Artykuł metodologiczny

In Vivo Obrazowanie ujawnia migracyjne zachowanie leukocytów w stawach

1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68091

⸱

9 grudnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Frontier Medicine, Institute of Medical Science, St. Marianna University School of Medicine, 2Unit for Bioimaging, Institute of Medical Science, St. Marianna University School of Medicine, 3Department of Immunology and Parasitology, St. Marianna University School of Medicine, 4Nikon Solutions Co., Ltd

W tym artykule

Podsumowanie

Obrazowanie stawów in vivo to cenna technika wykrywająca migracyjne zachowania leukocytów oraz dynamikę molekularną w obrębie zapalonych stawów. Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół obrazowania stawów in vivo z wykorzystaniem modelu myszego zapalenia stawów wywołanego kolagenem II (CIA).

Streszczenie

Leukocyty to komórki przenoszone przez krew pochodzące ze szpiku kostnego, które muszą migrować do tkanek, aby pośredniczyć w stanie zapalnym. Kontrola tej migracji stanowi zatem kluczowy punkt dla opracowania nowych strategii terapeutycznych łagodzących stan zapalny. Tradycyjne badania końcowe nie pozwoliły nam w pełni rozłożyć na czynniki pierwsze migracyjne zachowania leukocytów in vivo. Najnowsze osiągnięcia w technologii obrazowania dostarczyły jednak bezprecedensowych informacji na temat migracji komórek odpornościowych u żywych zwierząt, znacznie pogłębiając naszą wiedzę o molekularnej regulacji handlu komórkami odpornościowymi.

Przedstawiamy szczegółowy protokół obrazowania stawów in vivo z wykorzystaniem modelu zapalenia stawów typu II (CIA) typu myszy. Myszy są szczepione kolagenem typu II emulgowanym w kompletnym adiuwantie Freunda, a postęp artretyzmu jest monitorowany za pomocą klinicznych pomiarów i grubości łap. W szczytowym stadium artretyzmu leukocyty są wizualizowane in vivo za pomocą mikroskopii konfokalnej u myszy transgenicznych wyrażających białka fluorescencyjne lub u myszy typu dzikiego po dożylnym wstrzyknięciu fluorescencyjnie znakowanych przeciwciał oraz wysokomolekularnego dektranu do barwienia naczyń. Staranna chirurgiczna ekspozycja stawu, aplikacja agarozy oraz prawidłowe ustawienie nogi pozwalają na stabilne, długotrwałe obrazowanie, zwykle trwające kilka godzin. Takie podejście umożliwia analizę w czasie rzeczywistym zatrzymania leukocytów, pełzania i migracji przezendothelium w obrębie zapalnych stawów.

Protokół ten będzie cenny dla grup badawczych zajmujących się handlem leukocytami w chorobach artretyzmu i innych chorobach zapalnych. Może również służyć jako platforma do przedklinicznej oceny terapii ukierunkowanych na migrację komórek odpornościowych.

Wprowadzenie

Ponieważ leukocyty są komórkami przenoszonymi przez krew pochodzącymi ze szpiku kostnego, muszą przenikać do tkanek, aby wywołać stan zapalny1. Kontrola tego procesu stanowi kluczowy moment, w którym można opracować nowe terapie łagodzące stan zapalny2. Ogólnie rzecz biorąc, transport leukocytów do tkanek zapalnych zachodzi w żyłkach ponaczynowych i następuje po kaskadzie adhezji, zaczynając od wychwytywania wolno przepływających leukocytów przez ścianę naczynia. Ponadto proces ten jest następujący, gdy leukocyty toczą się wzdłuż ściany naczynia w kierunku przepływu, zatrzymują się na śródbłonku, uwalniają się od zrzażenia oraz pełzają we wszystkich kierunkach po powierzchni naczynia, aby znaleźć miejsce recepcyjne do migracji śródbłonka (TEM) do konkretnego miejsca w tkance 1,3.

