Artykuł metodologiczny

Podejście przezspojówkowe do wstrzyknięcia do nerwu wzrokowego szczura

DOI:

10.3791/68048

⸱

4 kwietnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Vision Research, University of Iowa, 2Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Iowa

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje unikalną technikę wykorzystującą podejście przezspojówkowe do dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu wykonania zastrzyków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szczur służy jako ważny model do badania zaburzeń nerwu wzrokowego, w tym chorób dziedzicznych, urazowych, nowotworowych i autoimmunologicznych. Dostęp do nerwu wzrokowego szczura w celu eksperymentalnych manipulacji i zastrzyków jest trudny ze względu na mały rozmiar oczodołu i unaczynienie otaczających tkanek oczodołu. Wcześniejsze techniki obejmowały nacięcie skóry, które niesie ze sobą większe ryzyko infekcji i wymaga zamknięcia rany. Badanie to ma na celu opisanie unikalnego, mniej inwazyjnego i potencjalnie bardziej skutecznego podejścia do dostępu do nerwu wzrokowego szczura. Nacięcie przezspojówkowe, wraz z hakiem rdzenia kręgowego szczura, służy do izolowania nerwu wzrokowego do eksperymentalnych zastrzyków. W tych eksperymentach wektor adenowirusowy jest wstrzykiwany do nerwu wzrokowego w celu wykorzystania tej techniki do bezpośredniego dostarczania terapii genowej w przyszłości. Technika ta może być również stosowana przez badaczy wymagających dostępu do nerwu wzrokowego szczura do innych badań eksperymentalnych, w tym dostarczania leków i badań nad uszkodzeniem nerwu wzrokowego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szczur jest kluczowym modelem eksperymentalnym do badania zaburzeń nerwu wzrokowego, w tym jaskry, urazowej neuropatii nerwu wzrokowego, dziedzicznej neuropatii wzrokowej, choroby demielinizacyjnej i guzów nerwu wzrokowego,2,3,4,5,6,7. Jednak uzyskanie dostępu do nerwu wzrokowego w celu eksperymentalnego wstrzyknięcia i manipulacji może być trudne, biorąc pod uwagę mały rozmiar oczodołu i tkanek oczodołu naczyniowego.

Dwie wcześniejsze techniki, które zostały opisane w celu uzyskania dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu eksperymentalnych manipulacji, wykorzystują albo lepsze orbitalne, albo boczne przezskórne podejście do dostępu do orbity8,9. Raykova i wsp. opisują wstrzykiwanie barwionych koralików do nerwu wzrokowego za pomocą górnego nacięcia skóry oczodołu8. Chociaż ich technika była skuteczna, wymaga hemostazy i konieczności założenia szwu trakcyjnego do ekspozycji, co może być trudniejsze przy tym podejściu8. Inna grupa podobnie opisała podejście wykorzystujące boczne nacięcie skóry w celu uzyskania dostępu do oczodołu. Udało im się wstrzyknąć nerw wzrokowy przy użyciu tego podejścia, ale wymagało to hemostazy i zamknięcia rany9. Chociaż techniki te są skutecznymi podejściami do dostępu do nerwu wzrokowego w celu przeprowadzenia badań eksperymentalnych, obie obejmują nacięcie skóry, potrzebę hemostazy i zamknięcie rany. Te kroki wiążą się z ryzykiem infekcji i potencjalnie wydłużonym czasem pod narkozą ze względu na konieczność zamknięcia rany8,9,10.

Biorąc pod uwagę ograniczenia wcześniej opisanych technik, celem tego badania jest opisanie bardziej efektywnego i mniej traumatycznego podejścia do dostępu do nerwu do badań eksperymentalnych. Hak rdzenia kręgowego służy do izolowania nerwu wzrokowego, analogicznie do techniki chirurgicznej stosowanej u ludzi do izolowania mięśni i struktur przydatków oka za pomocą haka mięśniowego. Technika ta może być stosowana przez badaczy, którzy potrzebują dostępu do nerwu wzrokowego szczura w wielu wskazaniach, od dostarczania leków po terapię genową.

