Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model myszy powstawania tętniaka szyjnego

774 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67872

⸱

9 września 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1McGowan Institute for Regenerative Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Pittsburgh Medical Center, 3Biomedical Engineering, Department of Agricultural and Biological Engineering, Mississippi State University, 4Department of Neurological Surgery, Columbia Irving Medical Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy protokół opisuje standaryzowaną metodę chirurgiczną indukcji tętniaków szyjnych w modelu mysim poprzez pojedynczą operację chirurgiczną.

Streszczenie

Tętniaki mózgu występują u około 2%-5% populacji i stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia publicznego ze względu na wysokie wskaźniki śmiertelności i zachorowalności po pęknięciu. Pomimo postępów w badaniach, opracowanie skutecznych i powtarzalnych modeli zwierzęcych pozostaje wyzwaniem. Wśród dostępnych modeli szeroko stosuje się chirurgicznie wywołane tętniaki; jednak techniczna złożoność tych procedur często ogranicza ich dostępność. Metody te wymagają szerokiej wiedzy chirurgicznej i wiążą się z wyższym wskaźnikiem śmiertelności śródoperacyjnej lub nieregularnym powstawaniem tętniaków, co może obniżyć wiarygodność wyników eksperymentalnych. Aby złagodzić te ograniczenia, ten artykuł wideo przedstawia uproszczoną procedurę chirurgiczną wywołującą tętniaki tętniaków szyjnych u myszy, wykonywaną podczas jednej sesji. To uproszczone podejście wykazało imponujący 87% skuteczność wywoływania tętniaków szyjnych u samic myszy. Poprzez zmniejszenie wyzwań technicznych i poprawę powtarzalności, metoda ta stanowi praktyczną i wiarygodną alternatywę dla badań tętniaków mózgu. Jego powszechne wdrożenie mogłoby ułatwić badania standaryzowane, przyspieszyć rozwój strategii terapeutycznych i ostatecznie poszerzyć naszą wiedzę na temat patofizjologii tętniaka.

Wprowadzenie

Tętniaki mózgowe to miejscowe rozszerzenia ścian naczyń mózgowych, które dotykają około 2%-5% ogólnej populacji. Pęknięcie tych tętniaków może prowadzić do krwotoku podpajęczynczynowego, który wiąże się z wysokim wskaźnikiem śmiertelności i zachorowalności 1,2. Zrozumienie patogenezy tętniaków mózgu i identyfikacja potencjalnych celów terapeutycznych wymaga wiarygodnych i powtarzalnych modeli zwierzęcych naśladujących chorobę człowieka. W tym artykule przedstawiono ustandaryzowaną metodę chirurgiczną wywoływania tętniaków szyjnych u myszy, oferując praktyczną i efektywną alternatywę dla bardziej technicznie wymagających modeli śródczaszkowych3.

Rozwój tej techniki motywowany jest wyzwaniami związanymi z istniejącymi modelami tętniaków mózgu. Modele tętniaków śródczaszkowych, choć szeroko stosowane, wymagają złożonych zabiegów chirurgicznych i są ograniczone przez niewielki rozmiar naczyń śródczaszkowych, co utrudnia ich przydatność do testowania urządzeń endowaskularnych i innych interwencji 4,5. Dodatkowo, różnice w metodach stosowanych w różnych badaniach — takie jak różnice w stężeniach elastazy i czasie ekspozycji — zmniejszają powtarzalność i utrudniają porównania w badaniach krzyżowych. Dzięki standaryzacji zabiegu ta technika eliminuje te ograniczenia i zapewnia wysoki wskaźnik skuteczności wywołania tętniaka przy minimalnym ryzyku chirurgicznym.

W porównaniu z alternatywnymi metodami, model tętniaka tętniaka szyjnego oferuje kilka wyraźnych zalet. Po pierwsze, uproszczona procedura chirurgiczna zmniejsza bariery techniczne, czyniąc ją bardziej dostępną dla szerszego grona laboratoriów. Po drugie, większy kaliber tętnicy szyjnej w porównaniu z naczyniami śródczaszkowymi ułatwia testowanie podejść terapeutycznych, w tym urządzeń endowaskularnych. Poprzednie badania wykazały warianty tego modelu z obiecującymi wynikami, ale niespójne protokoły ograniczyły powtarzalność 6,7. Nasze podejście udoskonala te metody, osiągając 87% skuteczność u samic myszy i zapewniając spójność we wszystkich eksperymentach.

