Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie przedklinicznego modelu inhalacji do testowania waporyzowanych destylatów z konopi indyjskich

1.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68094

⸱

30 maja 2025

 ,  ,  , 
1Meakins-Christie Laboratories, 2Translational Research in Respiratory Diseases Program at the Research Institute of the McGill University Health Centre, McGill University, 3Department of Pathology, McGill University, 4Department of Bioresource Engineering, McGill University, 5Department of Medicine, McGill University, 6Department of Pharmacology and Therapeutics, McGill University

W tym artykule

Podsumowanie

Wkłady do waporyzacji destylatów z konopi indyjskich to urządzenia zasilane bateryjnie, które aerozolują ekstrakty zawierające wysokie stężenia kannabinoidów. Brak ustalonych modeli przedklinicznych dla tych produktów stwarza wyzwania w badaniu ich skutków fizjologicznych. Aby wypełnić tę lukę, opracowano standaryzowany przedkliniczny mysi model inhalacji dla waporyzowanych destylatów konopi.

Streszczenie

Pomimo rosnącej popularności, produkty do waporyzacji konopi indyjskich pozostają niedostatecznie zbadane. Wkłady do waporyzatorów z konopi indyjskich są używane z urządzeniami zasilanymi bateryjnie, które aerozolują ekstrakty z kwiatów konopi zawierające wysokie stężenia kannabinoidów, takich jak THC. Tego typu produkty są potocznie znane jako destylaty z konopi indyjskich. Siła działania tych produktów stanowi wyzwanie w ustaleniu skutecznego dawkowania w badaniach przedklinicznych. Obecnie nie ma ustalonych, znormalizowanych modeli przedklinicznych do testowania bezpieczeństwa i skuteczności tych produktów w sposób analogiczny do wzorców stosowania u ludzi. W związku z tym reżim narażenia na destylat z konopi indyjskich in vivo wymagany do osiągnięcia fizjologicznie istotnych dawek w porównaniu z tym, co osiąga się u ludzi, pozostaje nieokreślony. Aby wypełnić tę lukę, opracowano standaryzowany przedkliniczny model mysi do inhalacji waporyzowanych destylatów konopi indyjskich przy użyciu sterowanego komputerowo systemu dostarczania. Protokół ten szczegółowo opisuje procedury podawania destylatów z konopi indyjskich przy użyciu kontrolowanej topografii zaciągnięcia myszom przez wieżę ekspozycyjną tylko przez nos. Przedstawiono również metody monitorowania wyników behawioralnych myszy po ekspozycji i wykorzystania półilościowego testu ELISA w celu potwierdzenia dostarczenia THC do krążenia ogólnoustrojowego. Protokół ten pozwoli na zbadanie reakcji płuc i ogólnoustrojowych na destylaty z konopi indyjskich przez naukowców zainteresowanych zbadaniem wpływu waporyzacji konopi indyjskich przy użyciu rzeczywistych protokołów dostarczania, zapewniając tym samym możliwość rygorystycznej oceny bezpieczeństwa i terapii.

Wprowadzenie

Wraz z legalizacją marihuany na całym świecie, używanie marihuany rośnie. Znaczące zmiany na rynku detalicznym konopi indyjskich nie tylko zwiększają dostępność, ale zmiany te napędzają również rozwój i produkcję nowych rodzajów produktów z konopi indyjskich do konsumpcji1. Waporyzatory, które podgrzewają produkty z konopi indyjskich bez spalania, stają się coraz bardziej popularną metodą konsumpcji2,3. Waporyzatory obejmują wkłady do waporyzacji konopi indyjskich, które wykorzystują technologię e-papierosów do podgrzewania i aerozolowania destylatów konopi. Destylaty te są ekstrahowane z kwiatu Cannabis sativa w celu wytworzenia lepkiej cieczy o wysokim stężeniu kannabinoidów, takich jak Δ9-tetrahydrokannabinol (THC), główny psychoaktywny składnik cannabis4. Urządzenia te są łatwe w użyciu i ukryciu, co czyni je atrakcyjnymi dla początkujących użytkowników5. W Kanadzie, gdzie marihuana została zalegalizowana do celów rekreacyjnych w 2018 roku, uzyskane dane ankietowe wskazują na wzrost postrzeganej społecznej akceptacji waporyzacji marihuany, a także znaczny wzrost użycia długopisów/kartridży do waporyzacji konopi indyjskich6.

