Artykuł metodologiczny

Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego

DOI:

10.3791/68068

⸱

2 maja 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Abigail Wexner Research Institute at Nationwide Children's Hospital, 2Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Biomedical Sciences Graduate Program, The Ohio State University College of Medicine, 4Department of Pediatric Cardiology, Nationwide Children's Hospital, 5Department of Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje metodologię chirurgiczną wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego dla dużych zwierząt, umożliwiającego ciągłe i długoterminowe zbieranie danych hemodynamicznych, w tym tętna, ciśnienia tętnic, ciśnienia żyły dolnej i górnej oraz rytmu sercowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż procedura Fontana znacząco poprawia oczekiwaną długość życia pacjentów z pojedynczą komorą, powszechnie wiadomo, że powstałe krążenie powoduje znaczne obciążenie chorobowe w dłuższej perspektywie w wyniku przewlekle podwyższonego ciśnienia żylnego w centrum oraz obniżonego czasu czynności serca. Przewlekłe modele zwierzęce Fontan są cennym narzędziem do badania późnych wyników fizjologicznych związanych z tą operacją oraz niezbędnym narzędziem do oceny przyszłych urządzeń mających na celu łagodzenie niepowodzenia Fontana. Jednak wcześniejsze próby stworzenia przewlekłych modeli Fontana były utrudnione przez niskie wskaźniki przeżywalności. Dodatkowo skuteczne zbieranie danych hemodynamicznych stanowi poważne wyzwanie dla swobodnie poruszających się zwierząt. W tym celu wykorzystanie bezprzewodowych, implantowalnych systemów telemetrycznych stanowi nowatorskie rozwiązanie do monitorowania danych sercowo-naczyniowych w czasie rzeczywistym i długoterminowym. Protokół ten opisuje metodologię chirurgicznego wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owiec Fontana do przeżycia, umożliwiając ciągłe i bieżące rejestrowanie kilku parametrów hemodynamicznych, w tym tętna, ciśnienia tętnicowego oraz lokalnych ciśnień w dolnej (IVC) i górnej żyły głowej (SVC). Urządzenia telemetryczne zostały wszczepione z kanulacją tętnicy szyjnej i żyły szyjnej lub tętnicy udowej i żyły, aby umieścić cewniki czujnikowe w aorcie wstępującej oraz SVC lub aorcie brzusznej i dożylnej (IVC). Wykorzystanie bezprzewodowych systemów telemetrycznych umożliwiło ścisły monitoring pooperacyjny po jednoetapowej operacji Fontan, co przyczyniło się do poprawy dobrostanu i przeżycia zwierząt.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowanie procedury Fontana w 1971 roku przyniosło znaczącą poprawę wyników u pacjentów z pojedynczą komorą1. Celem tej operacji jest oddzielenie powrotu żylnego układu i płucnego do serca, co zwiększa systemową natlenienie i odciąża objętościową komorę układową. Od momentu wprowadzenia wprowadzono wiele modyfikacji w podejściu chirurgicznym. Obecnie całkowite pomostowanie prawego serca najczęściej osiąga się poprzez rekonstrukcję etapową 2,3. Zazwyczaj pierwszy etap odbywa się w pierwszym tygodniu życia4. Następnie pacjenci przechodzą drugi etap, który obejmuje albo procedurę Glenna, albo hemi-Fontan, mającą na celu przekierowanie przepływu krwi z żyły głowej górnej (SVC) do tętnicy płucnej (PA)5. Następnie następuje procedura Fontana, która polega na utworzeniu przewodu pozasercowego lub bocznego tunelu pomiędzy żyłą krzyżową dolną (IVC) a PA6. Postępy chirurgiczne, takie jak te dokonywane w historii procedury Fontana, nie byłyby możliwe bez użycia modeli zwierzęcych7.

