroki 2.5.1-2.5.5 po przeciwnej stronie.
  6. Usuń macicę, przecinając szyjkę macicy monopolarnym skalpelem elektrycznym.
    UWAGA: Używaj długiego czasu kontaktu, aby zapewnić prawidłową koagulację naczyń szyjki macicy, zapobiegając wyciekom podczas perfuzji.

3. Przygotowanie do perfuzji

  1. Na bocznym stoliku rozszerz obie tętnice maciczne za pomocą mikrochirurgicznego rozszerzacza i wprowadź angiocewnik. Zabezpiecz kaniulację jedwabnymi opaskami 3-0 (Rysunek 2B).
    UWAGA: W tym przypadku do wszystkich tętnic zastosowano angiocewnik 18 G. Należy uważać, aby nie wprowadzać cewnika zbyt głęboko, aby uniknąć selektywnej kaniulacji, ponieważ rozwidlenie jest stosunkowo bliskie. Żyły macicy nie są kaniulowane, ponieważ odpływ żylny jest wystarczający, aby światło tych naczyń było otwarte, co umożliwia łatwe pobranie. Oprócz oszczędności czasu, kaniulacja pourazowa może prowadzić do uszkodzenia naczyń krwionośnych i potencjalnie wpływać na przepływ żylny.
  2. Powoli ręcznie przepłukać obie tętnice maciczne 20 ml roztworu heparyny z każdej strony, aż wszystkie naczynia zostaną wypłukane, a odpływy będą czyste.
    UWAGA: Należy zwrócić uwagę, aby nie spłukiwać wodą pod wysokim ciśnieniem, co może prowadzić do urazów mikronaczyniowych i niewydolności perfuzji.
  3. Zważ macicę.

4. Subnormotermiczna perfuzja maszynowa

UWAGA: Dla macicy wymagane są dwa niezależne systemy perfuzji maszynowej. Każda tętnica maciczna jest podłączona do systemu perfuzyjnego składającego się z pompy rolkowej, oksygenatora, pułapki pęcherzykowej i czujnika ciśnienia. Perfuzat w zbiorniku krąży przez silikonowe rurki połączone z elementami wymienionymi powyżej, a następnie przepływa przez narząd przez tętnicę maciczną do żyły macicznej z każdej strony, skąd perfuzat wychodzi i jest uwalniany w tym samym zbiorniku.

  1. Podłącz macicę do systemów perfuzji maszyny, podłączając kaniule tętnic macicznych do rurki dopływowej (Rysunek 1).
  2. Za pomocą pompy rolkowej wyreguluj natężenie przepływu na niskie (2,5-4,0 ml/min), aby utrzymać stałe ciśnienie tętnicze w zakresie 25-35 mmHg.
  3. Oceń parametry żywotności w każdym z góry zdefiniowanych punktach czasowych zarówno w dopływie, jak i odpływie za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml i analizuj próbki za pomocą urządzenia do gazometrii [np. wskaźniki gazometrii krwi (pH, pCO2, pO2, mleczan, nadmiar zasad, wodorowęglany), glukoza, sód, potas, wapń, chlorek].
    UWAGA: W tym protokole perfuzja trwa 4 godziny, a próbki z dopływu i odpływu pobierane są co 30 minut.
  4. Zważ macicę pod koniec perfuzji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podczas perfuzji system został podłączony do czujnika ciśnienia, który rejestrował ciśnienie w trakcie eksperymentu. Wstępnie zarejestrowano ciśnienie dla systemu bez macicy, które następnie odjęto od pomiarów ciśnienia podczas perfuzji macicy, aby uzyskać rzeczywiste ciśnienie w narządzie. Natężenie przepływu dostosowywano w celu utrzymania ciśnienia w pożądanym zakresie, a kontrolę nad nim sprawowano za pomocą pompy perystaltycznej. Opór obliczono według wzoru R = P / Q (R: opór (mmHg.mL.min-1); P: ciśnienie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przeszczepianie macicy, często uważane za część VCA, szybko się rozwinęło w ciągu ostatnich kilku lat. Równolegle zaczęto badać perfuzję maszynową w VCA, ponieważ wykazano w niej solidne dowody na poprawę zachowania narządów stałych. Hipotermiczna i subnormotermiczna perfuzja maszynowa pozwoliła na zachowanie do 24 godzin w modelach świń mięśniowo-skórnych i zawierających kości VCA 26,27,28. Ponieważ macica stanowi wyzwanie poró...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy nie mają żadnych interesów finansowych, które mogliby zadeklarować.