W szerszym kontekście literatury modele zwierzęce tętniaków mózgu są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów chorobowych, oceny celów terapeutycznych oraz opracowywania strategii interwencji. Opracowano modele dla różnych gatunków, w tym danio danio, szczurów, królików i psów, z unikalnymi zaletami i ograniczeniami 3,8. Ten model tętniaka tętniaka szyjnego uzupełnia istniejący repertuar, oferując równowagę między techniczną wykonalnością a istotnością dla chorób ludzkich, co czyni go idealną opcją dla badaczy poszukujących wiarygodnego, powtarzalnego modelu badań przedklinicznych.

Metoda ta jest szczególnie dobrze przystosowana do laboratoriów mających na celu badanie molekularnych i biomechanicznych podstaw powstawania tętniaków, testowanie środków farmakologicznych lub ocenę urządzeń endowaskularnych. Naukowcy powinni rozważyć, czy cechy anatomiczne i fizjologiczne tego modelu odpowiadają ich konkretnym celom eksperymentalnym. Dzięki zapewnieniu ustandaryzowanego, powtarzalnego protokołu, technika ta ma na celu rozwój badań nad tętniakami mózgu oraz zwiększenie spójności w badaniach w tej dziedzinie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół dotyczący zwierząt został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu (IS00022015). Do eksperymentów użyto samic myszy typu dzikiego (WT) C57BL/6J, w wieku 6-8 tygodni. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Wprowadź znieczulenie.
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i podaj gaz izofluranowy w stężeniu 3%-4% do indukcji za pomocą systemu waporyzatora znieczulenia (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Dostosuj przepływ tlenu do 1,0-1,5 L/min.
    2. Monitoruj zwierzę pod kątem oznak całkowitego znieczulenia (np. braku reakcji na bodźce zewnętrzne i spowolnienia oddechu).
  2. Przenieś na miejsce operacji.
    1. Po pełnym znieczuleniu mysz przenieś ją na stanowisko chirurgiczne, utrzymując znieczulenie izofluranowe przy stężeniu utrzymywającym 1-3% i przepływie tlenu 0,8-1,0 L/min. Upewnij się, że mysz jest podłączona do systemu podawania znieczulenia przez stożek nosowy.
  3. Utrzymanie temperatury.
    1. Ustaw mysz na podkładce grzewczej ustawionej na 36 °C. Przyłącz sondę temperatury, aby przez cały czas monitorować temperaturę ciała. W razie potrzeby dostosuj ustawienie podkładki grzewczej, aby utrzymać stabilną temperaturę.
  4. Prewencyjna analgezja.
    1. Podawaj buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu wstrzykiwalną w dawce 3,25 mg/kg podskórnie przed zabiegiem chirurgicznym.

2. Przygotowanie do operacji

  1. Unieruchom zwierzę.
    1. Umieść mysz w pozycji leżącej. Użyj pasków taśmy chirurgicznej, aby delikatnie przymocować każdą kończynę do platformy chirurgicznej, zapewniając stabilizację ciała bez nadmiernego napięcia.
  2. Ogol okolice szyi.
    1. Używając małych chirurgicznych maszynek do golenia, ogol sierść w okolicy szyi (około 2 cm x 2 cm). Usuń luźne włosy sterylną gazą chirurgiczną.
  3. Wysterylizuj miejsce operacji.
    1. Dwa cykle roztworu povidonu i jodu na okolice szyi za pomocą aplikatorów z bawełnianymi końcówkami, a następnie dwie rundy 70% etanolu. Pozwól temu miejscu wyschnąć na powietrzu między aplikacjami, aby zapewnić odpowiednią sterylizację.