Konsumenci marihuany mogą sądzić, że waporyzacja destylatów z konopi jest bezpieczniejsza niż palenie suszu w formie jointa, co przyczynia się do wzrostu jego popularności2. Pomimo możliwego zmniejszenia narażenia na wdychane produkty spalania podczas stosowania destylatów z konopi indyjskich, produkty te mogą nie być wolne od ryzyka. Jednym z problemów jest narażenie na wysokie dawki kannabinoidów, które są obecne w komercyjnych wkładach do e-papierosów. Susz konopi indyjskich można kupić z zawartością do 36% THC, podczas gdy stężenie THC we wkładach destylatów z konopi może sięgać nawet 96%7. Aerozole z wkładów z destylatem konopi zawierają około dwa razy więcej THC niż dym z konopi indyjskich8,9. Nie wiadomo jeszcze, jaki wpływ na drogi oddechowe mają te podwyższone stężenia THC. Co więcej, wysokie stężenia THC stanowią wyzwanie w ustaleniu skutecznego dawkowania dla przedklinicznych badań na myszach, ponieważ nadmierna ekspozycja na THC sama w sobie może mieć niekorzystny wpływ na myszy10. Istotne jest, aby zacząć od minimalnych poziomów narażenia i stopniowo zwiększać, aż do osiągnięcia fizjologicznie odpowiednich dawek, aby zapewnić, że te narażenie jest odpowiednie.

Do tej pory nie ma badań oceniających potencjalne skutki wdychanych destylatów z konopi indyjskich. Wynika to po części z braku istniejących ustandaryzowanych modeli przedklinicznych. Wyzwania badawcze są spotęgowane w regionach, w których produkty te pozostają nielegalne, co skłania badaczy do produkcji własnych destylatów, które mogą nie odzwierciedlać dokładnie produktów komercyjnych11. Dodatkowo szeroka gama dostępnych produktów komplikuje standaryzację. Aby wypełnić tę lukę, badanie to zostało zainicjowane przy użyciu legalnych, dostępnych na rynku produktów dostępnych dla kanadyjskich konsumentów. Produkty i urządzenia wymienione jako najlepiej sprzedające się w Ontario Cannabis Store zostały wybrane do użytku. Celem tego protokołu jest ustanowienie łatwego w użyciu schematu ekspozycji na myszy, który dostarcza dawki THC porównywalne z fizjologicznie istotnymi poziomami u ludzi, tworząc podstawę dla naukowców do przeprowadzenia dodatkowych badań nad wpływem destylatów konopi indyjskich na układ oddechowy i ogólnoustrojowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższe procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu McGill (Protokół Numer 8087) zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (CCAC).

1. Przygotowanie sprzętu

UWAGA: Następujący protokół ma zastosowanie do systemu SCIREQ inExpose obsługiwanego przez oprogramowanie flexiWare 8.

  1. Upewnij się, że wszystkie elementy systemu są prawidłowo zmontowane, aby przypominały przykład pokazany na Rysunek 1A. Upewnij się, że do komory buforowej pompy zaciągającej się włożona jest zamknięta rurka, aby zapobiec wyciekom z systemu, jak pokazano na Rysunek 1B.
  2. Włącz system i uruchom oprogramowanie. Wybierz moduł Sesje eksperymentalne.
  3. Wybierz opcję Nowe badanie i zdefiniuj grupy eksperymentalne oraz osoby, które mają być badane. Należy wybrać szablon eksperymentalny, który odpowiada żądanemu schematowi ekspozycji.
  4. W oknie Właściwości sesji wypełnij sekcję Operator, aby śledzić użycie sprzętu.
  5. Aby przeprowadzić kalibrację, wybierz żądany kanał i postępuj zgodnie z instrukcjami opisanymi w oprogramowaniu operacyjnym.
  6. (Krok krytyczny) Aby wykonać test przepływu w systemie, wybierz żądaną pompę i postępuj zgodnie z krokami opisanymi w oprogramowaniu operacyjnym. Sprawdź, czy przepływ w systemie jest skierowany w stronę rotametru. Ta kalibracja ma na celu upewnienie się, że w systemie nie ma wycieków. Jeśli system nie przejdzie testu przepływu, wyczyść elementy i rurki przed ponownym przystąpieniem do testu.
  7. Anuluj monity o rozpoczęcie rejestrowania danych, chyba że wszystko jest gotowe do rozpoczęcia eksperymentu.