Chociaż procedura Fontana znacząco poprawia oczekiwaną długość życia pacjentów z jedną komorą, powszechnie wiadomo, że powstałe krążenie, które działa bez pompy podpłucnej, powoduje znaczne obciążenie chorobowe w dłuższej perspektywie w wyniku przewlekle podwyższonego centralnego ciśnienia żylnego (CVP) oraz obniżonego przepływu serca 8,9,10,11,12 . Przewlekłe modele zwierzęce Fontan są cennym atutem do badania późnych wyników fizjologicznych związanych z tą operacją13. Aktywne zbieranie danych parametrów sercowo-naczyniowych, takich jak CVP, tętno i inne parametry życiowe, w celu uchwycenia zmian hemodynamicznych po operacji, jest niezbędne dla kompleksowej oceny rozwijającej się patofizjologii. Ponadto modele zwierzęce są niezbędnym narzędziem do testowania możliwości nowatorskich urządzeń wspomagających komory, zaprojektowanych w celu złagodzenia hemodynamicznych niedociągnięć krążenia Fontana in vivo 14,15,16,17,18,19.

Jednak skuteczne zbieranie danych stanowi poważne wyzwanie. Inwazyjne techniki oparte na cewnikach są ograniczone przez przejściowy charakter, związane z tym ryzyko proceduralne oraz brak możliwości monitorowania stanu zwierzęcia przez dłuższy czas. Ponadto wcześniejsze próby stworzenia modelu Fontana dla dużych zwierząt były utrudnione przez niskie wskaźniki przeżywalności, prawdopodobnie z powodu niezdolności normalnych serc do przystosowania się do ostrego ustanowienia cyrkulacji Fontana 7,20. W tym celu wykorzystanie bezprzewodowych systemów telemetrycznych stanowi nowatorskie rozwiązanie dla długoterminowego zbierania danych kardiologicznych w czasie rzeczywistym u swobodnie poruszających się zwierząt21,22. Urządzenia te mogą również umożliwić ścisłe monitorowanie po operacji, co może prowadzić do poprawy dobrostanu i przeżycia zwierząt.

Tutaj opisujemy metodologię pomyślnej implantacji i zastosowania bezprzewodowego systemu telemetrycznego23 w modelu owiec Fontana. Technika ta zapewniła solidny i niezawodny sposób ciągłego zbierania danych hemodynamicznych, umożliwiając badanie ciśnienia żylnego i innych kluczowych parametrów fizjologicznych. Wdrożenie tej technologii w modelach przedklinicznych jest kluczowe dla pogłębienia naszej wiedzy o fizjologii Fontana oraz rozwoju nowych strategii terapeutycznych mających na celu poprawę długoterminowych wyników pacjentów z Fontanem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121). Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi opisanymi w Przewodniku Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczącym użycia i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Badania te opierały się na wytycznych Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments. Owce Dorset o wadze od 23 do 38 kg i wieku 2-12 miesięcy były trzymane w specyficznym środowisku wolnym od patogenów z dostępem do jedzenia i wody przez co najmniej tydzień przed operacją. Sprzęt i odczynniki użyte w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Niech owce przejdą przez zespół weterynarzy na tydzień przed operacją, aby upewnić się, że mogą bezpiecznie poddać się znieczuleniu. Szybko zjeść zdrowe owce i nie pijaj wody przez 12 godzin przed zabiegiem.
  2. Sedacja z kombinacją ketaminy (4 mg/kg) i diazepamu (0,5 mg/kg) wstrzykiwanych przez żyłę szyjną wewnętrzną (IJ).
  3. Gol owce zgodnie z planowaną procedurą (szczegółowo opisaną poniżej) oraz nad udem, aby umieścić elektrokauteryjną podkładkę uziemiającą. Oczyść miejsca operacji alkoholem.
  4. Do tchawicy należy wprowadzić rurkę endotracyjną o średnicy 8-9 mm o pojedynczym lumenie.
  5. Należy założyć rurkę orogastryczną w celu dekompresji żołądka i żwacza.
  6. Do żyły prawej szyjnej lub bocznej żyły odpiszczelowej należy wprowadzić cewnik żylny o pojedynczym lumenie (16-18 G) do żyły odpiszczelowej bocznej do ciągłego podawania płynów, ciągłego podawania propofolu (CRI) oraz podawania leków w razie potrzeby.
  7. Umieść linię tętniczą (22-24 G) w tętnicy usznej w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi.
  8. Załóż mankiet ciśnieniowy na prawą przednią kończynę do pomiaru ciśnienia nieinwazyjnego, klips na ucho lub język do monitorowania saturacji tlenem oraz elektroelektro do EKG na wszystkich czterech kończynach.
  9. Podczas zabiegu utrzymuj znieczulenie za pomocą inhalowanego izofluranu 1%-3% z 100%O2 i/lub propofolu CRI (20-45 mg/kg/h).
  10. Aseptycznie oczyść miejsca operacji za pomocą preparatu na bazie chlorheksydyny i przykryć go w standardowy sterylny sposób.
  11. Podawaj cefazolinę (25 mg/kg) do profilaktyki antybiotykowej przed nacięciem i podawaj dawkę co 4 godziny w trakcie operacji w razie potrzeby.
  12. Podanie podskórnego zastrzyku znieczulenia miejscowego, takiego jak bupivakaina 0,25%, we wszystkich planowanych miejscach nacięcia przed nacięciem.