3. Etap I: Podwiązanie tętnicy szyjnej wspólnej

  1. Potwierdź znieczulenie.
    1. Wykonaj test szczypania palców za pomocą tępych kleszczy. Brak wycofania lub ruchu odruchowego potwierdza odpowiednie znieczulenie.
  2. Wykonaj nacięcie środkowe.
    1. Używając ostrza skalpela, wykonaj pionowe nacięcie o szerokości 1 cm wzdłuż linii środkowej szyi, zaczynając tuż poniżej linii szczęki. Przetnij skórę i powięzi pod spodem.
  3. Odsłonić gruczoł podżuchwywy.
    1. Użyj tępych kleszczy, aby uruchomić gruczoł podżuchwy bocznie, uważając, by nie uszkodzić otaczających tkanek. Delikatnie unieś gruczoł i oddzielić go od mostka przez tępe przecięcie.
    2. Przymocuj gruczoł małym sterylnym retraktorem lub klipsem, aby utrzymać wyraźne pole chirurgiczne.
  4. Odsłonić mięsień mostkowo-naczyniowo-domowłosy (SCM).
    1. Wizualnie zidentyfikować mięsień mostkowo-naczyniowo-domowłosy (SCM). Użyj tępych kleszczy, aby delikatnie unieść mięsień i przewlecz pod spód szyw z warkoczu 5-0. Odbijaj mięsień bocznie, delikatnie pociągając za szew, aby odsłonić pochewkę szyjną.
  5. Odizoluj tętnicę szyjną.
    1. Otwórz oczko szyjne za pomocą ostrych kleszczy. Ostrożnie oddziel tętnicę szyjną od sąsiedniej żyły szyjnej i nerwu błędnego.
    2. Aby poprawić widoczność, pod tętnicę szyjną włóż sterylny silikonowy mankiet lub retraktor. Unikaj urazu tętnicy lub otaczających struktur.
  6. Podwiązać tętnicę szyjną.
    1. Za pomocą ostrych kleszczy przeciąż tętnicę szyjną i przewlecz pod nią szew 9-0. Zawiąż stabilny podwójny węzeł, aby podwiązać tętnicę, zapewniając odpowiednie napięcie i zatkać przepływ krwi bez uszkadzania naczynia. Przytnij końcówki szwów, aby zminimalizować podrażnienia tkanek.
  7. Leczenie elastazą.
    1. Kąp tętnicę szyjną w roztworze 10 U/mL elastazy trzustkowej wieprzowej, rozcieńczonej w 1× PBS, utrzymując ją przez 10-20 minut.
    2. Utrzymuj tkankę wilgotną przez cały okres inkubacji, aby zapobiec wysychaniu. Zaraz po aplikacji delikatnie wysusz nadmiar roztworu elastazy, aby zminimalizować uszkodzenia otaczających tkanek.
  8. Zamknij nacięcie.
    1. Przybliżaj krawędzie skóry za pomocą sterylnych szwów nylonowych (5-0) lub chirurgicznych zszywek. Delikatnie naciskaj sterylną gazą, aby zapewnić hemostazę.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Obserwuj zwierzę.
    1. Codziennie obserwuj zwierzę pod kątem klinicznych objawów powikłań, takich jak przedwczesne pęknięcie tętniaka (objawiane nagłym ospałem lub krwiakiem), udar, napady padaczkowe lub znaczna utrata masy ciała (>10% wartości masy wyjściowej).
    2. Natychmiast uśpić zwierzęta (zgodnie z zatwierdzonymi przez instytucjonalnie protokoły) wykazujące poważne objawy, aby zminimalizować ból i niepokój.
      UWAGA: Przedłużone uwalnianie buprenorfiny zapewnia do 72 godzin analgezji; dodatkowe leki przeciwbólowe pooperacyjne podawane są tylko w razie potrzeby.
  2. Opieka nad ranami
    1. Bezpośrednio po zabiegu nałóż 4% żel lidokainowy na miejsce nacięcia, aby miejscowo złagodzić ból. Nałóż cienką warstwę maści antybiotykowej (np. bacitracyna), aby zapobiec infekcji. Powtarzaj codzienną pielęgnację rany przez co najmniej 3 dni lub do momentu, gdy rana zacznie się goić.
  3. Środowisko odzyskiwania
    1. Umieść zwierzę w czystej klatce do regeneracji z miękką ściółką. Zadbaj o dostęp do podgrzanych płynów lub żelu nawadniającego, który wspomaga regenerację. Monitoruj, aż zwierzę będzie całkowicie przytomne i ruchome, a następnie przywróć je do standardowego schowka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Łącznie 15 samic myszy typu dzikiego (WT) przeszło procedurę indukcji tętniaka zgodnie ze standardowym protokołem opisanym (Rysunek 1). Dwa tygodnie po operacji utworzenie tętniaka zostało pomyślnie osiągnięte u około 87% myszy, co potwierdziło badanie morfologiczne (Rysunek 2 i Rysunek 3). Wyniki te podkreślają odporność i powtarzalność tej techniki, wykazując jej przydatność w przedklinicznych bada...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model tętniaka tętniaka szyjnego wywołany podwiązaniem tętnicy szyjnej został po raz pierwszy opisany w latach 70. XX wieku przez Yasargila i Matsudę, którzy wykorzystali przeszczepy żyły do wywołania rozwoju tętniaka 9,10. Kolejne modyfikacje tej techniki, w tym dodanie leczenia elastazą i podwiązania szyjnych, umożliwiły generowanie większych tętniaków szyjnych w bardziej efektywny i przyspieszony sposób 6,11...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szwy z plecionkami 5-0 wchłaniająceEthicon / EthilonJ463G
Szew monofilamentowy 5-0 niechłonnyEthicon / Ethilon8698G
Szew monofilamentowy 9-0 niechłonnyEthicon / Ethilon2829G
Podpaski do przygotowania alkoholuMedlineCUR45585RB
Animal Pocket Pro GolarzWahl9861-900
Kleszcze Dumont #5RobozRS-5058
pęsety Dumont Titanium Teaseeret; Wzór #5RobozRS-5050
Kleszcze GraefeRobozRS-5138 
Kleszcze tkankowe GraefeRobozRS-5155
lidokaina, 4%, preparat miejscowyMedline52565-009-50
Micro-clip prosty, 5 mmRobozRS-5420
nożyczki mikro-rozcinająceRobozRS-5610
Mikro-sclip prosty, 8 mmRobozRS-5424
Kleszcze przeciwkomarowe, 4"RobozRS-7100
Rękawice nitryloweFisherbrand19-130-1597
Penicylina-StreptomycynaThermo Fisher15140122
Elastaza trzustkowa u wieprziWorthingtonLS002274
Povidon-jodMedlineMDS093943
Nożyczki, ekstra drobneRobozRS-5880
Nożyczki, w porządkuRobozRS-5840
Sterylny roztwór soli fizjologicznej o stężeniu 0,9%Baxter2B1324X
Sterylny aplikator bawełnianyDynarex4303
Sterylne jednorazowe ręczniki chirurgiczne, niebieskieMedlineMDT2168202H
Przezroczysty opatrunk foliowy Tegaderm3M1624W