Te wyraźne etapy są regulowane kombinacją sygnałów molekularnych, w tym selektynów (do toczania), integrinów (do zatrzymania, pełzania) oraz chemoatraktantów (CAs) (do zatrzymania, możliwego pełzania i TEM)3. CA aktywują leukocyty za pośrednictwem siedmiu transbłonowych receptorów chemoatraktantów sprzężonych z białkiem G (CAR) i odgrywają kluczową rolę w kaskadzie adhezji, zwiększając afinitet integrinowy (prowadząc do zatrzymania przyrostów) i indukując TEM. Jednak dokładne mechanizmy TEM nie są w pełni poznane. Tradycyjne badania końcowe oraz eksperymenty in vitro nie dostarczyły wglądu w to, jak sygnalizacja CA-CAR dynamicznie reguluje migracyjne zachowania leukocytów in vivo.

Najnowsze postępy w technologii obrazowania dostarczyły bezprecedensowych wglądów w migrację komórek odpornościowych u żywych zwierząt, znacznie pogłębiając nasze zrozumienie molekularnej regulacji handlu komórkami odpornościowymi in vivo 4,5,6.Na przykład ta technologia wyjaśniła molekularną kontrolę transportu neutrofili do miejsc zapalenia tkanek, takich jak termiczne uszkodzenie wątroby7 czy laserowe uszkodzenie skóry8. Dlatego złożyliśmy wniosek o zbadanie molekularnych mechanizmów kontrolujących transport neutrofili do miejsc zapalenia stawów9. Opisane tutaj obrazowanie stawów in vivo wykazało, że komponent komplementowy C5a receptor 1 (C5aR1) jest kluczowy dla inicjowania przyczepności neutrofili do śródbłonka stawowego, wywołując stan zapalny w stawach. C5aR1 ułatwiał zatrzymanie i rozprzestrzenianie się neutrofili zależne od integriny, po czym nastąpił TEM pośredniczony przez leukotrienowy receptor B4 oraz pełzanie wywołane przez CC chemokinowy receptor 1 (CCR1). Receptor chemokinowy CXC 2 (CXCR2) odegrał rolę w późniejszych stadiach TEM neutrofili w stanach zapalnychstawów 10. Ponadto obrazowanie stawów in vivo ujawniło nowy paradygmat reakcji nadwrażliwości typu III w stawie, gdzie C5a inicjuje stan zapalny, podczas gdy komórki mieszkające w tkankach odgrywają ważniejszą rolę w zapaleniu w obecnym paradygmacie reakcji nadwrażliwości typu III10,11.

Ponadto zastosowaliśmy obrazowanie in vivo stawu, aby zbadać dynamikę molekularną C5a w jego obrębie. C5a załadowany na tkankę stawową u myszy typu dzikiego był szybko transportowany do światła naczyniowego, natomiast u myszy z niedoborem C5aR2 C5a pozostawał całkowicie w tkancemaziowej12. Dane te pokazują, że C5aR2, wyrażany na śródbłonku stawów, transportuje C5a do lumenu naczynia, co jest procesem niezbędnym dla zrostów neutrofili zależnych od C5aR1 w stawach13.

Obrazowanie stawów in vivo ma zastosowanie we wszystkich modelach zapalnego zapalenia stawów i pozwala na długoterminową obserwację (zwykle kilka godzin), choć wizualizacja głębokiej tkanki (>1 mm) może być ograniczona w zależności od użytego mikroskopu. Łącznie ta technika stanowi potężne narzędzie do badania migracyjnego zachowania leukocytów oraz dynamiki molekularnej w obrębie zapalonych stawów. Udostępniamy ten protokół do obrazowania stawów in vivo, aby wspierać grupy badawcze badające ten proces w stanie zapalnym stawów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnej Wydziału Medycznego Uniwersytetu św. Marianny (Nr Zatwierdzenia TG240926-2 i TG250801-2) i przeprowadzane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i krajowymi.

1. Przygotowanie modelu myszego zapalenia stawów

UWAGA: Modele zwierzęce artretyzmu dostarczyły cennych narzędzi do zrozumienia patogenezy choroby oraz do opracowywania nowych terapii14. Chociaż kilka myszych modeli artretyzmu ma unikalne zalety i ograniczenia, zapalenie stawów wywołane kolagenem typu II (CIA) było szeroko wykorzystywane w badaniach nad patogenezą reumatoidalnego zapalenia stawów (RA)14. W tej sekcji opisujemy protokół modeli CIA dotyczący artretyzmu (materiały i instrumenty pokazano na Rysunku 1).