2. Przygotowanie urządzeń telemetrycznych

  1. Otwórz program telemetryczny i włącz urządzenie telemetryczne za pomocą przełącznika magnetycznego, gdy jest ono jeszcze zapakowane w oryginalnym opakowaniu.
  2. W programie programowym kliknij Hardware znajdujący się na górnym pasku i wybierz Edytuj PhysioTel Digital (CLC) Configuration, aby przypisać jednostkę telemetryczną do kontrolera łącza komunikacyjnego (CLC).
  3. Po wybraniu CLC otworzy się jego strona Szczegóły CLC . Na tej stronie kliknij Wyszukiwanie implantów, co rozpocznie wyszukiwanie urządzeń implantowych włączonych w pobliżu.
  4. Kliknij Dodaj, aby dodać jednostkę telemetryczną do listy wybranych implantów . Urządzenie pojawi się teraz na liście Skonfigurowanych Implantów na stronie Szczegóły CLC . Kliknij Zapisz i wyjdź.
  5. Rozpocznij akwizycję danych, naciskając przycisk Play obok nazwy jednostki telemetrycznej w zakładce Kontrola próbkowania . Automatycznie otworzy się wykres pokazujący akwizycję danych na żywo.
  6. Wyjmij urządzenie z zewnętrznego opakowania i przenieś je do sterylnego opakowania wewnętrznego na stół operacyjny.
  7. Wyzeruj urządzenie, póki pozostaje w jego wnętrzu. Poczekaj, aż pomiary z urządzenia będą stabilne przez 30 sekund i użyj ustabilizowanych wartości średniego ciśnienia niepulsacyjnego (NPMN) jako przesunięcia.
  8. W Subject Setup wybierz ikonę ustawień obok parametru, który jest zerowany, i otwórz zakładkę Przesunięcia . Wprowadź wartość przesunięcia uzyskaną z pomiarów NPMN do pola tekstowego.
  9. Po wpisaniu offsetu sprawdź, czy odczyty NPMN wynoszą 0 ± 0,1 mmHg. Jeśli nie, powtarzaj krok 2.7, aż wartości będą w pożądanym zakresie.
  10. Wykonaj kroki 2.7-2.9 dla obu kanałów ciśnienia.
  11. Przed włożeniem cewników czujników ciśnieniowych do naczynia krwionośnego stuknij w końcówkę, aby zidentyfikować odpowiadający mu kanał. Tapy stają się widoczne na wyjściu fali.
  12. Do pomiaru ciśnienia tętnicznego używaj cewnika odpowiadającego kanałowi ciśnienia lewej komory (LVP) oraz kanałowi ciśnienia krwi (BP) do pomiaru ciśnienia żylnego.
  13. W zakładce Standardowych Atrybutów w oknie dialogowym Analiza Analizy Ciśnienia Krwi ustaw minimalną wysokość impulsu na 1 mmHg dla kanału BP.