Podziękowania

Ta praca została częściowo sfinansowana przez National Institute of Health w ramach nagrody nr R01AR082825 (BEU) i Shriners Children's 84308 (YB). HO i YB otrzymały dofinansowanie od Fondation des Gueules Cassées. Podziękowania dla YB ze strony Société Française de Chirurgie Plastique, Reconstructrice et Esthétique (SOFCPRE, Francja) oraz CHU de Rennes (Francja) dla YB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Affinity Pixie Oxygenation SystemMedtronicBBP241Dotleniacz
Albumina surowicy BovinSigma-AldrichA9647Składnik perfuzyjny
Dwuwodny chlorek wapniaSigma-Aldrich223506Składnik perfuzyjny
Dwutlenek węgla TlenAirgasUN3156Dwutlenek węgla Mieszanina tlenu  gaz 
D-(+)-Glukoza jednowodnaSigma-Aldrich49159Składnik perfuzatu
DeksametazonSigma-AldrichD2915Składnik perfuzatu
DextranThermo scientific406271000Składnik perfuzatu
Heparyna sodowa do wstrzykiwańEugia Pharma63739-953-25Składnik perfuzyjny
Humulin Regular Insulina ludzkaLilly0002-8215-01Składnik perfuzyjny
Hydrokortyzon bursztynian soduPfizer0009-0011-03Składnik perfuzyjny
Chlorek magnezu sześciowodnySigma-AldrichM9272Składnik perfuzyjny
MasterFlex L/SCole-Parmer77200-32Pompa rolkowa
Glikol polietylenowy 35000Sigma-Aldrich25322-68-3Składnik perfuzyjny
Chlorek potasuSigma-Aldrich7447-40-7Składnik perfuzyjny
Monitor ciśnienia, przenośny, PM-P-1Oprzyrządowanie systemów żywychPM-P-1Czujnik ciśnienia
Radnoti  Komora zgodności pułapki bąbelkowejRadnoti130149Pułapka bąbelkowa
RAPIDPoint500System gazometriiSiemens500
Wodorowęglan soduSigma-AldrichS5761Składnik perfuzatu
Chlorek soduSigma-AldrichS9888Składnik perfuzatu
Wodorotlenek soduSigma-Aldrich72068Składnik perfuzyjny
Sodu fosforan monobasowy dwuwodny Sigma-Aldrich71505ze składnikiem perfuzatu
1 mlBD309659Pobieranie próbek
Chlorowodorek wankomycynyŁupek run pharmaceuticals70436-021-82Składnik perfuzatu
Strzykawka