Ten artykuł opisuje nowatorskie zastosowanie podejścia przezspojówkowego w celu uzyskania dostępu do oczodołu i nerwu wzrokowego szczura do badań eksperymentalnych za pomocą haka do rdzenia kręgowego.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Biuro Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Iowa. Badanie zostało sfinansowane przez Gilbert Family Foundation (grant numer 913012). Do eksperymentów wykorzystano kombinację samców i samic szczurów Sprague Dawley, w wieku 4-12 tygodni i ważących 100-400 g. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Znieczulenie

  1. Znieczulenie szczurów za pomocą inhalacji izofluranu. Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej i przekręć parownik na 4%-5% w celu indukcji znieczulenia i 2%-3% w celu utrzymania znieczulenia.
    UWAGA: Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucji, jeśli preferowany jest również środek znieczulający miejscowo.
  2. Przed kontynuowaniem sprawdź głębokość znieczulenia, oceniając brak odruchu wycofania pedału.
  3. Nałóż sztuczny żel łzowy na powierzchnię oka.

2. Pozycjonowanie

  1. Po wywołaniu znieczulenia umieść zwierzę na poduszce grzewczej w bocznej pozycji leżącej. Użyj stożka do nosa, aby utrzymać znieczulenie.
  2. Ustawić orbitę pod mikroskopem operacyjnym.

3. Narażenie chirurgiczne

  1. Chwyć spojówkę ząbkowanymi kleszczami w kwadrancie dolno-skroniowym (Ryc. 1).
  2. Użyj nożyczek Westcotta, aby utworzyć promieniowe nacięcie spojówki, a następnie otwórz powięź Tenona w kwadrancie infernosalnym (Rysunek 1). Użyj cięcia, aby usunąć leżącą nad nim tkankę oczodołu.

4. Izolacja nerwu wzrokowego

  1. Obróć oko nosowo za pomocą kleszczy zębatych i poproś asystenta, aby wbił hak rdzenia kręgowego do dolno-skroniowego kwadrantu, aby wyizolować nerw wzrokowy (Rysunek 1). Uważaj, aby ominąć brzuszną żyłę oczną i mięśnie zewnątrzgałkowe.
  2. Usuń leżącą tkankę oczodołu i powięź Tenona, wykonując rozwarstwienie za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką lub kleszczy, aby odsłonić nerw wzrokowy i osłonkę.

5. Wtrysk

  1. Użyj igły 33 G połączonej ze strzykawką o pojemności 10 μl lub 1 ml, aby przebić osłonkę nerwu wzrokowego (Rysunek 1).
  2. Wstrzyknij różne stężenia wirusa związanego z adenowirusem-eGFP lub barwnika India Ink do nerwu wzrokowego pod bezpośrednią wizualizacją, aby upewnić się, że materiał zostanie wstrzyknięty bezpośrednio do nerwu.
  3. Aby ocenić AAV-eGFP, wstrzyknąć 10 μl zawiesiny zawierającej cząsteczki wirusa AAV (2 x10 13 genomów wektorowych (vg)/ml, co daje całkowitą dawkę 2 x 1011 vg).
    UWAGA: Badacze mogą wstrzykiwać inne barwniki lub plamy w zależności od potrzeb eksperymentalnych.

6. Kroki po zabiegu

  1. Ponownie zbliż spojówkę do rąbka, aby pokryć miejsce nacięcia i nałóż maść z antybiotykiem na spojówkę (Ryc. 1).
  2. Pozwól zwierzętom dojść do siebie po znieczuleniu i monitoruj je pod kątem jakichkolwiek oznak infekcji.

