Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.
Artykuł metodologiczny
Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Model ortotopowego przeszczepu lewego płuca szczura jest niezbędnym narzędziem w badaniach nad przeszczepem płuc. Chociaż przeszczep płuc jest złożoną procedurą, jego złożoność znacznie się zmniejszyła dzięki wprowadzeniu techniki mankietowej. Większość chirurgów może opanować tę technikę po przeszkoleniu, ale jej zastosowanie jest ograniczone ze względu na długą krzywą uczenia się i niski wskaźnik przeżywalności modelu. Aby rozwiązać te problemy, proponujemy ulepszoną technikę o wysokiej powtarzalności, która obejmuje pobranie, modyfikację i implantację płuc dawcy. W porównaniu z poprzednimi metodami, nasze ulepszenia koncentrują się przede wszystkim na sekcji pobranych płuc dawcy, modyfikacji płuc dawcy i implantacji płuc dawcy. Modyfikacja ta upraszcza procedurę, zmniejsza trudność operacyjną i zwiększa powtarzalność. Dodatkowo skrócił się czas zimnego i ciepłego niedokrwienia podczas zabiegu, co jeszcze bardziej poprawiło wskaźnik powodzenia przeszczepu. Nasze badania stanowią bardziej wydajną i powtarzalną podstawę techniczną dla modelu przeszczepu płuc u szczurów, wspierając przyszłe badania nad przeszczepami płuc.
Wprowadzenie
Przeszczep płuc jest obecnie jedynym skutecznym sposobem leczenia schyłkowych chorób płuc, które w ostatnich latach szybko się rozwinęły. Obecnie na całym świecie przeprowadzono ponad 100 000 operacji przeszczepu płuc1, ale wskaźniki przeżycia po przeszczepie płuc wynoszą odpowiednio 54% i 32%2. W porównaniu z innymi przeszczepami narządów litych, wskaźnik przeżycia po przeszczepieniu płuc musi ulec poprawie3. Różne poważne powikłania po przeszczepieniu płuc są kluczowymi czynnikami wpływającymi na przeżywalność biorców, w tym pierwotna dysfunkcja przeszczepu, ostre odrzucenie, przewlekła dysfunkcja alloprzeszczepu płuc i zakażenie płuc 4,5. Model przeszczepu płuc szczurów jest cennym narzędziem do badania tych zagadnień, ale jego powszechne przyjęcie jest utrudnione przez trudności techniczne. Chociaż procedura została opisana przez kilka laboratoriów, wiąże się ze stromą krzywą uczenia się, wysokimi wskaźnikami powikłań pooperacyjnych i niskimi wskaźnikami przeżycia, co ogranicza jej dostępność dla badaczy.
W niniejszym badaniu przedstawiono ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu płuc zaprojektowaną w celu przezwyciężenia tych wyzwań. Nasza metoda opiera się na istniejących protokołach, ale wprowadza kluczowe udoskonalenia, w tym przygotowanie mankietu, rozwarstwienie struktury wnęki, stabilizację płuca dawcy i zoptymalizowane techniki zespolenia. Ulepszenia te umożliwiają wykonanie zabiegu przez jednego chirurga przy użyciu minimalnego sprzętu, zmniejszają trudność zespolenia, skracają czas zimnego i ciepłego niedokrwienia, a ostatecznie zwiększają wskaźnik sukcesu modelu. Podejście to ma na celu wspieranie bardziej solidnych i powtarzalnych badań podstawowych w dziedzinie przeszczepiania płuc.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Guangzhou Lai'an Technology Co., Ltd. (Zatwierdzenie nr G2024129). Eksperyment przeprowadzono na samcach szczurów rasy Lewis w wieku 6-8 tygodni i o wadze 250-300 g. Szczury były hodowane w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność (światło: 25 luksów) i miały swobodny dostęp do pożywienia i wody.
1. Przygotuj mankiety (Rysunek 1)
- Przygotuj cewniki i ostrza do podawania dożylnego 14 G i 16 G (Rysunek 1A).
- Przyciąć cewniki dożylne do mankietu z ogonem za pomocą sterylnego ostrza. Podziel każdy mankiet na tułów (o długości 2-3 mm) i ogon (o długości 2-3 mm) (Rysunek 1B).
- Utwórz powierzchowne zadrapania na korpusie mankietu, aby zwiększyć tarcie w celu zamocowania szwów.
UWAGA: Zachowaj mankiety 16 G dla zespoleń tętnicy płucnej (PA) i żyły płucnej (PV) oraz mankiety 14 G dla połączeń oskrzelowych (Br) (Rysunek 1C). Cewniki i ostrza są jednorazowymi sterylnymi narzędziami. Platforma operacyjna, na której przecięto kaniulę, sterylizowano promieniowaniem UV przez 30 min i trzykrotnie 75% alkoholem.