  1. Przygotuj rozcieńczenie kolagenu typu II bydłego w stężeniu 0,05 M kwasu octowego (końcowe stężenie 4 mg/mL) poprzez potrząsanie przez noc w temperaturze 4 °C.
  2. Aby uzyskać emulsję, wymieszaj rozcieńczenie kolagenu (4 mg/mL w kwasie octowym 0,05 M) z kompletnym adiuwantem Freunda (CFA) w proporcji 1:1 w szklanej strzykawce. Daje to końcowe stężenie kolagenu w emulsji wynoszącą 2 mg/mL. Energicznie mieszaj ręcznie przez około 20 minut. Proces ten generuje ciepło, więc schładz szklaną strzykawkę zawierającą emulsję na lodzie. Użyj zlewki, aby sprawdzić konsystencję emulsji podczas przygotowania.
    UWAGA. Resztki rozcieńczenia kolagenu przechowywać w temperaturze -80 °C. Można to wykorzystać podczas drugiego szczepienia.
  3. Przelej emulsję do szklanej strzykawki o pojemności 1 mL wyposażonej w igłę 26 x 1/2 G i trzymaj ją na lodzie aż do szczepienia.
  4. Znieczulać 8-tygodniowe myszy DBA1/J (męskie lub żeńskie) za pomocą dootrzewnowych zastrzyków medetomidyny (0,3 mg/kg), midazolamu (4 mg/kg) oraz wetorfalu (5 mg/kg).
    UWAGA. Myszy transgeniczne często mają tło C57BL6. Kolagen kurczaka jest zazwyczaj stosowany w CIA u myszy C57BL6; jednak częstość występowania i nasilenie CIA u myszy C57BL6 są niższe niż u myszy DBA/1J. Jeśli używasz myszy transgenicznych na tle C57BL6, rozważ przeprowadzenie badania pilotażowego w celu oceny zachorowalności i nasilenia CIA.
  5. Ogol włosy wokół ogona za pomocą maszynki do przygotowań do szczepień.
  6. Powoli wstrzykuj 100 μL objętości emulsji (zawierającej 200 μg kolagenu) do przestrzeni podskórnej wzdłuż grzbietu ogonowego (blisko nasady ogona) (Rysunek 2).
  7. Powtórz kroki od 1,2 do 1,6 w dniu 21 dla drugiego szczepienia (Rysunek 2).

2. Ocena klinicznej oceny artretyzmu oraz pomiar grubości łapy

UWAGA: Kliniczne oceny artretyzmu oraz pomiar grubości łapy są niezbędne do oceny aktywności chorobowej. Zazwyczaj kliniczne wyznaczanie i pomiary grubości łapy w przypadku artretyzmu wykonuje się co 1-3 dni po pierwszym szczepieniu.

  1. Kliniczny wynik artretyzmu: Zapisz sumę wyników dla wszystkich czterech łap każdej myszy. Stosuj następujący system punktacji:
    0 = Normalne
    1 = Rumień i obrzęk jednego palca
    2 = Rumień i obrzęk dwóch palców lub rumień oraz obrzęk stawu skokowego
    3 = Rumień i obrzęk powyżej trzech palców lub obrzęk dwóch palców i stawów kostkowych
    4 = Rumienie i poważne obrzęk kostki, stopy i palców z deformacją.
    UWAGA. Spuchnięty staw kostkowy definiuje się jako grubość łapy większej niż 4 mm.
  2. Pomiar grubości łapy: Zmierz grubość każdej łapy za pomocą cyfrowych zacisków przesuwanych. Użyj średniej grubości łapy na wszystkich czterech łapach każdej myszy.

3. Obrazowanie stawów in vivo

UWAGA: Obrazowanie stawów in vivo pozwala obserwować migrację leukocytów do stawów oraz analizować ich zachowanie w tkance u żywych myszy. Do wizualizacji komórek używa się myszy transgenicznych genetycznie zmodyfikowanych do ekspresji fluorescencyjnej białek w określonych komórkach, a także myszy dożylnie wstrzykiwanych przeciwciałami markerowymi przeciwkomórkowymi. Użyte materiały przedstawiono na Rysunku 3.