7. Barwienie

  1. Siedem dni po wstrzyknięciu należy uśmiercić zwierzęta poprzez uduszenie CO2, a następnie zwichnięcie szyjki macicy11 zgodnie z wytycznymi etycznymi. Wypreparuj nerw wzrokowy.
  2. Umocuj nerwy wzrokowe w 4% paraformaldehydzie i spłucz w zwiększonym stężeniu sacharozy. Osadź krioformy w roztworze związku OCT w proporcji 2:1 do 20% sacharozy. Próbki należy błyskawicznie zamrażać w ciekłym azocie, przechowywać w temperaturze -80 °C i dzielić na sekcje o grubości 7 μm.
  3. Zablokować kriosekcje nerwu wzrokowego na 30 minut w temperaturze pokojowej w buforze immunocytochemicznym (IHC) i 3% albuminie surowicy bydlęcej. Inkubować skrawki z pierwszorzędowym przeciwciałem anty-GFP szczura rozcieńczonym w buforze IHC przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
  4. Inkubować skrawki z kozim środkiem przeciw szczurom w buforze IHC przez dodatkowy 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Podczas wtórnej inkubacji przeciwciał oznacz skrawki dichlorowodorkiem 4',6-diamidyn-2-fenyloindolu (DAPI) w celu wizualizacji jąder komórkowych. Dokładnie wypłucz sekcje za pomocą PBS i zamontuj za pomocą medium montażowego.

8. Obrazowanie

  1. Zobrazuj oznaczone sekcje za pomocą pionowego systemu mikroskopu konfokalnego.
  2. W szczególności użyj fioletowego lasera 405 nm do wizualizacji etykietowania DAPI i cyjanowego lasera 488 nm do wizualizacji GFP.
    UWAGA: Ustawienia dla każdego lasera (tj. moc lasera, intensywność/wzmocnienie, filtry tła/szumów) powinny być zoptymalizowane przez każdego użytkownika dla różnych systemów mikroskopów konfokalnych. Rób zdjęcia za pomocą obiektywu o powiększeniu 20x.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wyniki eksperymentalne przy użyciu tej techniki do wstrzykiwania nerwu wzrokowego szczurowi są pokazane w Rysunek 2. W tym przykładzie wirus eGFP związany z adenowirusem (AAV-eGFP) został wstrzyknięty do nerwu wzrokowego szczura przy użyciu techniki przezspojówkowej opisanej powyżej za pomocą igły 33 G podłączonej do strzykawki o pojemności 10 μl. Wyniki te były częścią eksperymentu wykorzystującego tę technikę do badania iniekcji nerwu wzrokowego w ramach ostatecznego celu, jakim jest wykorzystanie AAV do dostarczania korekcji CRISPR do nerwów wzrokowych w szczurzym modelu nerwiakowłókniakowatości 1 (NF1). Do opracowania techniki iniekcji wykorzystano połączenie barwnika i wektora AAV. Zwierzęta uśmiercano siedem dni po wstrzyknięciu w nerw wzrokowy. Nerwy zostały następnie wypreparowane i oznaczone przeciwciałami anty-GFP, aby umożliwić obrazowanie nerwu wzrokowego za pomocą mikroskopii konfokalnej w celu potwierdzenia, że materiał z powodzeniem przeniknął przez osłonkę nerwu wzrokowego i dostał się do nerwu wzrokowego. Pomyślne wprowadzenie materiału do nerwu wzrokowego zostało potwierdzone przez barwienie przeciwciałami, a pod mikroskopem konfokalnym pojawił się on na zielono, jak widać na Rysunek 2A. W przypadkach, gdy penetracja przez osłonkę nerwu wzrokowego nie była pełna lub nastąpił wypływ materiału z toru igły, barwienie było widoczne wzdłuż krawędzi osłonki nerwu wzrokowego, a nie w tkance nerwowej, jak widać na Rysunek 2C.