2. Pobranie płuc od dawcy (ryc. 2)
- Znieczulić szczura-dawcę poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu (80 mg/kg) i podać podskórne wstrzyknięcie meloksykamu (5 mg/kg) jako przedoperacyjne środki przeciwbólowe. Ułóż szczura na wznak na stole operacyjnym z uniesioną głową i opuszczonym ogonem oraz wyprostuj szyję.
- Cofnij język na zewnątrz i do góry, a następnie umieść lampę chirurgiczną przed szyją jako zlokalizowane źródło światła, aby uzyskać wyraźną wizualizację otworu krtaniowego (ryc. 2A).
- Wprowadzić kaniulę dożylną 14 G do dróg oddechowych przez głośnię.
- Ustaw wentylator w trybie sterowania ciśnieniem, wprowadź parametry masy, ustaw ciśnienie na 15 cmH2O i podłącz wentylator.
- Sprawdź, czy unoszenie się i opadanie klatki piersiowej jest zgodne z częstotliwością respiratora, aby upewnić się, że cewnik dożylny znajduje się w drogach oddechowych.
- Uszczypnij palce u nóg szczura, aby potwierdzić, że szczur wszedł w głęboką narkozę. Napraw kończyny i głowę, trzykrotnie zdezynfekuj klatkę piersiową i brzuch jodoforem i 75% alkoholem. Podnieś skórę brzucha pęsetą i nożyczkami przeciąć skórę z brzucha, klatki piersiowej i przedniej części szyi.
- Wykonaj nacięcie w linii środkowej, przetnij ścianę brzucha i wstrzyknij heparynę w dawce 1000 j.m./kg przez odsłoniętą żyłę jamy otrzewnej przez 3 minuty, aby zapewnić heparynizację ogólnoustrojową.
- Przetnij przeponę i wytnij jamę klatki piersiowej od środka mostka. Przymocuj ścianę klatki piersiowej po obu stronach za pomocą hemostatów. Usuń grasicę i całkowicie odsłonij strukturę anatomiczną narządów jamy klatki piersiowej.
- Przetnij kolejno żyłę główną górną, żyłę główną dolną oraz lewą i prawą małżowinę uszną. Wstrzyknąć zimną sól fizjologiczną za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml do korzenia PA powoli (~1 min) w celu perfuzji niskociśnieniowej, aż płuco dawcy całkowicie zmieni kolor na biały (ryc. 2B).
- Zacisnąć Br płuca dawcy za pomocą kleszczy hemostatycznych. Podnieś Br i odetnij tkanki połączone z płucem dawcy. Wyjąć serce i płuca dawcy en bloc i zanurzyć je we wstępnie schłodzonym roztworze soli fizjologicznej (ryc. 2C).
UWAGA: Zaciśnięcie Br, gdy płuco dawcy znajduje się w stanie wdechowym, może zapewnić, że pęcherzyki płuca dawcy nie zapadną się.
3. Modyfikacja płuc dawcy (ryc. 3)
- Umieść blok płuco-serce na lodzie pod mikroskopem. Chwyć tchawicę hemostatem i zabezpiecz ją plasteliną.
- Przykryj lewe i prawe płuco mokrym sterylnym papierem do soczewek, oddziel lewe i prawe płuco tak bardzo, jak to możliwe, i całkowicie odsłoń anatomiczną strukturę wnęki płucnej.
- Oddziel PA, Br i PV pod mikroskopem za pomocą kleszczy i podwiąż Br blisko płuca za pomocą szwów chirurgicznych 6-0 (ryc. 3A-C).
- Wyciągnij PA, Br i PV z mankietu wykonanego odpowiednio z mankietu do wgłębień żylnych 16 G, 14 G i 16 G. Przymocuj ścianki rurki do mankietu za pomocą 8-0 szwy chirurgiczne (ryc. 3D-F).
- Zmodyfikowane płuca dawcy należy przechowywać w roztworze soli fizjologicznej, umieścić na lodzie i czekać na implantację.
4. Implantacja płuca dawcy (ryc. 4)
- Znieczulić szczury biorcę wstrzyknięciem dootrzewnowym pentobarbitalu (70 mg/kg). Nałóż gałkę oczną szczura z maścią do oka i zaintubuj w ten sam sposób, co w krokach 2.1-2.3.
- Wykonać depilację lewej części klatki piersiowej biorcy, ułożyć biorcę w prawej bocznej pozycji odleżynowej na termostatycznym stole operacyjnym i trzykrotnie zdezynfekować pole operacyjne jodoforem i 75% alkoholem. Podawaj lidokainę jako środek znieczulający miejscowo przed wykonaniem nacięcia.