Bibliografia

  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. E. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  3. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sci. 10 (3), 134(2020).
  4. Frösen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall - A review of current pathophysiological knowledge. Transl Stroke Res. 5 (3), 347-356 (2014).
  5. Frösen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: Histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  6. Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: A review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2010).
  7. Hashimoto, N., et al. Experimental induction of cerebral aneurysms in monkeys. J Neurosurg. 67 (6), 903-905 (1987).
  8. Lv, X., Zhang, H., Kong, W., Liang, S., Zhang, H. Evaluation of an antithrombotic surface-coated flow diverter in a rabbit model without dual antiplatelet drugs. World Neurosurg. 192, e155-e162 (2024).
  9. Yasargil, M. G., Fox, J. L. The microsurgical approach to intracranial aneurysms. Surg Neurol. 3 (1), 7-14 (1975).
  10. Nishikawa, M., Yonekawa, Y., Matsuda, I. Experimental aneurysms. Surg Neurol. 5 (1), 15-18 (1976).
  11. Hoh, B. L., et al. A novel murine elastase saccular aneurysm model for studying bone marrow progenitor-derived cell-mediated processes in aneurysm formation. Neurosurgery. 66 (3), 544-550 (2010).
  12. Staarmann, B., Smith, M., Prestigiacomo, C. J. Shear stress and aneurysms: A review. Neurosurg Focus. 47 (1), E2(2019).
  13. Dolan, J. M., Kolega, J., Meng, H. High wall shear stress and spatial gradients in vascular pathology: A review. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1411-1427 (2013).
  14. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. J Biomed Biotechnol. 2011, 535921(2011).
  15. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-α in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
  16. Hussain, S., et al. Search for biomarkers of intracranial aneurysms: A systematic review. World Neurosurg. 84 (5), 1473-1483 (2015).
  17. Broderick, J. P. Jr Unruptured intracranial aneurysms: Epidemiology, natural history, management options, and familial screening. Lancet Neurol. 13 (4), 393-404 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Tętniak mózguprocedura chirurgicznaleczenie elastazątętnica szyjnamodel zwierzęcyindukcja tętniakastrategie terapeutyczne
Model myszy powstawania tętniaka szyjnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.