2. Tworzenie profili Puff

  1. Utwórz profil przepływu odchylenia 2 l/min, aby zapewnić odpowiednie napowietrzenie badanych podczas całego eksperymentu. W tym celu należy zapoznać się z notą techniczną 037: Przewodnik po tworzeniu profili w dokumencie zewnętrznym dostępnym u producenta.
  2. Utwórz zaciągnięcie się dla profili e-papierosów. W tym celu należy zapoznać się z notatką techniczną 037. W opisanym tutaj protokole nota techniczna została zmodyfikowana tak, aby dostarczać objętość 78 ml zaciągnięcia, z czasem trwania zaciągnięcia 2,4 s i 1, 2 lub 4 zaciągnięciami/min, jak wcześniej opublikowano12,13,14,15,16,17.

3. Przygotowanie zwierząt

  1. Do tego protokołu należy używać zarówno samców, jak i samic myszy C57BL/6 w wieku 10-12 tygodni i wadze około 20-30 g. Przyzwyczajaj myszy do systemu stopniowo w ciągu 3 dni.
    1. Rozpocznij aklimatyzację od umieszczenia myszy w miękkim ograniczeniu, a następnie rozpocznij przepływ odchylenia przy 2 l/min z powietrzem w pomieszczeniu przez okres, który odpowiadałby długości ich eksperymentalnej ekspozycji. Użyj okresu aklimatyzacji wynoszącego 10 minut, 20 minut lub 30 minut, aby dopasować opisane tutaj ekspozycje eksperymentalne. Kroki te zostały podjęte w celu zminimalizowania wpływu stresu na interesujące nas wyniki.
    2. Aby umieścić zwierzęta w miękkich pasach mocujących, należy całkowicie schować element siatki, przytrzymać cały element przytrzymujący przed zwierzęciem i poczekać, aż zwierzę przesunie się do elementu tłoka.
    3. Sprawdzić, czy nos zwierzęcia jest widoczny w tłoku urządzenia przytrzymującego, a następnie przymocować zacisk do segregatora tuż za zwierzęciem, aby zapobiec jakiemukolwiek ruchowi poza urządzeniem przytrzymującym.
      UWAGA: Młodsze, mniejsze zwierzęta mogą łatwiej manewrować w obrębie urządzenia przytrzymującego, dlatego ważne jest, aby sprawdzić, czy ich nos pozostaje widoczny poza elementem tłoka.
  2. Podczas pracy z myszami różnej płci lub genotypów rozważ użycie kolorowych klipsów do segregatora, aby rozróżnić zwierzęta.

4. Narażenie zwierząt

  1. Umieść sześć unieruchomionych zwierząt w wieży systemu naświetlania tylko na dziobie i zainicjuj przepływ polaryzacyjny z prędkością 2 l/min z powietrzem w pomieszczeniu, aby zapewnić wystarczający przepływ powietrza.
  2. W oknie dokowanym zadań po prawej stronie ekranu kliknij prawym przyciskiem myszy Utworzono profil e-papierosa, a następnie wybierz Właściwości zadania.
  3. W obszarze Częstotliwość zaciągania wprowadź żądaną częstotliwość inicjowania zaciągnięcia. Na przykład reżim 2 zaciągnięć/min wymaga wkładu 30 s. Kliknij przycisk OK, a następnie przycisk Tak, gdy oprogramowanie poprosi o potwierdzenie tej zmiany. Aby zapisać ten reżim zaciągania się do wykorzystania w przyszłości, na koniec sesji postępuj zgodnie z instrukcjami, aby zapisać go jako szablon.
  4. Gdy będziesz gotowy do wykonania ekspozycji, kliknij dwukrotnie utworzony i teraz zmodyfikowany profil e-papierosa. Pamiętaj, aby uruchomić timer, aby śledzić długość ekspozycji.
  5. Aby ocenić dawkę przy rosnących długościach ekspozycji, należy wykonać 10 minut, 20 minut i 30 minut ekspozycji przy 1 zaciągnięciu/min. Następnie, aby ocenić rosnącą intensywność ekspozycji, utrzymuj 10-minutową długość ekspozycji i zwiększ częstotliwość zaciągnięć do 1 zaciągnięć/min, 2 zaciągnięć/min i 4 zaciągnięć/min.
  6. Po zakończeniu ekspozycji ponownie zainicjuj przepływ odchylenia, jednocześnie wracając zwierząt do klatek.
  7. Aby wyjąć zwierzęta z urządzeń przytrzymujących, należy odczepić zacisk do segregatora i całkowicie schować siatkę do tłoka, umożliwiając zwierzęciu samodzielne opuszczenie urządzenia przytrzymującego. Jeżeli zwierzę pozostaje w unieruchomieniu, należy delikatnie pociągnąć je za ogon, aby zasygnalizować, że może swobodnie wysunąć się z urządzenia przytrzymującego.