UWAGA: Ze względu na wąską przestrzeń operacyjną i cały zabieg wykonywany jest w pomieszczeniu wolnym od specjalnych patogenów, dlatego zwierzę nie jest udrapowane, ale nacięcie chirurgiczne jest w miarę możliwości przykryte sterylną gazą. - Wykonaj nacięcie przez skórę i ścianę klatki piersiowej w miejscu, w którym impuls wierzchołkowy jest najbardziej widoczny (w czwartej przestrzeni międzyżebrowej), aby dostać się do jamy klatki piersiowej.
- Użyj zwijacza powiek, aby otworzyć klatkę piersiową. Delikatnie odepchnij lewe płuco na bok wilgotnym wacikiem, aby odsłonić dolne więzadło płucne, a następnie ostro przeciąć więzadło.
- Chwyć lewe płuco kleszczami i wycofaj je na zewnątrz klatki piersiowej. Zabezpiecz wnękę płuca hemostatem i przymocuj ją do brzusznego nacięcia klatki piersiowej. Użyj plasteliny jako końcówki chirurgicznej, aby dodatkowo ustabilizować hemostat po stronie biorcy (ryc. 4A).
- Usuń tkankę wokół lewego płuca, wypreparuj wnękę płucną i oddziel PA, PV i Br.
- Zacisnąć proksymalne końce PA, Br i PV za pomocą zacisków naczyniowych (ryc. 4B).
- Użyj 8-0 szew chirurgiczny do wstępnego zawiązania PA, Br i PV biorcy, zapewniając szybkie zespolenie podczas implantacji płuca dawcy (ryc. 4C).
- Przytnij platformę na lewym płucu zaciśniętego biorcy, aby ułatwić umieszczenie płuca dawcy. Wykonaj małe nacięcie na dystalnym końcu PA, Br i PV biorcy (ryc. 4D).
- Przepłukać PA i PV heparynizowaną solą fizjologiczną, aby zapobiec tworzeniu się skrzepliny (rysunek 4E).
- Wyjmij płuco dawcy z lodu i umieść je na lewej platformie płucnej biorcy. Podnieś jedną stronę wyciętego otworu za pomocą kleszczy, a następnie wszczep kolejno mankiety PA, Br i PV do biorcy i podwiąż je (Rysunek 4F, G).
UWAGA: Sekwencję zespolenia należy wykonać w następujący sposób: najpierw zespolenie PA, następnie Br, a na końcu PV. - Otwórz mikroklips hemostatyczny i obserwuj, jak płuco dawcy stopniowo zmienia kolor z białego na czerwony. Sprawdź i upewnij się, że nie ma krwawienia w miejscu zespolenia (ryc. 4H).
- Usuń lewe płuco biorcy i przywróć płuco dawcy do jamy klatki piersiowej (ryc. 4I,J).
- Odpowiednio zwiększyć ciśnienie w respiratorze, aby zapewnić odpowiednią ekspansję pęcherzyków płucnych w płucu dawcy.
UWAGA: W trybie wentylacji sterowanej ciśnieniem ciśnienie nie powinno przekraczać 25 cmH2O. Podczas zabiegu parametry respiratora są dostosowywane w zależności od stanu biorcy. Jeśli biorca wykazuje oddychanie z zadyszką, sugeruje to obecność niedotlenienia i należy natychmiast odpowiednio dostosować parametry respiratora. - Wytrzyj klatkę piersiową do sucha sterylnym wacikiem, a następnie zamknij go warstwa po warstwie (Rysunek 4K).
- Poczekaj, aż biorca stopniowo odzyska spontaniczny oddech, a następnie odłącz respirator i obserwuj. Gdy częstość spontanicznych oddechów osiągnie około 100 razy na minutę, wyjmij rurkę dotchawiczą (ryc. 4L).
UWAGA: Oznaki wskazujące, że biorca jest gotowy do odłączenia od respiratora po odzyskaniu spontanicznego oddychania, obejmują ruch wąsów, ruch kończyn i nieregularną krzywą oddychania na wyświetlaczu respiratora. - Umieść biorców w indywidualnych klatkach ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody, utrzymując temperaturę na poziomie ~22 °C.
- Wstrzykiwać podskórnie meloksykam (5 mg/kg) biorcom przez 3 kolejne dni w celu złagodzenia bólu.