3. Metoda 1: Kanylacja tętnicy udowej i żył

  1. Gol owce w szerokim obwodzie wokół prawego pachwina oraz na brzuchu i klatce piersiowej.
  2. Ułóż owce na plecach na stole operacyjnym, z przednimi kończynami unieruchomionymi w zgięciu za pomocą elastycznego pasa materiałowego, a tylne kończyny przymocowane w wyprostowaniu za pomocą węzła ślizgowego, umożliwiającego dostęp do pachwiny (Rysunek 1A).
  3. Wykonaj 5 cm poprzeczne nacięcie w prawym obszarze pachwinowym, centrowane nad tętnicą wyczuwalną, około 1 cm poniżej załamania pachwinowego.
  4. Za pomocą kombinacji elektrokauterycznej i tępej sekcji przecień tkankę podskórną do trójkąta udowego. Zlokalizuj naczynia udowe, wyczuwając tętnicę.
  5. Podziel mięsień sartorius i przywodziciel długi wzdłuż kierunku włókien mięśniowych, aby odsłonić naczynia udowe (Rysunek 1B).
  6. Stosując kombinację tępego i ostrego przecięcia, oczyść tkankę łączną z naczyń udowych wokół obwodu.
  7. Przeprowadzić podwójnie pętlową jedwabną wiązkę 2-0 wokół obu naczyń bliższych i dalszych od miejsca kaniulacji w celu tymczasowej ligacji naczyń.
  8. Wykonaj 6-cm poprzeczne nacięcie przez skórę w prawej dolnej części brzucha, około 3 cm powyżej zgięcia pachwinowego.
  9. Stosując kombinację elektrokauteryzacji i tępej dyssekcii, przecień tkankę tłuszczową podskórną i łączną, tworząc kieszeń o wymiarach 6 cm x 4 cm powierzchowną względem zewnętrznego skośnego brzucha.
  10. Włóż urządzenie telemetryczne do kieszeni podskórnej i zabezpiecz je za pomocą jedwabnego szwu 2-0 (Rysunek 1C).
  11. Przebij antenę urządzenia telemetrycznego pod tkankę podskórną i zabezpiecz ją za pomocą szwu jedwabnego 2-0.
  12. Aby umieścić elektrody biopotencjalne (EKG), wykonaj 1-cm nacięcia przeciwte w skórze na środkowej i dolnej części brzucha, a także w dolnej i górnej części klatki piersiowej. Przebij tunel podskórny, aby połączyć te nacięcia z kieszenią ciała urządzenia i skierować elektrody EKG do pożądanego miejsca.
  13. Umieść dodatnią elektrodę w tkance podskórnej po lewej stronie dolnej części mostka. Upewnij się, że silikonowa rurka jest usunięta, aby odsłonić końcówkę stalowego drutu pod spodem.
  14. Umieść ujemną elektrodę w tkance podskórnej po prawej stronie górnej części mostka.
  15. Nadmiar przewodów dla obu przewodów można zwinąć i zabezpieczyć w miejscu podskórnym za pomocą szwu jedwabnego 2-0.
  16. Utworzyć tunel podskórny od kieszeni urządzenia dolnej części brzucha do nacięcia pachwinowego i przeprowadzić przez niego oba cewniki ciśnieniowe.
  17. Umieść ścieg typu torebki za pomocą szywu polipropylenowego 6-0 wokół miejsca kanulacji zarówno tętnicy udowej, jak i żyły, który można zabezpieczyć plastikową opaską.
  18. Napełnij końcówki żelu cewnika żelem o wysokiej lepkości, aby zapobiec krzepnięciu wewnątrz końcówek cewnika, zapewniając brak pęcherzyków powietrza.
  19. Podaj dawkę dożylnej heparyny (100 jednostek/kg) 3 minuty przed kanilowaniem.
  20. Zaciskaj proximalne i dystalne jedwabne opaski 2-0 wokół tętnicy udowej. Ostrożnie naciń naczynie w centrum ściegu torebki skalpelem #11 i lekko rozszerzyj końcówką zakrzywionego hemostatu.
  21. Włóż cewnik ciśnieniowy odpowiadający kanałowi LVP i przesuń go do aorty brzusznej, poluzując bliższą jedwabną opaskę uciskową, aby umożliwić przejście cewnika. Zaciskaj szew na sznurku torebki i zawiąż go wokół cewnika.
  22. Powtórz kroki 3.20 i 3.21 dla kaniulacji żyły udowej za pomocą cewnika ciśnieniowego odpowiadającego kanałowi BP i przesuwaj go do dożylnej jamy brzusznej (Rysunek 1D).
  23. Potwierdź, że końcówki cewników są odpowiednio umieszczone w kości dożylnej i aorcie za pomocą fluoroskopii.
  24. Zbliż mięsień sartoriusowy za pomocą szwu 2-0 wchłaniającego się.
  25. Skórę zamykaj głębokimi szwami skórnymi i podskórnymi, odpowiednio za pomocą szwów 3-0 i 4-0.