figure-results-1
Rysunek 1: Sekwencja kroków chirurgicznych. (A) Spojówka jest chwytana za pomocą ząbkowanych kleszczy, a nożyczki Westcotta są używane do wykonania peritomii rąbkowej. (B) Po otwarciu powięzi czopa i wycięciu, orbita jest odsłaniana za pomocą nożyczek Westcotta. (C) Zakłada się hak do rdzenia kręgowego i służy do izolowania nerwu wzrokowego. (D) Po wypreparowaniu leżącej nad nim tkanki oczodołu, nerw wzrokowy jest odsłaniany za pomocą haka rdzenia kręgowego. (E) Igła 33 G służy do przekłuwania osłonki nerwu wzrokowego i wstrzykiwania adenowirusa lub barwnika do nerwu wzrokowego. (F) Kula ziemska jest umieszczana na orbicie, a spojówka jest ponownie umieszczana w miejscu otrzewnej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Reprezentatywny fluorescencyjny konfokalny obraz panoramiczny nerwu wzrokowego szczura 7 dni po udanym wstrzyknięciu AAV-eGFP (zielony), w którym wektor transdukował neurony w pobliżu skrzyżowania wzrokowego. (A) Jądra nerwu wzrokowego są oznaczone DAPI (na niebiesko). ONH ze strzałką oznacza głowę nerwu wzrokowego lub koniec oczodołu nerwu, podczas gdy koniec skrzyżowania wzrokowego jest oznaczony jako "skrzyżowanie". (B) Fotografia nerwu wzrokowego szczura od oczodołu do skrzyżowania zanurzonego w zamrożonym bloku kriosekcji. Nerw jest wstrzykiwany atramentem India Ink bezpośrednio za oczodołem (miejsce wstrzyknięcia oznaczone czarną strzałką) w celu zorientowania nerwu wzrokowego. (C) Panoramiczny obraz fluorescencyjny nerwu wzrokowego szczura 7 dni po nieudanym wstrzyknięciu AAV-eGFP (zielony), w którym większość zawiesiny wektora prawdopodobnie wypłynęła z dróg nerwowych, przekształcając osłonkę nerwu wzrokowego. Jądra nerwu wzrokowego są oznaczone DAPI (na niebiesko). ONH oznacza głowę nerwu wzrokowego znajdującą się bezpośrednio za siatkówką nerwową i miejscem wstrzyknięcia oznaczonym białą strzałką. Skrzyżowanie i biała strzałka wyznaczają kierunek skrzyżowania wzrokowego. Podziałka = 400 μm w (A) i 200 μm w (C). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

zmiennaPodejście
Przezspojówkowyprzełożony boczny
Nacięcie skóryNietaktak
Nacięcie spojówkitakNieNie
mikroskoptaktaktak
Przecięcie mięśnia oczodołu górnegoNietakNie
Szew trakcyjnyNietaktak
Hak rdzenia kręgowegotakNieNie
Szew skórnyNietaktak

Tabela 1: Porównanie z poprzednio opublikowanymi technikami izolowania nerwu wzrokowego szczura do badań eksperymentalnych. Zmienne, w tym konieczność nacięcia skóry, nacięcia spojówki, mikroskopu operacyjnego, przecięcia mięśnia oczodołu górnego, szwu trakcyjnego, haka rdzenia kręgowego i szwu skórnego, są porównywane przy użyciu dostępu przezspojówkowego, górnego i bocznego.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano nowatorską metodę dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu przeprowadzenia badań eksperymentalnych bez konieczności nacinania skóry. Takie podejście zapewnia potencjalne korzyści w postaci skuteczności i zmniejszenia ryzyka infekcji i krwawienia, biorąc pod uwagę brak konieczności nacinania skóry i mniejszą liczbę kroków w porównaniu z innymi technikami 8,9. Technika ta wykorzystuje również nowatorskie podejście polegające na izolowaniu nerwu wzrokowego za pomocą haka rdzenia kręgowego szczura, aby uniknąć urazu nerwu i otaczających tkanek.