Wyniki
Zarejestrowaliśmy czas operacji każdego etapu w procesie przeszczepiania płuc u 30 szczurów. Czas przygotowania mankietu, pobrania płuc dawcy, zimnego i ciepłego niedokrwienia przedstawiono w Tabeli 1. Dzięki naszej ulepszonej metodzie, po wstępnym przeszkoleniu, wskaźnik powodzenia operacji transplantacyjnej osiągnął 100%. Technologia ta może stanowić wsparcie dla późniejszych badań nad powikłaniami po przeszczepie płuc. Korzystamy z tej technologii od ponad 2 lat. Poniższe rysunki pokazują nasz proces od wykonania mankietu (ryc. 1), ekstrakcji płuc dawcy (ryc. 2C), modyfikacji płuc dawcy (ryc. 3), do implantacji płuc dawcy (ryc. 4) i oceny wyników chirurgicznych (ryc. 5). Sześć miesięcy po przeszczepieniu syngenicznym przeprowadziliśmy tomografię komputerową (CT) i ocenę patologiczną biorców. Stwierdziliśmy, że wentylacja przeszczepionych płuc była dobra w obrazowaniu CT, podobnie jak w grupie operacji pozorowanej (tylko torakotomia bez przeszczepu płuc); nie stwierdzono istotnej różnicy w makroskopowym wyglądzie płuc ex vivo między grupą pozorowaną a autologicznym prawym płucem i nie stwierdzono żadnych oczywistych zmian patologicznych w wynikach barwienia hematoksyliną-eozyną (HE). Podsumowując, nasz ortotopowy przeszczep płuca lewego płuca u szczura zakończył się sukcesem, a dojrzałość tej technologii położyła podwaliny pod budowę innych modeli chorobowych po przeszczepieniu płuc.
Rysunek 1: Przygotowanie mankietu. (A) Różne rozmiary kaniul dożylnych i ostrzy do cięcia mankietów. (B) Powiększenie 5x. Przecinanie mankietu pod mikroskopem. Podziałka = 1 mm. (C) Mankiety dla PA (16 G), PV (16 G) i Br (14 G). Skróty: IV = dożylnie; PA = tętnica płucna; PV = żyła płucna; Br = oskrzela. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rycina 2: Pobranie płuc od dawcy. (A) Intubacja dotchawicza dawcy. (B) Perfuzja płuc dawcy. (C) Umieścić czyste, perfundowane płuco dawcy na lodzie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rycina 3: Modyfikacja płuc dawcy. (A) Uwolnić PA. (B) Uwolnij i podwiąż Br. (C) Uwolnij PV (DF) Przymocuj kolejno PA, Br i PV do mankietu. Wszystkie obrazy mikroskopowe zostały wykonane w powiększeniu 5x. Podziałka = 1 mm. Skróty: PA = tętnica płucna; PV = żyła płucna; Br = oskrzela. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rycina 4: Implantacja płuca dawcy. (A) Biorca został unieruchomiony na termostatycznym stole operacyjnym; ściana skrzyni była otwarta; a lewe płuco zostało cofnięte i umocowane na nacięciu. (B) Uwolnić i zablokować struktury wnękowe. (C) Wstępnie zawiązany węzeł chirurgiczny. (D) Wykonaj małe nacięcie na dystalnym końcu PA, Br i PV. (E) Przepłukać solą fizjologiczną podgrzaną heparyną. (F,G) Zespolenie PA, Br i PV w sekwencji. (H) Otwórz klips hemostatyczny, aby umożliwić wentylację i krążenie krwi. (I) Resekcja lewego płuca biorcy. (J) Przywrócić płuco dawcy do jamy klatki piersiowej. (K) Zamykanie skrzyni. (L) Oczekiwanie, aż odbiorca się obudzi. Wszystkie obrazy mikroskopowe zostały wykonane w powiększeniu 5x. Podziałka = 1 mm. Skróty: PA = tętnica płucna; PV = żyła płucna; Br = oskrzela. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
Rycina 5: Ocena po przeszczepie. Pozorowana grupa operacyjna przeszła torakotomię tylko bez przeszczepu. Tomografię komputerową i ocenę patologiczną próbek wykonano 6 miesięcy później. Grupa transplantacyjna otrzymała przeszczep syngeniczny i została poddana obrazowaniu CT oraz ocenie patologicznej 6 miesięcy później. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.
| procedura | Czas pracy (min) |
| Przygotowanie mankietu | 3.2±0.38 |
| Pobieranie płuc od dawcy | 9.85±0.60 |
| Zimne niedokrwienie | 29.96±2.77 |
| Ciepłe niedokrwienie | 12.62±2.35 |
Tabela 1: Czas działania każdej procedury. Przygotowanie mankietu: całkowity czas potrzebny na wykonanie trzech mankietów (w tym mankietów dla PA, PV i Br), Pobranie płuc dawcy: czas potrzebny do usunięcia płuca dawcy od dawcy. Niedokrwienie zimna: czas, przez jaki płuco dawcy jest utrzymywane na lodzie. Ciepłe niedokrwienie: czas od usunięcia płuca dawcy z lodu do reperfuzji. Skróty: PA = tętnica płucna; PV = żyła płucna; Br = oskrzela.
Dyskusja
Model przeszczepu płuc u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w dziedzinie badań podstawowych nad przeszczepianiem płuc. Może dobrze symulować patofizjologiczny proces przeszczepu płuc u ludzi. Szczury mają również zalety szybkiej reprodukcji i niskich kosztów. Mizuta i wsp.6 po raz pierwszy zastosowali technologię mankietów w 1989 roku, aby znacznie zmniejszyć trudność tego modelu. Jednak ze względu na złożoność operacji wielu badaczy wciąż się waha.