5. Test hipolokomocji

  1. Natychmiast po ekspozycji przenieś zwierzęta do zestawu testów behawioralnych, aby przeprowadzić test w otwartym terenie za pomocą oprogramowania ANY-Maze. Aby wykonać podstawowe nagrania zachowań zwierząt, upewnij się, że są one narażone tylko na przepływ stronniczości.
  2. Upewnij się, że pomieszczenie jest dobrze oświetlone i zminimalizuj poziom hałasu, aby zapobiec niepotrzebnemu stresowi zwierząt, ponieważ może to wpłynąć na ich zachowanie.
  3. Otwórz oprogramowanie i wybierz Nowy pusty eksperyment. Na karcie Protocol (Protokół) u góry ekranu wybierz opcję Add item (Dodaj element), a następnie kliknij pozycję New Video Source (Nowe źródło wideo) z listy rozwijanej, aby dodać źródło kamery, które ma zostać użyte w eksperymencie.
  4. W menu po lewej stronie ekranu, w sekcji Śledzenie, wybierz Aparatura, aby zdefiniować otwarte pole, w którym zwierzę zostanie umieszczone.
  5. Na karcie Protokół wybierz narzędzie Prostokąt, aby narysować otwarty obszar pola i wprowadzić jego wymiary do oprogramowania.
  6. W menu po lewej stronie ekranu, w sekcji Śledzenie, wybierz opcję Kolor zwierzęcia, aby określić, czy zwierzę jest jaśniejsze, czy ciemniejsze niż tło. Informacje te pomagają oprogramowaniu w dokładnym śledzeniu ruchu zwierzęcia.
  7. W menu po lewej stronie w sekcji Testowanie wybierz pozycję Etapy, aby określić czas trwania testu dla eksperymentu. Wprowadź czas trwania testu wynoszący 60 s.
  8. Na karcie Eksperyment zdefiniuj leczenie eksperymentalne i liczbę zwierząt na zabieg.
  9. Teraz, aby wykonać test, kliknij zakładkę Testy. Umieść zwierzę na otwartym polu i kliknij zielony przycisk odtwarzania nad nagraniem otwartego pola, aby rozpocząć test.
  10. Po zakończeniu testowania w menu po lewej stronie, w sekcji Analiza i wyniki, wybierz pozycję Wyniki, raporty i dane, a następnie wybierz opcję Łączna przebyta odległość, aby uwzględnić te informacje w raporcie.
  11. Aby wygenerować raport, kliknij kartę Wyniki i wyeksportuj dane w żądanym formacie.

