Artykuł metodologiczny

Pomiar siły w czasie rzeczywistym między kropelkami emulsji podczas rozpadu enzymatycznego

DOI:

10.3791/68182

⸱

27 czerwca 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Quantum Precision Measurement, College of Physics, Zhejiang University of Technology, 2College of Optical and Electronic Technology, China Jiliang University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wykorzystuje pęsetę optyczną z podwójną pułapką do pomiaru sił między kroplami w czasie rzeczywistym podczas enzymatycznego trawienia emulsji. Ułatwia badanie stabilności emulsji i dynamiki kropel, co ma zastosowanie w naukach o żywności i farmaceutykach.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wprowadza unikalną metodologię badania stabilności emulsji i dynamicznego rozpadu kropelek emulsji podczas trawienia enzymatycznego za pomocą pęsety optycznej z podwójną pułapką. Proces ten polega na przygotowaniu emulsji, wprowadzeniu enzymu i skonfigurowaniu systemu pomiaru siły w celu monitorowania sił między kroplami w czasie rzeczywistym. Dzięki zastosowaniu pęsety optycznej z podwójną pułapką, metoda umożliwia precyzyjną manipulację i obserwację kropelek emulsji, ułatwiając pomiar sił między kroplami podczas rozpadu enzymatycznego. Ta eksperymentalna technika oferuje istotny wgląd w interakcje i stabilność emulsji podczas trawienia, ze szczególnym znaczeniem dla badań w dziedzinie nauk o żywności, farmaceutykach i innych gałęziach przemysłu związanych z emulsjami organicznymi. Metodę można dostosować i zastosować do różnych konfiguracji pęsety optycznej i różnych rodzajów emulsji lub enzymów, służąc jako wszechstronne narzędzie do badania właściwości mechanicznych i procesów rozpadu w wielu dziedzinach. Co więcej, to wizualne podejście zapewnia przewagę w postaci monitorowania dynamiki siły w czasie rzeczywistym, otwierając nowe możliwości badania zachowania emulsji w różnych zastosowaniach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Emulsje to niejednorodne systemy składające się z dwóch niemieszających się cieczy, gdzie jedna ciecz jest rozproszona jako kropelki w drugiej. Systemy te są wszechobecne w różnych branżach, w tym spożywczej, farmaceutycznej1, kosmetycznej i petrochemicznej. Stabilność i funkcjonalność emulsji są krytycznie zależne od interakcji między kropelkami, na które mogą wpływać różne czynniki, takie jak chemia powierzchni, warunki środowiskowe i obecność enzymów2.

W wielu zastosowaniach, szczególnie w nauce o żywności i dostarczaniu leków, emulsje są wystawione na działanie środowisk enzymatycznych3,4. Na przykład w ludzkim układzie pokarmowym spożyte pokarmy i leki na bazie emulsji napotykają różne enzymy, które mogą zmieniać ich strukturę i funkcję. Zrozumienie dynamiki interakcji kropelkowych podczas trawienia enzymatycznego ma kluczowe znaczenie dla projektowania stabilnych i skutecznych produktów na bazie emulsji5,6.

Tradycyjne metody badania stabilności emulsji2,7, takie jak rozpraszanie światła lub pomiary reologiczne, dostarczają cennych informacji objętościowych, ale nie mogą bezpośrednio obserwować i określać ilościowo interakcji między poszczególnymi kropelkami8. To ograniczenie utrudnia zrozumienie procesów zachodzących w mikroskali podczas trawienia enzymatycznego emulsji.

Pęsety optyczne stały się potężnym narzędziem do manipulowania mikroskopijnymi obiektami i mierzenia sił w skali mikro- i nano9. Wykorzystując pęd światła, pęseta optyczna może wychwytywać i przesuwać pojedyncze kropelki z wyjątkową precyzją. Ta zdolność otwiera nowe możliwości badania interakcji kropelka-kropelka w złożonych środowiskach10,11.

Ten protokół prezentuje unikalną metodę, która łączy podwójną pęsetę optyczną z pomiarami siły w czasie rzeczywistym w celu zbadania interakcji między kropelkami emulsji podczas trawienia enzymatycznego. Jako reprezentatywny przykład metody przedstawiono przy użyciu układu emulsji złożonego z oleju rzepakowego lub jednej kropelki tłuszczu stabilizowanej białkiem serwatkowym, poddawanej trawieniu przez trypsynę. Ten system modelowy jest szczególnie istotny dla nauki o żywności i żywieniu, ponieważ naśladuje popularne emulsje pokarmowe i ich zachowanie w przewodzie pokarmowym12.