W procesie przygotowania mankietów większość badaczy wykonała mankiety o podobnych kształtach. Wu i wsp.7 wykonali wgłębienie w środku mankietu, aby zapobiec zsuwaniu się węzła podczas procesu zespolenia, ale potrzebowali dwóch osób do wykonania zespolenia, co niewątpliwie zwiększyłoby koszty siły roboczej i materiałów. Niektórzy badacze zmodyfikowali również ogon mankietu, aby był gładszy8, ale nie usunęli ogona mankietu przed wszczepieniem mankietu biorcy, co ułatwiło mankietowi skręcanie lub fałdowanie naczyń krwionośnych i dróg oddechowych u biorcy.
Jeśli chodzi o dobór rozmiaru mankietu, wcześniejsze badania sugerowały, że mankiet 18 G powinien być używany do PA, gdy waga biorcy jest mniejsza niż 270 g, a mankiet 16 G powinien być używany, gdy waga biorcy przekracza 270 g9. Niektórzy badacze jednolicie używają również mankietu18 G 7,10. Jeśli chodzi o modyfikację płuc dawcy, Tian i wsp.8 umieścili płuco dawcy w samodzielnie zaprojektowanym naczyniu hodowlanym, aby unieruchomić naczynia krwionośne płuc i Br, aby ułatwić ich utrwalenie na mankiecie. Jednak ta metoda wymaga specjalnego zacisku naczyniowego i nie ma przewagi w skracaniu czasu zimnego niedokrwienia płuca dawcy. W procesie zespolenia biorcy ostatnie badania wykazały metodę zespolenia wahadłowego8. Jednak ta metoda ma rygorystyczne wymagania dotyczące przyrządów i sprzętu. Początkujący często mają trudności ze zdobyciem kluczowego sprzętu i narażają się na długi czas zespolenia, a nawet rozerwanie naczyń krwionośnych z powodu dużego napięcia podczas procesu zespolenia.
Niektórzy badacze po raz pierwszy wykonują zespolenie PV podczas procesu zespolenia. Uważają oni, że zespolenie PV jest najtrudniejszym krokiem. Zespolenie PV najpierw może zapewnić, że płuco dawcy ma wystarczająco dużo miejsca, aby się poruszać. Ponieważ jednak PV jest twardszy niż Br i PA, prowadzi to do ryzyka odpadnięcia mankietu PV lub nawet rozerwania żyły podczas zespolenia Br i PA10. Niektórzy badacze próbowali zmniejszyć napięcie podczas zespolenia poprzez zastosowanie prawej pozycji półleżącej 8,11 lub pozycji leżącej. Jednak metoda wyściełania prawej klatki piersiowej zmieni kąt rurki dotchawiczej i zwiększy ciśnienie w drogach oddechowych7. Wyżej wymienieni badacze wprowadzili innowacje w produkcji mankietów, modyfikacji płuc dawcy i implantacji płuc dawcy. Chociaż model ten został udoskonalony przez wielu badaczy, nie był szeroko promowany i stosowany.
W naszym badaniu dokonaliśmy ulepszeń w produkcji mankietów, modyfikacji płuc dawcy i implantacji płuc dawcy w nadziei, że naukowcy będą mogli szybciej opanować ten model. Jako mankiet PA wybraliśmy kaniulę igłową żylną 16 G, ponieważ mankiet 16 G można łatwo zestopić z tętnicami o lepszej wytrzymałości, a w mankiecie jest wystarczająco dużo miejsca, aby zapewnić dobry przepływ krwi. Ponieważ mankiet 18 G jest znacznie mniejszy niż wewnętrzna średnica PA biorcy, nie sprzyja to płynnemu przepływowi krwi, a podczas procesu zespolenia mankiet jest zbyt mały i brakuje mu wystarczającego tarcia między ścianą PA biorcy, co zwiększa trudność zespolenia i łatwo powoduje zsuwanie się mankietu.
Jeśli chodzi o wybór rozmiaru mankietów Br i PV, większość badaczy ma stosunkowo spójną opinię. Warto zauważyć, że aby zminimalizować występowanie niedrożności zespolenia Br, wybrany mankiet Br powinien być jak największy. W leczeniu mankietu Hiroaki i wsp.6 wykonali pewne nacięcia na powierzchni mankietu, aby zwiększyć tarcie, a niektórzy badacze używali mankietów bez ogonów12,13. W naszym badaniu zastosowano mankiet z ogonem, aby ułatwić utrwalenie za pomocą kleszczy hemostatycznych. Po naprawieniu PA, Br i PV ogon został usunięty. Ta metoda może zaoszczędzić czas na mocowaniu PA, Br i PV na mankiecie i może zapobiec uszkodzeniom naczyń krwionośnych i płuc dawcy w wyniku ruchu ogona mankietu u biorcy po zespoleniu.