4. Metoda 2: Kanyluacja tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wewnętrznej

  1. Ogol owce w szerokim obwodzie wokół lewej szyi i w dół na klatce piersiowej.
  2. Umieść owcę w prawym bocznym dekubitusie na stole operacyjnym, z lewą przednią kończyną zabezpieczoną w zgięciu za pomocą węzła ślizgowego, aby odsłonić klatkę piersiową (Rysunek 2A).
  3. Wykonaj 5 cm podłużne nacięcie skóry nad lewą tętnicą szyjną i żyłą IJ, około 7 cm w czaszce od wlotu klatki piersiowej.
  4. Za pomocą elektrokauteryzacji przecień tkankę tłuszczową podskórną, tkankę łączną i platyzmę, aby odsłonić naczynia szyjne (rysunek 2B).
  5. Za pomocą kombinacji tępego i ostrego rozwarstwienia, oczyść tkankę łączną z lewej tętnicy szyjnej i żyły IJ obwodowo.
  6. Przeprowadzić podwójnie pętlową jedwabną wiązkę 2-0 wokół obu naczyń bliższych i dalszych od miejsca kaniulacji w celu tymczasowej ligacji naczyń.
  7. Wykonaj 6-cm podłużne nacięcie u podstawy lewej szyi, pomiędzy łopatką a kręgosłupem szyjnym.
  8. Za pomocą kombinacji elektrokauteryzacji i tępej sekcji przecień tkankę tłuszczową podskórną i łączną tworzy kieszeń o wymiarach 6 cm x 4 cm sięgającą w kierunku kręgosłupa.
  9. Włóż urządzenie telemetryczne do kieszeni podskórnej i zabezpiecz je za pomocą jedwabnego szwu 2-0.
  10. Przebij antenę urządzenia telemetrycznego pod tkankę podskórną i zabezpiecz ją za pomocą szwu jedwabnego 2-0.
  11. Wykonaj 1-cm nacięcia przeciwskórne u podstawy szyi, a także w dolnej lewej i prawej górnej części klatki piersiowej, aby umieścić elektrody EKG. Przebij tunel podskórny, aby połączyć te nacięcia z kieszenią ciała urządzenia i skierować elektrody EKG do pożądanego miejsca (Rysunek 2C).
  12. Umieść EKG podobnie jak opisane powyżej kroki przy zabiegu implantacji kości udowej (sekcja 3).
  13. Stwórz tunel podskórny od bocznej kieszeni urządzenia do nacięcia przyśrodkowego na szyi i przeciągnij przez nie oba cewniki ciśnieniowe. Przygotuj te cewniki ciśnieniowe żelem przed kanulacją, zgodnie z procedurą implantacji kości udowej.
  14. Używając szycia polipropylenowego 6-0, umieść szew w kształcie torebki wokół miejsca kanylowania obu naczyń i zabezpiecz plastikowym opaskiem.
  15. Podaj dawkę dożylnej heparyny (100 jednostek/kg) 3 minuty przed kanilowaniem.
  16. Zaciskaj proksymalne i dystalne jedwabne opaski 2-0 wokół tętnicy szyjnej. Ostrożnie naciń naczynie w centrum ściegu torebki skalpelem #11 i lekko rozszerzyj końcówką zakrzywionego hemostatu.
  17. Włóż cewnik ciśnieniowy odpowiadający kanałowi LVP i przesuń go do aorty wznoszącej się klatki piersiowej, poluzując bliższy jedwabny opaski uciskowy w celu umożliwienia przejścia cewnika. Zaciskaj szew na sznurku torebki i zawiąż go wokół cewnika.
  18. Powtórz kroki 4.16 i 4.17 dla kanulacji lewej żyły IJ za pomocą cewnika ciśnieniowego odpowiadającego kanałowi BP i przesuwaj go do SVC klatki piersiowej.
  19. Potwierdź właściwe położenie końcówek cewników w SVC klatki piersiowej i aorcie wstępującej za pomocą fluoroskopii (Rysunek 2D).
  20. Przybliż mięsień platysmy za pomocą szwu 2-0.
  21. Skórę zamykaj głębokimi szwami skórnymi i podskórnymi, odpowiednio za pomocą szwów 3-0 i 4-0.