Bibliografia

  1. Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2019).
  2. Fageeh, W., Raffa, H., Jabbad, H., Marzouki, A. Transplantation of the human uterus. Int J Gynaecol Obstet. 76 (3), 245-251 (2002).
  3. Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-277 (2017).
  4. Brännström, M., et al. Registry of the International Society of Uterus Transplantation: First report. Transplantation. 107 (1), 172-181 (2023).
  5. Van Dieren, V., et al. Acute rejection rates in vascularized composite allografts: A systematic review of case reports. J Surg Res. 298, 33-44 (2024).
  6. Kristek, J., et al. Human uterine vasculature with respect to uterus transplantation: A comprehensive review. J Obs Gynaecol Res. 46 (11), 1999-2007 (2020).
  7. He, J., Khan, U. Z., Qing, L., Wu, P., Tang, J. Improving the ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation: Clinical experience and experimental implications. Front Immunol. 13, 998952(2022).
  8. Ponticelli, C. Ischaemia-reperfusion injury: A major protagonist in kidney transplantation. Nephrol Dial Transplant. 29 (6), 1134-1140 (2014).
  9. Harris, K., et al. Metabolic response of skeletal muscle to ischemia. Am J Physiol. 250 (2 Pt 2), H213-H220 (1986).
  10. Wranning Almen, C., et al. Short-term ischaemic storage of human uterine myometrium--basic studies towards uterine transplantation. Hum Reprod. 20 (10), 2736-2743 (2005).
  11. Bodewes, S. B., et al. Oxygen transport during ex situ machine perfusion of donor livers using red blood cells or artificial oxygen carriers. Int J Mol Sci. 22 (1), 235(2020).
  12. Boncompagni, E., et al. Decreased apoptosis in fatty livers submitted to subnormothermic machine-perfusion respect to cold storage. Eur J Histochem. 55 (4), e40(2011).
  13. Czigany, Z., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion reduces early allograft injury and improves post-transplant outcomes in extended criteria donation liver transplantation from donation after brain death: Results from a Multicenter Randomized Controlled Trial (HOPE ECD-DBD). Ann Surg. 274 (5), 705-712 (2021).
  14. Markmann, J. F., et al. Impact of portable normothermic blood-based machine perfusion on outcomes of liver transplant: The OCS Liver PROTECT randomized clinical trial. JAMA Surg. 157 (3), 189-198 (2022).
  15. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New Eng J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  16. Roesel, M. J., Ius, F., Knosalla, C., Iske, J. The role of ex-situ perfusion for thoracic organs. Curr Opin Organ Transplant. 27 (5), 466-473 (2022).
  17. Michel, S. G., et al. Twelve-hour hypothermic machine perfusion for donor heart preservation leads to improved ultrastructural characteristics compared to conventional cold storage. Ann Transplant. 20, 461-468 (2015).
  18. Ghoneima, A. S., Sousa Da Silva, R. X., Gosteli, M. A., Barlow, A. D., Kron, P. Outcomes of kidney perfusion techniques in transplantation from deceased donors: A systematic review and meta-analysis. J Clin Med. 12 (12), 3221(2023).
  19. Charlès, L., et al. Effect of subnormothermic machine perfusion on the preservation of vascularized composite allografts after prolonged warm ischemia. Transplantation. 108 (5), e280-e290 (2024).
  20. Duru, Ç, et al. Review of machine perfusion studies in vascularized composite allotransplant preservation. Front Transplantation. 2, 103-111 (2023).
  21. Brännström, M., Diaz-Garcia, C., Hanafy, A., Olausson, M., Tzakis, A. Uterus transplantation: Animal research and human possibilities. Fertil Steril. 97 (6), 1269-1276 (2012).
  22. Wranning, C. A., et al. Auto-transplantation of the uterus in the domestic pig (Sus scrofa): Surgical technique and early reperfusion events. J Obstet Gynaecol Res. 32 (4), 358-367 (2006).
  23. Croome, K. P., et al. American Society of Transplant Surgeons recommendations on best practices in donation after circulatory death organ procurement. Am J Transplant. 23 (2), 171-179 (2023).
  24. Dickens, B. M. Legal and ethical issues of uterus transplantation. Int J Gynaecol Obstet. 133 (1), 125-128 (2016).
  25. Díaz, L., et al. Ethical considerations in animal research: The Principle of 3R's. Rev Invest Clin. 73 (4), 199-209 (2020).
  26. Goutard, M., et al. Machine perfusion enables 24-h preservation of vascularized composite allografts in a swine model of allotransplantation. Transpl Int. 37 (1), 102-111 (2024).
  27. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioengineering (Basel). 10 (12), 1545(2023).
  28. Brouwers, K., et al. 24-hour perfusion of porcine myocutaneous flaps mitigates reperfusion injury: a 7-day follow-up study. Plast Reconstr Surg Glob Open. 10 (2), e4123(2022).
  29. Richter, O., et al. Extracorporeal perfusion of the human uterus as an experimental model in gynaecology and reproductive medicine. Human Reprod. 15 (6), 1235-1240 (2000).
  30. O'Neill, K., et al. Availability of deceased donors for uterus transplantation in the United States: Perception vs Reality. Transplantology. 5 (1), 27-36 (2024).
  31. Chan, J. K., Morrow, J., Manetta, A. Prevention of ureteral injuries in gynecologic surgery. Am J Obstet Gynecol. 188 (5), 1273-1277 (2003).
  32. Rocca, W. A., et al. Accelerated accumulation of multimorbidity after bilateral oophorectomy: A population-based cohort study. Mayo Clin Proc. 91 (11), 1577-1589 (2016).
  33. Dion, L., et al. Procurement of uterus in a deceased donor multi-organ donation National Program in France: A scarce resource for uterus transplantation. J Clin Med. 11 (3), 730(2022).
  34. Agarwal, A., et al. Clinicopathological analysis of uterine allografts including proposed scoring of ischemia reperfusion injury and t-cell-mediated rejection-dallas uterus transplant study: A pilot study. Transplantation. 106 (1), e10-e20 (2022).
  35. Díaz-García, L., et al. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Hum Reprod. 18 (10), 2142-2150 (2003).
  36. Tricard, J., et al. Uterus tolerance to extended cold ischemic storage after auto-transplantation in ewes. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 214, 162-167 (2017).
  37. Dion, L., et al. Hypothermic machine perfusion for uterus transplantation. Fertil Steril. 120 (6), 1259-1261 (2023).
  38. Brännström, M., et al. Experimental uterus transplantation. Hum Reprod Update. 16 (3), 329-340 (2010).
  39. Ozkan, O., Ozkan, O., Dogan, N. U. The Ozkan technique in current use in uterus transplantation: from the first ever successful attempt to clinical reality. J Clin Med. 12 (8), 2812(2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Przeszczep macicyperfuzja maszynowaniedokrwienie i reperfuzjagraft macicystatyczne przechowywanie w chłodzieuszkodzenie komórek śródbłonkakonserwacja organówpobieranie macicy

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.