Podczas modyfikacji płuca dawcy złożona budowa anatomiczna wydłuża czas zimnego niedokrwienia płuca dawcy. W tym badaniu powierzchnię i spód płuca dawcy pokryto wstępnie przyciętym sterylnym papierem do soczewek, a płuco dawcy umieszczono na sterylnej naczyniu hodowlanym, a następnie umieszczono na lodzie w celu modyfikacji. Sterylny papier do soczewek pokrywający powierzchnię płuca dawcy był lekko nasączony wstępnie schłodzonym roztworem soli fizjologicznej. Zapewnia to nie tylko nawilżenie płuca dawcy i zapobiega uszkodzeniu płuca dawcy przez kleszcze, ale także zapewnia wystarczające tarcie do regulacji położenia lewego i prawego płuca podczas oddzielania struktury wnęki, tak aby w pełni odsłonić strukturę anatomiczną wnęki i szybko oddzielić PA, Br i PV od grzbietowej strony płuca dawcy. W poprzednich badaniach gazę umieszczono na powierzchni płuca dawcy 7,10,14. Ze względu na dużą szczelinę w środku gazy, płuco dawcy zostało łatwo uszkodzone przez kleszcze podczas procesu separacji, co ostatecznie doprowadziło do odmy opłucnowej. Nasza metoda może szybko uwolnić PA, Br, PV i inne struktury oraz skrócić czas zimnego niedokrwienia płuca dawcy.
Na etapie implantacji płuca dawcy zabezpieczenie lewego płuca biorcy w przedniej części klatki piersiowej jest bardziej zbliżone do budowy anatomicznej biorcy. Istotnie zmniejszyliśmy napięcie zespolenia między płucem dawcy a naczyniami krwionośnymi i oskrzelami biorcy, zmniejszając tym samym trudność operacji i ryzyko powikłań pooperacyjnych. Dodatkowo tylna przestrzeń piersiowa jest stosunkowo większa, co ułatwia manipulowanie narzędziami chirurgicznymi i zagnieżdżenie się płuca dawcy. Natomiast większość wcześniejszych badań ustaliła lewe płuco biorcy po stronie grzbietowej 7,8,12. Takie podejście generuje większe napięcie podczas procesu zespolenia, zwiększając trudność operacji i ryzyko powikłań pooperacyjnych. Ponadto ograniczona przestrzeń operacyjna w przedniej części klatki piersiowej może ograniczać elastyczność narzędzi chirurgicznych.
Wreszcie, takie podejście wymaga rozległej retrakcji płuca biorcy, co może zwiększyć ryzyko urazów mechanicznych. Dodatkowo zabezpieczyliśmy lewe płuco biorcy przed zespoleniem i przycięliśmy na nim platformę. Ułatwiło to lepsze umiejscowienie płuca dawcy i dostosowanie jego położenia podczas zespolenia. W poprzednich badaniach kikut płuca biorcy został całkowicie usunięty przed zespoleniem, a PA, PV i Br zostały zaciśnięte za pomocą narzędzi do mocowania15, co mogło łatwo spowodować rozerwanie naczyń. Przed zespoleniem należy użyć heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej do irygacji naczyń krwionośnych w celu usunięcia skrzepów krwi i zapobiegania powikłaniom zakrzepowo-zatorowym. Zostało to odnotowane w wielu wcześniejszych badaniach 7,10,16. Jednak wielu badaczy nie zwróciło uwagi na fakt, że pęcherzyki powietrza mogą zostać łatwo wprowadzone podczas procesu zespolenia, prowadząc do zatorowości powietrznej. W naszym zabiegu używamy cienkiego bawełnianego wacika do usuwania większych pęcherzyków powietrza z naczyń krwionośnych biorcy i mankietu dawcy, skutecznie zapobiegając zatorowości powietrznej. Mniejsze pęcherzyki mogą się wchłonąć i nie powodują większych problemów.