5. Odbudowa

  1. Przestań stosować znieczulenie. Usuń rurkę orogastryczną i wyciągnij ją, gdy owca oddycha bez pomocy respiratora. Zazwyczaj dzieje się to po tym, jak owca wykazuje oznaki pobudzenia (ruch, mruganie, reakcja na bolesne bodźce, napięcie szczęki, żucie).
  2. Usuń linię tętniczą.
    UWAGA: Urządzenie telemetryczne może zapewnić ciągłe monitorowanie ciśnienia krwi, jeśli jeden z jego cewników ciśnieniowych został włożony do aorty.
  3. Przenieś owce do odosobnionego mieszkania w celu rekonwalescencji. Pomóż owcy utrzymać się w pozycji pozycji mostkowej, a następnie w stanie.
  4. Podawaj dożylnie banaminę (2,2 mg/kg) oraz podskórną buprenorfinę (0,03 mg/kg) w leczeniu bólu pooperacyjnego (stosuj się do zaleceń weterańskich w placówce).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki operacji
Łącznie 13 owiec przeszło jednoetapową operację Fontana, obejmującą całkowite połączenie naczyniowo-płucne z odłączeniem zarówno SVC, jak i IVC od prawego przedsionka, bezpośrednią zespolenie od końca do boku SVC do PA oraz umieszczenie przewodu pozasercowego między dożylnym a PA. Owce przechodziły ten zabieg w średnim wieku 13,3 ± 7,6 miesiąca. Spośród nich 3 owce przeszły implantację bezprzewodowym urządzeniem telemetrycznym z umieszczeniem cewników czujników ciśnieniowych w aortę ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opracowaliśmy dwie metody chirurgiczne wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego do modelu owiec. Urządzenie zostało pomyślnie wszczepione 5 owcom, aby zapewnić ciągłe, długoterminowe monitorowanie i rejestrowanie kilku parametrów sercowo-naczyniowych, w tym tętna, ciśnienia tętnicowego oraz lokalnych ciśnień żylnych z IVC jamy brzusznej i klatki piersiowej. Wszystkie owce przeszły operację implantacji urządzenia bez poważnych komplikacji i miesiąc później przeszły jednoetapową operację Fontana.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Projekt ten został sfinansowany przez Additional Ventures Cures Collaborative z Palo Alto, Kalifornia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te zostały wspólnie wspierane przez Additional Ventures oraz grant American Heart Association #24AVCSASV1276047 / Christopher Breuer / 2024. Prace te były również wspierane przez Brett Boyer Foundation / Christopher Breuer / 2024. Doceniamy oddany personel weterynarzy w Animal Research Core. Chcemy również wyrazić wdzięczność Mary Walker, DVM, MS, za jej bezcenną wiedzę i czujną opiekę podczas całego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Roztwór chlorku sodu 0,9%Baxter Healthcare CorporationAptekaReanimacja płynem śródoperacyjna i płukanie rany
16 G dożylnie cewnikBD382259Do podawania płynów i leków
22 G cewnik wewnątrznaczyniowyBD381423Dla tętnicowych  Monitorowanie ciśnienia krwi
70% alkohol izopropylowyAspen Vet11795782Miejscowy roztwór czyszczący
Nabój ACTAbbot Diagnostics03P86-25Aktywowany czas krzepnięcia
Klamra do ręcznika BackhausMedlineMDS1411111Aby przykleić sterylną zasłonę 
BanamineHospira PharmaceuticalsAptekaKontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 50 mg/mL, dawka 2,2 mg/kg
Mankiet do pomiaru ciśnieniaRoyal Philips9.89803E+11Nieinwazyjne monitorowanie ciśnienia krwi
Bupiwakainowy chlorekHospira PharmaceuticalsAptekaZnieczulenie miejscowe: stężenie 2,5 mg/mL, dawka 2,5 mg/kg
BuprenorfinaHospira PharmaceuticalsAptekaKontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 0,3 mg/mL, dawka 0,03 mg/kg
Uchwyt na igły CastroviejoMedlineMDS0750386Uchwyt na igły podczas zszywania naczyń krwionośnych