Podejście pozwala na bezpośrednią obserwację i kwantyfikację sił pomiędzy poszczególnymi kropelkami podczas ich rozkładu enzymatycznego, dostarczając bezprecedensowego wglądu w dynamikę stabilności emulsji w warunkach trawiennych. Metoda wykorzystuje system pęsety optycznej, najnowocześniejszą konfigurację pęsety optycznej z podwójną pułapką, do manipulowania kropelkami emulsji i mierzenia sił między kroplami z dużą precyzją13.

Ta eksperymentalna technika wypełnia lukę między badaniami emulsji masowych a badaniami na poziomie molekularnym, oferując unikalną perspektywę na zachowanie emulsji podczas trawienia enzymatycznego. Spostrzeżenia uzyskane dzięki tej metodzie mają daleko idące implikacje dla różnych dziedzin, w tym inżynierii żywności, preparatów farmaceutycznych i podstawowej nauki o koloidach. Chociaż jako przykład posłużono się specyficznym układem olej-białko-enzym, przedstawiona tutaj metodologia może być zaadaptowana do badania szerokiej gamy organicznych systemów emulsyjnych i enzymów trawiennych w różnych gałęziach przemysłu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 ilustruje schemat zatrzymywania kropel pęsetą optyczną z podwójną pułapką. Odczynniki i sprzęt używany w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie dyspersji białek serwatkowych

  1. Przygotuj 5% (w/v) dyspersję białek serwatkowych w wodzie dejonizowanej.
    1. Za pomocą wagi elektronicznej dokładnie zważ 2,5 g białka serwatkowego w proszku.
    2. Za pomocą cylindra z podziałką odmierz 47,5 ml wody dejonizowanej.
  2. Połącz składniki.
    1. Przenieś zważone białko w proszku i odmierzoną wodę do zlewki.
    2. Dodaj magnetyczny pręt mieszający do zlewki.
  3. Zamknij zlewkę.
    1. Przykryj zlewkę folią uszczelniającą, aby zapobiec parowaniu i zanieczyszczeniu.
  4. Wymieszaj dyspersję.
    1. Umieść zlewkę na mieszadle magnetycznym. Ustaw prędkość mieszania na 1500 obr./min (Rysunek 2A), aż białko w proszku całkowicie się rozpuści, a roztwór zostanie równomiernie zdyspergowany.
  5. Uwodnij białko
    1. Aby zapewnić całkowite uwodnienie białka serwatkowego i zminimalizować pienienie, należy przygotować dyspersję na jeden dzień przed przygotowaniem emulsji.
    2. Pozostaw 5% dyspersję białka serwatkowego do wymieszania przez noc w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Upewnij się, że wszystkie szklane naczynia i przybory kuchenne są czyste i wolne od zanieczyszczeń, aby uniknąć wpływu na dyspersję białek.
      UWAGA: Etap nawodnienia przez noc ma kluczowe znaczenie dla optymalnej funkcjonalności białka i stabilności emulsji. Pominięcie tego kroku może spowodować zmniejszenie wydajności emulgowania. W tej części protokołu przedstawiono początkowe etapy przygotowania dyspersji białka serwatkowego, która zostanie wykorzystana do stabilizacji kropelek oleju rzepakowego w kolejnym przygotowaniu emulsji. Następujące kroki zazwyczaj obejmują przygotowanie emulsji typu olej w wodzie, przygotowanie eksperymentu z pęsetą optyczną i wprowadzenie trypsyny do badań trawienia.