  1. Znieczulanie myszy artrytoogennych podaj dootrzewnowkowo za pomocą medetomidyny (0,3 mg/kg), midazolamu (4 mg/kg) oraz wetorfalu (5 mg/kg).
  2. Ogol nogę myszy maszynką do cięcia i użyj kremu do usuwania włosów (<60 s), aby usunąć pozostałe włosy. Unikaj długotrwałego nakładania, aby zapobiec podrażnieniom skóry.
  3. Usuń krem wilgotną gazą (rysunek 4A). Upewnij się, że wszystkie włosy są usunięte, aby uniknąć niepożądanej autofluorescencji w obszarze obrazowania. Powtórz, jeśli trzeba.
  4. Podczas znieczulenia na oba oczy nakłada się sterylny lubrykant do rogówki, aby zapobiec wysychaniu rogówki lub owrzodzeniom.
  5. Pod mikroskopem chirurgicznym wykonaj nacięcie o średnicy 1 cm na skórze za pomocą mikronożyczek (Rysunek 4B).
    UWAGA. Ten krok jest kluczowy. Operacja może wywołać rekrutację leukocytów (zwłaszcza neutrofilowych). Unikaj wszelkich obrażeń, które mogłyby powodować artefakty. Z powodu angiogenezy stawów artretycznych, te stawy są podatne na krwawienie. Do udanej operacji może być potrzebnych wiele sesji ćwiczeń.
  6. Umieść stawy artretyczne na plastikowej płycie (rysunek 4C).
    UWAGA. Klej tkankowy może być użyty, aby pomóc utrzymać nogę myszy na miejscu. W tym badaniu używa się gliny do przymocowania szklanej szkiełki do plastikowej płyty.
  7. Pokryj obszar obrazowania około 1 mL agarozy o stężeniu 1,5% z fosforanem buforowanym solą fizjologiczną (PBS) (Rysunek 4D).
    UWAGA. Upewnij się, że agaroza ostygła, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek, co może sprzyjać rekrutacji leukocytów do obszaru obrazowania.
  8. Ustaw scenę pod mikroskopem.
    UWAGA. Używaj poduszki grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała myszy podczas dłuższych sesji obrazowania.
  9. Dostosuj ustawienia mikroskopu konfokalnego (moc lasera, wzmocnienie, przesunięcie, położenie itd.). Tutaj wykonaj obrazowanie mikroskopem konfokalnym z obiektywem zanurzającym 25 osób, NA 1.1. Ustaw wzbudzenie lasera na 488 nm, 561 nm i 640 nm, a emisję zbieraj na 488,0 nm, 561,6 nm i 638,5 nm.
    1. Sprawdź szybkość badania mikroskopu. Użyj rozdzielczości pikseli 512 x 512, z 5 przekrojami optycznymi, stosem Z o średnicy 4 μm oraz czasem cyklu 15 s, aby umożliwić analizę poszczególnych komórek ruchomych w odpowiednim czasie i uzyskanie istotnych danych.
  10. Gdy odpowiednie miejsce zostanie zidentyfikowane, rozpocznij akwizycję obrazu.
    UWAGA. Jeśli używasz przeciwciał markerowych antykomórkowych do znakowania leukocytów, wstrzyknij przeciwciała dożylnie 3 minuty przed rozpoczęciem obrazowania. Dla wizualizacji naczyń krwionośnych wstrzykuj jednocześnie Qdots, przeciwciało CD31 lub Dekstern. Na przykład należy wstrzyknąć około 2 μg przeciwciał na mysz Ly6G dla neutrofilów i CD4 dla limfocytów T, a także około 80 μg 680-250k Dekstranu na mysz do barwienia naczyń krwionośnych. Przeciwciała i Dextran są zwykle rozpuszczane w 100 μL bezpłodnego PBS. Pamiętaj, że niektóre przeciwciała mogą wyczerpywać leukocyty, więc sprawdź, czy wybrane przeciwciała nie zmniejszają liczby leukocytów.
  11. Przetworz obrazy ND2 uzyskane mikroskopem konfokalnym przy użyciu modułu General Analysis 3 (GA3) oprogramowania do analizy obrazów NIS-Elements (wersja 6.20.00). Wykonaj usunięcie obszarów naczyniowych i odejmowanie tła. Po przetworzeniu wszystkich ram czasowych eksportuj obrazy jako wideo.
    UWAGA. W ramach analizy policz liczbę komórek przyklejających i wyekstrawazowanych.
  12. Po zakończeniu badania obrazowego można pozwolić zwierzęciu na regenerację jako procedurę przetrwania lub humanitarnie je uśpić, w zależności od projektu eksperymentalnego. Jeśli planowane jest przeżycie, delikatnie zamknąć miejsce operacji i zapewnić odpowiednią opiekę pooperacyjną zgodnie z wytycznymi instytucjonalnej opieki nad zwierzętami.
    UWAGA: W tym badaniu wszystkie zwierzęta zostały humanitarnie uśpione natychmiast po badaniach obrazowych, zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i krajowymi.