Podkładka do czyszczenia kauterówKardynał Zdrowia300-2SSDo czyszczenia końcówki ołówka do kauteryzacji
Ołówek kauteryjskiMedlineESRK3002LDo sekcji z użyciem elektrokauteru
CefazolinHospira PharmaceuticalsAptekaProfilaktyka antybiotykowa
CetacaineCetylit220Spray znieczulający miejscowo do intubacji
ChloraprepBD930825Miejscowy środek antyseptyczny
Kleszcze aurazowe DebakeyMedlineMDS1130630FDo obsługi tkanek
DiazepamHospira PharmaceuticalsAptekaŚrodek uspokajający: stężenie 5 mg/mL, dawka 0,5 mg/kg
Elektrody EKG3M2570Monitorowanie EKG
Rurka tchawicowa, rozmiar 8-9Covidien86452, 86114 lub 86454Aby zabezpieczyć drogi oddechowe
Kleszcze hemostatyczne HartmannaMedlineMDS1221109Do zaciskania naczyń krwionośnych i trzymania małych szwów
HeparynaHospira PharmaceuticalsAptekaAntykoagulant: 1 000 jednostek USP/mL
Zestaw przetwornika ciśnieniaEdwards LifesciencesVSYPX12NDla tętnicowych  Monitorowanie ciśnienia krwi
Klips językowy pulsoksymetruNellcorPO736Do pulsoksymetrii
IzofluranBaxter Healthcare CorporationAptekaZnieczulenie: dawka 1-3%
Kleszcz Kantrowitza (kąt prosty)MedlineMDS1243528Do tępego przecięcia naczyń krwionośnych
KetaminaHospira PharmaceuticalsAptekaŚrodek uspokajający: stężenie 100 mg/mL, dawka 4 mg/kg
Laparotomia osłonaMedlineDYNJP3008Sterylna tkanina
Żelka nawilżającaMedlineMDS0322273ZSmar do rurki endotrachealnej
Uchwyt na igły Mayo HegarMedlineMDS2418420FUchwyt na igły podczas szycia tkanek miękkich
Nożyczki MayoMedlineMDS0816121Cięcie szwów
Nożyczki zakrzywione MetzenbaumaMedlineMDS3223226Do ostrych sekcji
Igły i strzykawkiKardynał Zdrowia309604Do podawania leków dożylnie i podskórnie,
OptixcareAventixOPX-4252Smar rogówkowy
Szew jedwabny Perma-HandEthiconC016DDo podwiązywania naczyń krwionośnych i podskórnego przyczepiania urządzenia telemetrycznego
Cyfrowe urządzenie telemetryczne PhysioTelData Sciences InternationalModel L21Implant urządzenia telemetrycznego bezprzewodowego
Mikrokleszcze przekłuwaneMedlineMDG384908Obsługa małymi igłami 
Plastikowa opaska uciskowa i szynkaMedtronic 79013Aby ułatwić hemostazę podczas kanilowacji naczyń
Worek ciśnieniowyCarefusion64-10029Do monitorowania ciśnienia tętnicznego
Szew Prolene 6-0Ethicon8307HŚcieg torebkowy do kanulacji naczyń
PropofolFresenius KabiAptekaŚrodek znieczulający: stężenie 10 mg/mL, dawka 20-45 mg/kg/h
Ostrze skalpela #10MedlineMDS15310Do nacięć skóry
Ostrze skalpelu #11MedlineCISION11CSDo nacięcia naczyń krwionośnych
Kleszcze do migdałków SchnidtaMedlineMDS5018719Do tępych sekcji tkanki podskórnej
Nosze SoftCarryCztery Flagi nad AspenSSTR-4Do transportu zwierząt
Sterylny jednorazowy ręcznik ORMedlineMDT2168201Sterylna tkanina
Sterylna misaLSL Industries5232Aby utrzymać roztwór soli fizjologicznej
Sterylna bawełniana gąbka rentgenowska, wykrywalnaMedlineNON21430LFAbsorpcja płynów
Rurka orugastrowaJorgensen Lab, Inc.J0348RDo dekompresji żołądka i żwacza
Port T-portMedlineDYNDTN0001Dożylne złącze rurki cewnikowej
Worek odpływu moczuCovidien3512Łączy się z rurką orogastryczną, aby pobierać płyny żołądkowe
Weterynarijski trokar ze styletemBraintree Scientific, Inc.TRO-STY 7B-12Do prowadzenia przewodów telemetrycznych przez tkankę podskórną
Szew Vicryl 2-0EthiconVCPB269HZamknięcie tkanki miękkiej podskórnej
Szew Vicryl 3-0EthiconVCPB416HZamknięcie głębokiej warstwy skórnej
Szew Vicryl 4-0EthiconJ494HZamknięcie warstwy podskórnej
Koc grzewczyJorgensen Lab, Inc.J1034BAby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia
Retraktor WeitlanderaTeleflex Medical165358Do wycofania rany
Ssanie końcówki żarówki YankauerMedlineDYND50138Sterylne zarządzanie odpadami