Kluczowe kroki w tej technice obejmują wykonanie odpowiedniego nacięcia rąbka w celu uzyskania dostępu do przestrzeni podspojówkowej, użycie haka rdzenia kręgowego do odizolowania nerwu wzrokowego oraz użycie igły o małym otworze do przebicia osłonki nerwu wzrokowego i dostarczenia materiału do nerwu wzrokowego. Należy zachować ostrożność, aby obrócić hak rdzenia kręgowego w celu odizolowania nerwu. Gdy nerw nie jest wyraźnie odizolowany, może być konieczne kilkakrotne wprowadzenie haczyka, aby zapewnić izolację nerwu, a aplikator z bawełnianą końcówką może być użyty do usunięcia tkanki łącznej z osłonki nerwowej w celu lepszej wizualizacji. Narażenie na tę technikę może być trudniejsze u większych zwierząt z większą objętością tłuszczu w oczodole. W takich sytuacjach przydatne może być użycie asystenta do cofnięcia otaczających tkanek w celu odpowiedniej ekspozycji. Należy zachować ostrożność, aby uwidocznić nerw wzrokowy bezpośrednio podczas wstrzyknięcia. Zapewnienie prostopadłego ułożenia igły przez osłonkę nerwową podczas wstrzyknięcia poprawia powodzenie wstrzyknięcia.

Technika ta opiera się na wcześniejszych pracach Raykova i wsp. oraz Hallasa i Wellsa 8,9. Raykova i wsp. opisali dostęp do nerwu wzrokowego szczura przy użyciu podejścia nadrzędnego z nacięciem skóry utworzonym nad grzbietem oczodołu i przecięciem mięśnia oczodołu górnego8. Chociaż takie podejście pozwala na odsłonięcie nerwu, wymaga przecięcia mięśnia zewnątrzgałkowego, co wiąże się z większym ryzykiem krwawienia i koniecznością zszycia nacięcia skóry. Podobnie Hallas i Wells opisują boczne podejście do oczodołu szczura w celu dotarcia do nerwu wzrokowego9. Opisują one boczne nacięcie skóry, po którym następuje boczne nacięcie spojówki i szew trakcyjny służący do obracania oka i odsłonięcia nerwu wzrokowego9. Podobnie jak w przypadku podejścia nadrzędnego, technika ta obejmuje nacięcie skóry, co powoduje konieczność zamknięcia rany i zwiększa ryzyko infekcji i krwawienia 8,9. Przedstawiona tutaj technika przezspojówkowa eliminuje potrzebę nacinania skóry i mięśni, zmniejszając w ten sposób ryzyko krwawienia/infekcji i poprawiając wydajność, unikając konieczności zamykania nacięcia skóry. Zabieg powoduje minimalny stres, jest dobrze tolerowany i nie wymaga długotrwałego stosowania leków przeciwbólowych lub przeciwzapalnych. Technika przezspojówkowa jest porównywana i skontrastowana z poprzednio opublikowanymi technikami w Tabeli 1.

Ograniczenia techniki przedstawionej w tym badaniu obejmują krzywą uczenia się izolacji nerwu wzrokowego za pomocą haka rdzenia kręgowego, ale po opanowaniu technika ta pozwala na skuteczną i atraumatyczną izolację nerwu. Do tej techniki niezbędna jest znajomość obsługi mikroskopu operacyjnego. Chociaż istnieje krzywa uczenia się dla tej techniki, mniejsza liczba kroków i brak potrzeby zszywania rany sprawi, że technika ta będzie łatwiejsza do opanowania w porównaniu z innymi opublikowanymi podejściami 8,9. Konieczne jest staranne rozwarstwienie w celu odsłonięcia nerwu i osłonki, ponieważ może dojść do krwotoku z pobliskich naczyń i tkanki mięśniowej. U większych szczurów może być trudniej odsłonić duże odcinki nerwu wzrokowego ze względu na zwiększoną ilość tłuszczu/tkanki oczodołu, ale przy zachowaniu ostrożności tkankę tę można na ogół usunąć za pomocą rozwarstwienia, aby poprawić wizualizację nerwu. Dalsze prace mogą zająć się zastosowaniem tej techniki w innych systemach modelowych, takich jak mysz, i mogą bezpośrednio porównać skuteczność chirurgiczną z innymi technikami dostępu do nerwu wzrokowego.