W procedurze zespolenia najpierw adresowana jest tętnica płucna (PA), następnie oskrzela (Br), a kończąc na żyle płucnej. To sekwencyjne podejście jest strategicznie przyjęte ze względu na doskonałą elastyczność PA, co minimalizuje ryzyko uszkodzenia naczyń krwionośnych lub przemieszczenia mankietu spowodowanego nadmiernym napięciem podczas późniejszego zespolenia żylnego. Zespolenie pierwotne PV lub Br może predysponować do rozerwania naczyń krwionośnych lub oskrzeli, a także migracji mankietu z powodu powikłań związanych z napięciem. Dzięki systematycznym protokołom szkoleniowym i powtarzalnym ćwiczeniom, ta zoptymalizowana sekwencja wykazała znaczące korzyści w zmniejszaniu złożoności technicznej i zwiększaniu wskaźników sukcesu operacyjnego. Warto zauważyć, że nasze podejście osiągnęło 100% wskaźnik skuteczności zespolenia, przewyższając wyniki zgłoszone w porównywalnych badaniach. Podczas zabiegu implantacji operator musi jedynie cofnąć krawędź nacięcia jedną ręką, włożyć mankiet dawcy w światło biorcy i zabezpieczyć go za pomocą jednoręcznego węzła. Ta technika, która umożliwia mocowanie i wiązanie węzłów jedną ręką, znacznie zmniejsza wymagania dotyczące personelu i zwiększa wydajność chirurgiczną. W ten sposób nasze badanie udoskonaliło metodę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczura, skróciło czas i trudność operacji chirurgicznej oraz poprawiło powtarzalność tego modelu.
Oświadczenia
Praca ta była wspierana przez Chińską Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (grant nr 82470103), Specjalny grant badawczy Fundacji Medycznej Wu Jieping (nr 320.6750.2025-01-1), Chińskie Stowarzyszenie Edukacji Medycznej (grant nr . ZJWYH-2023-YIZHI-003), projekt badawczy z zakresu epidemiologii klinicznej Państwowego Kluczowego Laboratorium Chorób Układu Oddechowego (nr grantu. SKLRD-L-202504), Projekt Technologii Charakterystyki Klinicznej Kantonu (Grant nr 2023C-TS10) oraz Główny Projekt Badań Klinicznych w ramach Programu Zwiększania Potencjału Badawczego Uniwersytetu Medycznego w Kantonie (Grant nr 2023C-TS10) oraz Główny Projekt Badań Klinicznych Uniwersytetu Medycznego w Kantonie (Grant nr 2023C-TS10). GMUCR2024-01007).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% sól fizjologiczna | Życiorys nadziei | HBPP008-100 | |
| Sterylna szalka Petriego 10 cm | Beckman | Plastikowa szalka Petriego 10 cm | |
| 16 G przewód prowadzący do intubacji tchawicy | Wega | - | |
| Kleszczyki Dumont #7-zakrzywione/11,5 cm | F.S.T | 11271-30 | |
| Nożyczki do oczu 10 cm proste ostre | Jingzhong powiedział: | Y00030 powiedział: | |
| Kleszcze hemostatyczne (zakrzywione z pełnymi zębami) | Jingzhong powiedział: | Zobacz materiał J31180 | |
| Heparyna roztwór sodowy | Leagene (Leagene) | Czynnik R10119 | |
| Igła Introcan 14 G Igła motylkowa | B.Braun | 4254210B | |
| Igła Introcan 16 G Igła motylkowa | B.Braun | 4254171B | |
| Lampa LED z podwójnym włóknem źródła zimnego światła | RWD | 76312 | |
| Papier do czyszczenia soczewek | Kimberly | 34155 | |
| Szczury Lewisa | Guangzhou Dean Gene Technology Co., LTD. (Guangzhou, Chiny) | ||
| Waciki medyczne | Zwycięzca/Wenjian | 10 cm x 50 sztuk | |
| Uchwyt na igłę medyczną | Szczep Chenghe | - | |
| Sterylna strzykawka medyczna | Zwycięzca/Wenjian | Pojemność 20ml | |
| Nożyczki chirurgiczne medyczne 12,5 cm proste ostre | Pulun powiedział: | Zobacz materiał PL1251 | |
| Taśma medyczna | Wenxian powiedział: | 1527 | |
| Kleszcze do tkanek medycznych | RWD | Zobacz materiał J30607 | |
| Medyczny tytanowy zwijacz powiek | Youdikang powiedział: | - | |
| Mikro zakrzywione kleszcze | Jingzhong powiedział: | JzCrWA3050 0,3/140 mm | |
| Kleszczyki hemostatyczne mikronaczyniowe 12,5 cm zakrzywione | Jinzhong powiedział: | Zobacz materiał W40350 | |
| Kleszczyki hemostatyczne mikronaczyniowe 12,5 cm proste | Jinzhong powiedział: | Zobacz materiał W40340 | |
| Mikrotomografia komputerowa | Szeń-szeń | Zobacz materiał SNC-100 | |
| Miniaturowe klipsy naczyniowe | F.S.T | 18055-06 | |
| Wielokanałowa maszyna do znieczulania małych zwierząt | RWD | Czynnik R550 | |
| Zestaw do koagulacji neurochirurgicznej, zestaw do koagulacji | F.S.T | 18010-00 | |