6. Pobieranie próbek surowicy

  1. Po 30 minutach od ekspozycji znieczulić zwierzęta wstrzyknięciem dootrzewnowym 250 mg/kg Avertin (2,2,2-tribromoetanolu). Aby zapewnić prawidłowe znieczulenie, stymuluj odruch wycofania pedału, ściskając skórę między palcami za pomocą kleszczy. Gdy odruch całkowicie zniknie, zwierzę jest znieczulane na tyle głęboko, że może zostać poddane eutanazji przez wykrwawienie przez nakłucie serca. 30-minutowy punkt czasowy jest wybierany w celu osiągnięcia szczytowego stężenia THC-COOH w surowicy po ekspozycji18.
  2. Pobrać krew przez nakłucie serca do probówek do pobierania krwi, a następnie odwirować przy 10 000 x g przez 10 minut w celu oddzielenia surowicy.
  3. Użyj próbek surowicy do wykonania testu ELISA THC Forensic w celu ilościowego określenia poziomu THC-COOH zgodnie z instrukcjami producenta i zgodnie z wcześniejszymi publikacjami19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pierwotnym celem było określenie schematu ekspozycji, który pozwoliłby na dostarczenie do krwi fizjologicznie istotnych poziomów THC w porównaniu z ludźmi. Dlatego kluczowym elementem doboru parametrów ekspozycji było wykorzystanie cech naśladujących ludzkie wzorce użytkowania20,21. Samce i samice myszy C57BL/6 poddano ekspozycji na Pineapple Express Pax Era Pod zawierający ~85% THC przez 10 min, 20 min i 30 min przy częstotliwośc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Produkty vape z destylatów konopi indyjskich zawierają wysokie stężenia kannabinoidów, w tym do 85% THC dla produktu wykorzystywanego w tym protokole. Ponieważ kwiat konopi osiąga obecnie tylko 36% THC7, moc produktów do waporyzacji destylatów z konopi stanowi wyzwanie podczas opracowywania modelu ekspozycji inhalacyjnej. Celem było określenie reżimu ekspozycji, który mógłby skutecznie dostarczać myszom odpowiednie dawki kannabinoidów bez powodowania negatywnych skutków spowodowanych nadmiernym po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych konfliktów interesów związanych z tą pracą, aby mogli je ujawnić.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Kanadyjski Instytut Badań nad Zdrowiem (CIHR) Project Grant 162273. CJB był wspierany przez Fonds de Recherche du Québec-Santé (FRQS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,2,2-tribromoetanolSigma-AldrichT48402-5GAvertin
inExposeSCIREQsales@scireq.comwww.scireq.com
Probówki do separatora surowicy MicrotainerBD365967
Pax Era Vape PenPAXZakupiony w sklepie z konopiami indyjskimi w Ontario
Ananas Ekspresowy Pax PodDobra dostawaZakupiony w Ontario Cannabis Store
SoftRestraintsSCIREQIX-XN1-SR-ALwww.scireq.com
Zestaw THC Forensic ELISANeogen131019