4. Analiza statystyczna

  1. Przedstawij dane jako średnią ± błędu standardowego średniej (SEM). Przeprowadź analizę statystyczną za pomocą testu Student's t dla porównań dwóch grup lub jednokierunkowego ANOVA dla wielu grup, a następnie test post hoc Tukeya. Za statystycznie istotną rozważmy wartość p < 0,05.
    UWAGA: Cała analiza została przeprowadzona przy użyciu GraphPad Prism w wersji 10.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Tutaj 8-tygodniowe samce myszy DBA/1J są szczepione emulsją zawierającą kolagen typu II i CFA bydła w proporcji 1:1 w dniu 0 i 21. Kliniczne punktowanie i pomiary grubości łapy w przypadku artretyzmu wykonuje się co 1-3 dni między dniem 0 a 42. Zazwyczaj początek artretyzmu obserwuje się około 28. dnia, a wynik kliniczny artretyzmu i grubość łapy osiągają szczyt około 35. dnia (rysunek 5A-C). Częstość występowania CIA u myszy DBA/1J zwykle przekracza 90-100%...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie stawów in vivo, w przeciwieństwie do tradycyjnych badań końcowych, dostarcza bezprecedensowych informacji o dynamicznych procesach biologicznych u żywych myszy. Na przykład ta technika pozwala nam zrozumieć, jak cztery różne receptory chemoatraktantów – C5aR1, BLT1, CCR1 i CXCR2 – współpracują, aby zainicjować rekrutację neutrofili do zapalnych stawów w artretyzmie10,11. Dodatkowo, obrazowanie in vivo ujawniło nowatorską funkcjonalną...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Y.M. otrzymała wsparcie grantowe/badawcze od Chugai Pharmaceutical Co., Ltd.

Podziękowania

Działalność Y.M. jest wspierana przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki (JSPS) KAKENHI [grant numer JP22K08531, JP25K02574]; Japońska Agencja ds. Badań i Rozwoju Medycznego (AMED) [Grant Number: 25bm1423033]; Fundacja Pamięci Mochidy na rzecz Badań Medycznych i Farmaceutycznych; Grant JCR na wspieranie badań dla FRONTIER oraz Fundacji Mitsubishi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
29 G x 1/2"TerumoSS-10M2913
0,1 M kwasu octowegoFujifilm016-18835
1 mL plastikowej strzykawkiDo góry19531
Strzykawka 1 mm na smarTerumoSS-01T
18 G x 1 1/2"TerumoNN-1838R
26 G x 1/2"TerumoNN-2613S
680-250 kDa dextranBiot80135
Agaroseinvitrogen16520-100
Kolagen typu II bydłaCentrum Badań nad KolagenemK42
GlinaDebika93186
Totalny fanatyk s adjuvant (CFA)Chondrex7001
Mikroskop konfokalnyNikonA1
Szkło okładkoweMatsunami Glass IND.,LtdC024401
Cyfrowy zacisk suwakowyMitsutoyo500-180-30
Rurka Falcon (15 mL)CorningNA
Rurka Falcon (50 mL)CorningNA
Przeciwciało przeciwmysie Ly6G sprzężone z FITCBiolegenda127606
KleszczeRobozRS-5070
KleszczeNAPOXMA-48-2
Szklana strzykawka i złączeTsubasa Industry Co., Ltd S7P
SmarSilikon Toray Dow CorningNA
Obcinaczka do włosówWahlWA5109
Obcinaczka do włosówWahl9966
Usuwanie owłosienia crè JaKracieNie ma
MedetomidynaMeijiNie ma
MikronożyczkiRobozRS-5610
MikronożyczkiRobozRS-5630
MidazolamSandozNie ma
Wilgotna gazaNippon Paper Crecia Co., LtdS-200
Analiza obrazów NIS-Elements 6.20.00NikonNA
PBS w tubie Falcon (50 mL)Shimadzu Diagnostics Corporation5913
Przeciwciało CD4 sprzężone z mieszanką PE przeciwko myszomBiolegenda100408
Plastikowa płytkaCorning351029
Prism 10.3.1GraphPadNA
Szkło przesuwkoweMuto Pure Chemicals Co., Ltd5115
Zakres chirurgicznyOlympusVMZ
Wiązanie tkankowe3M1469SB
Vetorphale MeijiNie ma