| Pentobarbital sodowy | Sigma | Zobacz materiał P3761 powiedział: | |
| Spiczaste waciki bawełniane | Inny | 1000 sztuk | |
| Platforma do intubacji szczurów/myszy | Puxin powiedział: | - | |
| System kąpieli wodnej dla szczurów/myszy (śródoperacyjny) 10-65 ° C regulator temperatury, 310 x 290 MM, 220 V | Huayang powiedział: | 36-0041 | |
| Medyczne kleszcze mikroskopijne Shanghai Golden Bell Mikroskopijne kleszcze drobnoziarniste proste narzędzia chirurgiczne do zginania mikrodłoni Instrumenty mikroskopowe | Jingzhong powiedział: | WA1020 powiedział: | |
| Shanghai Pudong Jinhuan Medyczne wchłanialne szwy chirurgiczne Sterylne szwy z podnośnikami implantacyjnymi igłowymi (4-0) | Szanghaj Pudong Jinhuan | 473445 | |
| Wentylatory dla małych zwierząt | Naukowy Kent | RoVent Jr | |
| System izolacji kąpieli wodnych dla małych zwierząt | CICHO | TG-TP-BL | |
| Nożyczki sprężynowe (duże) | Jing Zhong | JzCrWA1020 powiedział: | |
| Medyczne kleszczyki do komarów ze stali nierdzewnej | Jiate powiedział: | LZ1021 | |
| Stalowa rękojeść płaska zakrzywiona, nieząbkowana, 0,3 zęba | Zhenbang (medyczny) | Ząbkowany z hakiem/platformą do wiązania | |
| Rękojeść stalowa płaska prosta nieząbkowana 0,3 zęba | Zhenbang (medyczny) | Ząbkowany z hakiem/platformą do wiązania | |
| Sterylne waciki | Dzielnica Boshengtianai | Mały rozmiar | |
| Sterylna gaza | Hisern | 6 cm x 8 cm | |
| Szew z igłą | Lingqiao powiedział: | 8-0 | |
| Szew z igłą | Lingqiao powiedział: | 6-0 | |
| Pęseta Dumont #5 Kleszcze, Prosta | F.S.T | 11254-20 | |
| Ultralekka glina | Bokee (bokee) | CQNT-24 powiedział: | |
| Uchwyt zacisku naczyniowego | RWD | Przekaźnik R34001-14 |
Bibliografia
- Perch, M., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-ninth adult lung transplantation report-2022; focus on lung transplant recipients with chronic obstructive pulmonary disease. J Heart Lung Transplant. 41 (10), 1335-1347 (2022).
- Kulkarni, H. S., et al. Bronchiolitis obliterans syndrome-free survival after lung transplantation: An International Society for Heart and Lung Transplantation Thoracic Transplant Registry analysis. J Heart Lung Transplant. 38 (1), 5-16 (2019).
- Bos, S., Vos, R., Van Raemdonck, D. E., Verleden, G. M. Survival in adult lung transplantation: where are we in 2020. Curr Opin Organ Transplant. 25 (3), 268-273 (2020).
- Hu, C. X., et al. Lung transplantation in China between 2015 and 2018. Chin Med J (Engl). 132 (23), 2783-2789 (2019).
- Khush, K. K., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-sixth adult heart transplantation report - 2019; focus theme: Donor and recipient size match. J Heart Lung Transplant. 38 (10), 1056-1066 (2019).
- Goto, T., et al. Simplified rat lung transplantation using a new cuff technique. Ann Thorac Surg. 93 (6), 2078-2080 (2012).
- Li, J., et al. A modified orthotopic left lung transplantation model in rats. Heliyon. 10 (10), e30728(2024).
- Tian, D., Shiiya, H., Sato, M., Nakajima, J. Rat lung transplantation model: modifications of the cuff technique. Ann Transl Med. 8 (6), 407(2020).
- Lee, Y. G., et al. A rat lung transplantation model of warm ischemia/reperfusion injury: Optimizations to improve outcomes. J Vis Exp. (176), e62455(2021).
- Rajab, T. K. Techniques for lung transplantation in the rat. Exp Lung Res. 45 (9-10), 267-274 (2019).
- Zhao, J., Tian, D., Yang, X., Liu, M., Chen, J. Anterior hilum anastomosis versus posterior hilum anastomosis in a mouse lung transplantation model. JTCVS Tech. 14, 159-165 (2022).
- Guo, H., et al. Improvements of surgical techniques in a rat model of an orthotopic single lung transplant. Eur J Med Res. 18 (1), 1(2013).
- Zhai, W., et al. Simplified rat lung transplantation by using a modified cuff technique. J Invest Surg. 21 (1), 33-37 (2008).
- Gao, P., et al. Improvement of surgical techniques for orthotopic single lung transplantation in rats. Ann Transl Med. 10 (12), 673(2022).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nat Protoc. 4 (1), 86-93 (2009).
- Kubisa, B., Schmid, R. A., Grodzki, T. Model of single left rat lung transplantation. Relation between surgical experience and outcomes. Rocz Akad Med Bialymst. 48, 70-73 (2003).
Przedruki i uprawnienia