Bibliografia

  1. Spindle, T. R., et al. Acute Effects of Smoked and Vaporized Cannabis in Healthy Adults Who Infrequently Use Cannabis: A Crossover Trial. JAMA Netw Open. 1 (7), e184841-e184841 (2018).
  2. Morean, M. E., Kong, G., Camenga, D. R., Cavallo, D. A., Krishnan-Sarin, S. High School Students' Use of Electronic Cigarettes to Vaporize Cannabis. Pediatrics. 136 (4), 611-616 (2015).
  3. Russell, C., Rueda, S., Room, R., Tyndall, M., Fischer, B. Routes of administration for cannabis use - basic prevalence and related health outcomes: A scoping review and synthesis. Int J Drug Policy. 52, 87-96 (2018).
  4. Lazarjani, M. P., Young, O., Kebede, L., Seyfoddin, A. Processing and extraction methods of medicinal cannabis: a narrative review. J Cannabis Res. 3 (1), 32(2021).
  5. Jones, C. B., Hill, M. L., Pardini, D. A., Meier, M. H. Prevalence and correlates of vaping cannabis in a sample of young adults. Psychol Addict Behav. 30 (8), 915-921 (2016).
  6. 2023–24 Departmental Plan: Health Canada. , https://www.canada.ca/en/health-canada/corporate/transparency/corporate-management-reporting/report-plans-priorities/2023-2024-departmental-plan.html (2023).
  7. Geweda, M. M., et al. Evaluation of dispensaries' cannabis flowers for accuracy of labeling of cannabinoids content. J Cannabis Res. 6 (1), 11(2024).
  8. Meehan-Atrash, J., Rahman, I. Cannabis Vaping: Existing and Emerging Modalities, Chemistry, and Pulmonary Toxicology. Chem Res Toxicol. 34 (10), 2169-2179 (2021).
  9. Van der Kooy, F., Pomahacova, B., Verpoorte, R. Cannabis smoke condensate I: the effect of different preparation methods on tetrahydrocannabinol levels. Inhal Toxicol. 20 (9), 801-804 (2008).
  10. Rosenberg, E. C., Patra, P. H., Whalley, B. J. Therapeutic effects of cannabinoids in animal models of seizures, epilepsy, epileptogenesis, and epilepsy-related neuroprotection. Epilepsy Behav. 70 (Pt B), 319-327 (2017).
  11. National Academies of Sciences, Engineering, and Medicine; Health and Medicine Division. The Health Effects of Cannabis and Cannabinoids: The Current State of Evidence and Recommendations for Research. , (2017).
  12. Been, T., et al. Chronic low-level JUUL aerosol exposure causes pulmonary immunologic, transcriptomic, and proteomic changes. Faseb J. 37 (2), e22732(2023).
  13. Been, T., et al. Differential impact of JUUL flavors on pulmonary immune modulation and oxidative stress responses in male and female mice. Arch Toxicol. 96 (6), 1783-1798 (2022).
  14. Caruana, V., et al. Chronic exposure to E-cigarette aerosols potentiates atherosclerosis in a sex-dependent manner. Toxicol Appl Pharmacol. 492, 117095(2024).
  15. Paoli, S., Eidelman, D. H., Mann, K. K., Baglole, C. Sex-specific alterations in pulmonary metabolic, xenobiotic and lipid signalling pathways after e-cigarette aerosol exposure during adolescence in mice. BMJ Open Respir Res. 11 (1), e002423(2024).
  16. Lamb, T., Muthumalage, T., Meehan-Atrash, J., Rahman, I. Nose-Only Exposure to Cherry- and Tobacco-Flavored E-Cigarettes Induced Lung Inflammation in Mice in a Sex-Dependent Manner. Toxics. 10 (8), 471(2022).
  17. Wang, J., et al. Protein thiol oxidation in the rat lung following e-cigarette exposure. Redox Biol. 37, 101758(2020).
  18. Gazarov, E. A., et al. Pharmacokinetics of delta-9-tetrahydrocannabinol following acute cannabis smoke exposure in mice; effects of sex, age, and strain. Front Pharmacol. 14, 1227220(2023).
  19. Haidar, Z., Traboulsi, H., Eidelman, D. H., Baglole, C. J. Differential inflammatory profile in the lungs of mice exposed to cannabis smoke with varying THC:CBD ratio. Arch Toxicol. 97 (7), 1963-1978 (2023).
  20. Behar, R. Z., Hua, M., Talbot, P. Puffing topography and nicotine intake of electronic cigarette users. PLoS One. 10 (2), e0117222(2015).
  21. Leavens, E. L. S., et al. electronic cigarette use patterns, other tobacco product use, and reasons for use among ever users: Results from a convenience sample. Addict Behav. 95, 178-183 (2019).
  22. Huestis, M. A. Human cannabinoid pharmacokinetics. Chem Biodivers. 4 (8), 1770-1804 (2007).
  23. Hložek, T., et al. Pharmacokinetic and behavioural profile of THC, CBD, and THC+CBD combination after pulmonary, oral, and subcutaneous administration in rats and confirmation of conversion in vivo of CBD to THC. Eur Neuropsychopharmacol. 27 (12), 1223-1237 (2017).