Bibliografia

  1. Nourshargh, S., Alon, R. Leukocyte migration into inflamed tissues. Immunity. 41 (5), 694-707 (2014).
  2. Miyabe, Y., Lian, J., Miyabe, C., Luster, A. D. Chemokines in rheumatic diseases: pathogenic role and therapeutic implications. Nat Rev Rheumatol. 15 (12), 731-746 (2019).
  3. Griffith, J. W., Sokol, C. L., Luster, A. D. Chemokines and chemokine receptors: positioning cells for host defense and immunity. Annu Rev Immunol. 32, 659-702 (2014).
  4. Murooka, T. T., et al. HIV-infected T cells are migratory vehicles for viral dissemination. Nature. 490 (7419), 283-287 (2012).
  5. Mempel, T. R., Henrickson, S. E., Von Andrian, U. H. T-cell priming by dendritic cells in lymph nodes occurs in three distinct phases. Nature. 427 (6970), 154-159 (2004).
  6. Sumen, C., Mempel, T. R., Mazo, I. B., von Andrian, U. H. Intravital microscopy: visualizing immunity in context. Immunity. 21 (3), 315-329 (2004).
  7. Wang, J., et al. Visualizing the function and fate of neutrophils in sterile injury and repair. Science. 358 (6359), 111-116 (2017).
  8. Lammermann, T., et al. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature. 498 (7454), 371-375 (2013).
  9. Miyabe, Y., Kim, N. D., Miyabe, C., Luster, A. D. Studying chemokine control of neutrophil migration in vivo in a murine model of inflammatory arthritis. Methods Enzymol. 570, 207-231 (2016).
  10. Miyabe, Y., et al. Complement C5a receptor is the key initiator of neutrophil adhesion igniting immune complex-induced arthritis. Sci Immunol. 2 (7), eaaj2195(2017).
  11. Sadik, C. D., Miyabe, Y., Sezin, T., Luster, A. D. The critical role of C5a as an initiator of neutrophil-mediated autoimmune inflammation of the joint and skin. Semin Immunol. 37, 21-29 (2018).
  12. Miyabe, Y., Miyabe, C., Mani, V., Mempel, T. R., Luster, A. D. Atypical complement receptor C5aR2 transports C5a to initiate neutrophil adhesion and inflammation. Sci Immunol. 4 (35), eaav5951(2019).
  13. Kohl, J. Igniting the flame in arthritis: C5aR2 controls endothelial transcytosis of C5a. Sci Immunol. 4 (35), eaax0352(2019).
  14. Miyabe, Y., Miyabe, C., Luster, A. D. LTB4 and BLT1 in inflammatory arthritis. Semin Immunol. 33, 52-57 (2017).
  15. Miyabe, Y., et al. Necessity of lysophosphatidic acid receptor 1 for development of arthritis. Arthritis Rheum. 65 (8), 2037-2047 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Migracja leukocyt wzapalenie staw wmikroskopia konfokalnazapalenie staw w indukowane kolagenemtrafficking kom rek odporno ciowychmigracja neutrofilimigracja transendotelialnamysi model zapalenia staw wtrafficking leukocyt w

Powiązane artykuły