Technika ta może być stosowana przez inne grupy, które muszą uzyskać dostęp do nerwu wzrokowego szczura w celu przeprowadzenia badań eksperymentalnych. Przedstawione tu eksperymenty były częścią większego projektu, którego celem było opracowanie sposobów dostarczania korekcji genu CRISPR do nerwu wzrokowego w szczurzych modelach nerwiakowłókniakowatości typu 1 (NF1). Ostatecznym celem tego projektu jest znalezienie sposobów dostarczania terapii genowej bezpośrednio do nerwu wzrokowego u pacjentów z NF1, aby zapobiec rozwojowi glejaków nerwu wzrokowego, które zagrażają widzeniu12. W tym badaniu barwnik India Ink lub wektor AAV-eGFP został wstrzyknięty do nerwu wzrokowego, aby upewnić się, że materiał jest dostarczany do nerwu wzrokowego i wykazać, że wektor może przeniknąć do nerwu wzrokowego.

Technika ta może być szerzej stosowana przez innych badaczy, ponieważ może być konieczne uzyskanie dostępu do nerwu lub wstrzyknięcie nowych środków terapeutycznych w celu leczenia różnych stanów zagrażających wzrokowi, w tym nowotworów nerwu wzrokowego, procesów zwyrodnieniowych, takich jak dziedziczna neuropatia nerwu wzrokowego Lebera, urazowa neuropatia nerwu wzrokowego, jaskra i choroby autoimmunologiczne, takie jak zapalenie nerwu wzrokowego13, Rozdział 14. Na przykład Singh i wsp. opisują wstrzyknięcie komórek glejaka C6 do nerwu wzrokowego szczura jako model nerwiakowłókniakowatości typu 1 uzyskujący dostęp do nerwu za pomocą nacięcia skórnego3, Kwon i wsp. uzyskali dostęp do nerwu wzrokowego z bocznego dostępu skórnego w badaniach obejmujących kompresję i regenerację nerwu wzrokowego za pomocą komórek macierzystych6, a Negishi i wsp. uzyskali dostęp do nerwu wzrokowego szczura w celu umieszczenia przeszczepu komórek Schwanna jako modelu nerwu wzrokowego Regeneracja15. Przedstawiona tutaj technika może zapewnić bardziej efektywne i bezpieczniejsze podejście do badań takich jak te, które wymagają dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu udzielenia odpowiedzi na różne pytania eksperymentalne.