  24. Nasrin, S., Watson, C. J. W., Perez-Paramo, Y. X., Lazarus, P. Cannabinoid Metabolites as Inhibitors of Major Hepatic CYP450 Enzymes, with Implications for Cannabis-Drug Interactions. Drug Metab Dispos. 49 (12), 1070-1080 (2021).
  25. Hartman, R. L., et al. Controlled Cannabis Vaporizer Administration: Blood and Plasma Cannabinoids with and without Alcohol. Clin Chem. 61 (6), 850-869 (2015).
  26. Newmeyer, M. N., et al. Free and Glucuronide Whole Blood Cannabinoids' Pharmacokinetics after Controlled Smoked, Vaporized, and Oral Cannabis Administration in Frequent and Occasional Cannabis Users: Identification of Recent Cannabis Intake. Clin Chem. 62 (12), 1579-1592 (2016).
  27. Schwope, D. M., Karschner, E. L., Gorelick, D. A., Huestis, M. A. Identification of recent cannabis use: whole-blood and plasma free and glucuronidated cannabinoid pharmacokinetics following controlled smoked cannabis administration. Clin Chem. 57 (10), 1406-1414 (2011).
  28. Sharma, P., Murthy, P., Bharath, M. M. Chemistry, metabolism, and toxicology of cannabis: clinical implications. Iran J Psychiatry. 7 (4), 149-156 (2012).
  29. Metna-Laurent, M., Mondésir, M., Grel, A., Vallée, M., Piazza, P. V. Cannabinoid-Induced Tetrad in Mice. Curr Protoc Neurosci. 80, 9.59.1-9.59.10 (2017).
  30. Soo, J. C., Monaghan, K., Lee, T., Kashon, M., Harper, M. Air sampling filtration media: Collection efficiency for respirable size-selective sampling. Aerosol Sci Technol. 50 (1), 76-87 (2016).
  31. Tang, Z. J., et al. Cytotoxicity and toxicoproteomic analyses of human lung epithelial cells exposed to extracts of atmospheric particulate matters on PTFE filters using acetone and water. Ecotoxicol Environ Safety. 191, 110223(2020).
  32. Puah, P. Y., et al. Extractable impurities from fluoropolymer-based membrane filters - interference in high-throughput, untargeted analysis. RSC Adv. 9 (55), 31918-31927 (2019).
  33. Berrada-Gomez, M. P., Bui, B., Bondarenko, H., Ferret, P. J. Particle size distribution in the evaluation of the inhalation toxicity of cosmetic spray products. Reg Toxicol Pharmacol. 139, 105359(2023).
  34. Hammer, T., Gao, H., Pan, Z., Wang, J. Relationship between Aerosols Exposure and Lung Deposition Dose. Aerosol Air Quality Res. 20 (5), 1083-1093 (2020).
  35. Asgharian, B., et al. Computational modeling of nanoscale and microscale particle deposition, retention and dosimetry in the mouse respiratory tract. Inhal Toxicol. 26 (14), 829-842 (2014).
  36. Chou, L. T., et al. Particle size matters: Discrepancies in the health risks posed by traditional cigarettes and e-cigarettes in mice and humans. J Hazardous Mater Lett. 4, 100088(2023).
  37. Cheng, Y. S., et al. Exposing Animals to Oxidant Gases. Proc Am Thorac Society. 7 (4), 264-268 (2010).
  38. Chen, L. C., Lippmann, M. Inhalation Toxicology Methods: The Generation and Characterization of Exposure Atmospheres and Inhalational Exposures. Curr Protoc Toxicol. 63 (1), 24.24.21-24.24.23 (2015).
  39. Wong, B. A. Inhalation Exposure Systems: Design, Methods and Operation. Toxicologic Pathol. 35 (1), 3-14 (2007).
  40. Cousijn, J., et al. Grey matter alterations associated with cannabis use: results of a VBM study in heavy cannabis users and healthy controls. Neuroimage. 59 (4), 3845-3851 (2012).
  41. Filbey, F. M., Schacht, J. P., Myers, U. S., Chavez, R. S., Hutchison, K. E. Marijuana craving in the brain. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (31), 13016-13021 (2009).
  42. Sneider, J. T., Gruber, S. A., Rogowska, J., Silveri, M. M., Yurgelun-Todd, D. A. A preliminary study of functional brain activation among marijuana users during performance of a virtual water maze task. J Addict. 2013, 461029(2013).
  43. Gilman, J. M., et al. Cannabis use is quantitatively associated with nucleus accumbens and amygdala abnormalities in young adult recreational users. J Neurosci. 34 (16), 5529-5538 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Produkty z e papierosami z konopiamiprzedkliniczny model mysiekspozycja wy cznie przez nostopografia zaci gnidostarczanie THCwyniki behawioralnetest ELISAfizjologia p uc
Opracowanie przedklinicznego modelu inhalacji do testowania waporyzowanych destylatów z konopi indyjskich
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.