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fontan, F., Baudet, E. Surgical repair of tricuspid atresia. Thorax. 26 (3), 240-248 (1971).
  2. Attanavanich, S., Limsuwan, A., Vanichkul, S., Lertsithichai, P., Ngodngamthaweesuk, M. Single-stage versus two-stage modified fontan procedure. Asian Cardiovasc Thorac Ann. 15 (4), 327-331 (2007).
  3. Bove, E. L., Lloyd, T. R. Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results. Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).
  4. Iskander, C., et al. Comparison of morbidity and mortality outcomes between hybrid palliation and norwood palliation procedures for hypoplastic left heart syndrome: Meta-analysis and systematic review. J Clin Med. 13 (14), 4244(2024).
  5. Salik, I., Mehta, B., Ambati, S. Bidirectional Glenn Procedure or Hemi-Fontan. , Statpearls. Treasure Island, FL. (2024).
  6. Daley, M., D'udekem, Y. The optimal Fontan operation: Lateral tunnel or extracardiac conduit. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (6), 1825-1834 (2021).
  7. Jalal, Z., et al. Role and applications of experimental animal models of Fontan circulation. J Clin Med. 13 (9), 2601(2024).
  8. Al Balushi, A., Mackie, A. S. Protein-losing enteropathy following Fontan palliation. Can J Cardiol. 35 (12), 1857-1860 (2019).
  9. Emamaullee, J., et al. Fontan-associated liver disease: Screening, management, and transplant considerations. Circulation. 142 (6), 591-604 (2020).
  10. Mazza, G. A., Gribaudo, E., Agnoletti, G. The pathophysiology and complications of Fontan circulation. Acta Biomed. 92 (5), e2021260(2021).
  11. Schwartz, I., Mccracken, C. E., Petit, C. J., Sachdeva, R. Late outcomes after the Fontan procedure in patients with single ventricle: A meta-analysis. Heart. 104 (18), 1508-1514 (2018).
  12. Zafar, F., et al. Long-term kidney function after the Fontan operation: Jacc review topic of the week. J Am Coll Cardiol. 76 (3), 334-341 (2020).
  13. Van Puyvelde, J., et al. Creation of the Fontan circulation in sheep: A survival model. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 29 (1), 15-21 (2019).
  14. Cysyk, J., et al. Chronic in vivo test of a right heart replacement blood pump for failed Fontan circulation. ASAIO J. 65 (6), 593-600 (2019).
  15. Cysyk, J. P., et al. Miniaturized Fontan circulation assist device: Chronic in vivo evaluation. ASAIO J. 67 (11), 1240-1249 (2021).
  16. D'udekem, Y., et al. Validating the concept of mechanical circulatory support with a rotary blood pump in the inferior vena cava in an ovine Fontan model. Bioengineering (Basel). 11 (6), 594(2024).
  17. Granegger, M., et al. Feasibility of an animal model for cavopulmonary support with a double-outflow pump. ASAIO J. 69 (7), 673-680 (2023).
  18. Wei, X., et al. Mechanical circulatory support of a univentricular Fontan circulation with a continuous axial-flow pump in a piglet model. ASAIO J. 61 (2), 196-201 (2015).
  19. Zhu, J., et al. Cavopulmonary support with a microaxial pump for the failing Fontan physiology. ASAIO J. 61 (1), 49-54 (2015).
  20. Kelly, J. M., et al. Investigation of a chronic single-stage sheep Fontan model. JTCVS Open. 21, 268-278 (2024).
  21. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  22. Kearney, K., Appleby, C., Kieper, J., Atterson, P. Comparative analysis of data sciences international PhysioTel™ D70 and PhysioTel™ digital telemetry platforms. J Pharmacol Toxicol Methods. 81, 364-365 (2016).
  23. Physiotel digital l series. , At https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry/large-animal/physiotel-digital-l (2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przewlek y model Fontanaparametry sercowo naczyniowecewnik ci nieniowyy a g wna g rnay a g wna dolnaci nienie t tnicze krwi

Powiązane artykuły