Podsumowując, praca ta wykazuje skuteczność w wnikaniu do nerwu wzrokowego za pomocą igły o małej grubości oraz zdolność do penetracji osłonki nerwowej bez konieczności nacięcia skóry. Reprezentatywne obrazy pokazują, że wektor adenowirusowy skutecznie przeniknął do nerwu wzrokowego. Technika ta ma zastosowanie w różnych eksperymentach z nerwem wzrokowym w medycynie regeneracyjnej, onkologii i dziedzicznych chorobach siatkówki.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak istotnych informacji.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Fundacji Rodziny Gilbertów za finansowanie tego projektu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dichlorowodorek 4',6-diamidino-2-fenyloindolu (DAPI)MiliporeSigmaD9542Rozcieńczenie 1:10 000, stosowane do barwienia kriosekcji
Cząsteczki wirusa AAVVectorbuilderN/AWektor używany do iniekcji nerwu wzrokowego
Aqua-Mount Medium montażoweThermoFisher Scientific14-390-5Służy do montażu barwionych kriosekcji
Surowica bydlęca Albumina Research Products International Corp9048-46-8Stosowany w procesie barwienia kriosekcji
Koza antyszczura Alexa Fluor 488 Rozcieńczenie Thermo Fisher ScientificA-110061:1000, stosowane do barwienia kriosekcji
Gaz izofloranowyPrimal Healthcare66794-017-10Gaz do znieczulenia
System pionowego mikroskopu konfokalnego Leica TCS SPE Leica MicrosystemsN/A Mikroskopkonfokalny
Strzykawka Luer lockBD309628Strzykawka do wstrzykiwań
Kriostat Microm HM505E MicromM-HM360 fom Marshall ScientificSłuży do cięcia próbek szczurów
anty-GFP BioLegend338002rozcieńczenie 1:500, stosowany do barwienia kriosekcji
Hak do rdzenia kręgowegoFST10162-12Haczyk używany do izolacji nerwu wzrokowego
Strzykawka o pojemności dziesięciu mikrolitrówStrzykawka HamiltonCAL 803901do wstrzykiwań
Igła doJBP3308Bwstrzykiwań
Tissue-Tek OCT compound VWR International25608-930Używany do obróbki kriomoldu
Kleszcze zębateBausch i LombE1809Kleszcze do chwytania spojówki
Zakrzywione nożyczki do tenotomii WestcottaBausch i LombE3323-RNożyczki do tworzenia peritomii
wstrzykiwań do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Korn, P., et al. Evaluation of the neuroprotective effects of methylprednisolone and surgical decompression in a rodent model of traumatic optic neuropathy. Curr Eye Res. 47 (3), 461-467 (2022).
  2. Lim, J. Y., Utzschneider, D. A., Sakatani, K., Kocsis, J. D. The attenuation of GABA sensitivity in the maturing myelin-deficient rat optic nerve. Brain Res Dev Brain Res. 72 (1), 15-20 (1993).
  3. Singh, D., Dromel, P. C., Perepelkina, T., Baranov, P., Young, M. C6 cell injection into the optic nerve of long-evans rats: A short-term model of optic pathway gliomas. Cell Transplant. 29, 963689720964383(2020).
  4. Schwaner, S. A., Feola, A. J., Ethier, C. R. Factors affecting optic nerve head biomechanics in a rat model of glaucoma. J R Soc Interface. 17 (165), 20190695(2020).
  5. Ellouze, S., et al. Optimized allotopic expression of the human mitochondrial ND4 prevents blindness in a rat model of mitochondrial dysfunction. Am J Hum Genet. 83 (3), 373-387 (2008).
  6. Kwon, H., Park, M., Nepali, S., Lew, H. Hypoxia-preconditioned placenta-derived mesenchymal stem cells rescue optic nerve axons via differential roles of vascular endothelial growth factor in an optic nerve compression animal model. Mol Neurobiol. 57 (8), 3362-3375 (2020).
  7. Pang, I. H., Clark, A. F. Rodent models for glaucoma retinopathy and optic neuropathy. J Glaucoma. 16 (5), 483-505 (2007).
  8. Raykova, K., Jones, M. V., Huang, H., Hoffman, P. F., Levy, M. Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve. J Vis Exp. (99), e52249(2015).
  9. Hallas, B. H., Wells, M. R. A novel technique for mulitple injections into the mamallian optic nerve. Kopf Carrier. 54, 1-10 (2000).
  10. Yan, F., et al. Partial optic nerve transection in rats: A model established with a new operative approach to assess secondary degeneration of retinal ganglion cells. J Vis Exp. (128), e56272(2017).
  11. Han, I. H., et al. Biocompatibility of human induced pluripotent stem cell-derived retinal progenitor cell grafts in immunocompromised rats. Cell Transplantation. 31, 1-25 (2022).
  12. Tang, Y., Gutmann, D. H. Neurofibromatosis Type 1-associated optic pathway gliomas: Current challenges and future prospects. Cancer Manag Res. 15, 667-681 (2023).
  13. Pan, T., et al. Implantation of biomimetic polydopamine nanocomposite scaffold promotes optic nerve regeneration through modulating inhibitory microenvironment. J Nanobiotechnol. 22 (1), 683(2024).
  14. Gokoffski, K. K., Peng, M., Alas, B., Lam, P. Neuro-protection and neuro-regeneration of the optic nerve: recent advances and future directions. Curr Opin Neurol. 33 (1), 93-105 (2020).
  15. Negishi, H., Dezawa, M., Oshitari, T., Adachi-Usami, E. Optic nerve regeneration within artificial Schwann cell graft in the adult rat. Brain Res Bull. 55 (3), 409-419 (2001).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Iniekcja w nerw wzrokowydostarczanie wektora adenowirusowegodostarczanie w terapii genowejtechnika ma oinwazyjnasekcja tkanek oczodo owychhak do rdzenia kr gowegonaci cie spoj wkiwirus towarzysz cy adenowirusom

Powiązane artykuły