2. Przygotowanie emulsji typu olej w wodzie

  1. Zoptymalizuj recepturę.
    1. Przygotuj emulsję, mieszając 15% oleju z 85% objętościowo roztworu białka, aby uzyskać stosunek masy białka do lipidów wynoszący 0,3.
  2. Przygotuj fazę lipidową.
    1. Olej rzepakowy jest płynny w temperaturze pokojowej. Dodaj 30 ml oleju rzepakowego do probówki wirówkowej do późniejszego wykorzystania.
    2. Tłuszcz mleczny jest stały w temperaturze pokojowej. Weź około pięciu miarek tłuszczu mlecznego i umieść je w probówce wirówkowej.
    3. Umieścić probówkę w zlewce i dodać do niej około 40 ml wody dejonizowanej.
    4. Użyj cyfrowej płyty grzewczej, aby podgrzać zlewkę do 42 °C i utrzymuj tę temperaturę przez 30 minut, aby zapewnić całkowite stopienie (Rysunek 2B).
      UWAGA: Temperatura topnienia tłuszczu mlecznego wynosi około 30 °C do 40 °C. Temperatura laboratoryjna jest utrzymywana na poziomie 26 °C. Stopiony tłuszcz mleczny może pozostawać płynny przez pewien czas, ale stopniowo zestala się w temperaturze pokojowej, jeśli zostanie pozostawiony w pozycji odstawionej.
  3. Połącz składniki.
    1. Do probówki wirówkowej o pojemności 5 ml dodaj 0,6 ml oleju (oleju rzepakowego lub stopionego tłuszczu mlecznego) i 3,4 ml przygotowanego roztworu białka serwatkowego.
  4. Homogenizować emulsję.
    1. Użyj mieszalnika szybkotnącego (HSM). Ustaw prędkość na 25 000 obr./min i mieszaj przez 5 minut (Rysunek 2C).
    2. Opcjonalnie przepuścić gruboziarnistą emulsję przez homogenizator wysokociśnieniowy. Typowe warunki: 2-3 przejścia przy ciśnieniu 500-1000 bar.
  5. Rozcieńczyć emulsję.
    1. Przygotować emulsję w rozcieńczeniu 1:1000. Odmierzyć 4 μl oryginalnej emulsji za pomocą pipety. Dodaj to do 3996 μl wody dejonizowanej. Dokładnie wymieszać, aby zapewnić równomierne rozcieńczenie.

3. Wstępna konfiguracja pęsety optycznej

  1. Przygotować i oczyścić mikroprzepływowe komory przepływowe (patrz Tabela materiałów).
    UWAGA: Urządzenie wyposażone jest w sześć kanałów mikroprzepływowych. W tym eksperymencie użyto jednego kanału - użyto tylko skrajnego lewego kanału w Rysunek 3B.
    1. Aby przygotować kanał mikroprzepływowy, wyczyść wszystkie niezbędne urządzenia i kanały przepływowe. Dokładnie spłucz wszystkie urządzenia wodą dejonizowaną, aby upewnić się, że nie pozostały żadne pozostałości.
    2. Aby wyczyścić, przepłucz wymagany kanał etanolem. Ustaw natężenie przepływu na 1,0 bar i przepłucz etanolem. Na 1 godzinę przed eksperymentem przepłukać albuminę surowicy bydlęcej (BSA) do komory przepływowej. BSA tworzy warstwę "blokującą" na powierzchniach w celu zmniejszenia niespecyficznej adsorpcji kropelek emulsji lub innych biomolekuł.
  2. Wlej przygotowaną emulsję do kanału doświadczalnego.
  3. Przygotuj instrument przed eksperymentem.
    1. Otwórz pęsetę optyczną.
    2. Dodaj około 70 μl wody dejonizowanej do dolnej soczewki obiektywu.
    3. Włożyć komorę na próbkę, aż usłyszysz "kliknięcie".
    4. Umieść kroplę olejku immersyjnego na górze komory próbki (Rysunek 3C).
    5. Delikatnie opuść soczewkę skraplacza, aż lekko dotknie górnej powierzchni komory próbki.
    6. Zamknij pęsetę optyczną przed włączeniem lasera. Laser pracuje w odległości fali 1064 nm.
  4. Zlokalizuj płaszczyznę Z i dostosuj ścieżkę optyczną.
    1. Włącz laser i ustaw moc na 100%.
    2. Wyreguluj dolne pokrętło (Rysunek 3A) na systemie pęsety optycznej, aby zlokalizować plamkę lasera. Przesuwając się od dołu do góry (regulacja zgodnie z ruchem wskazówek zegara), obserwuj plamki lasera trzy razy. Ustaw płaszczyznę Z między drugim a trzecim zestawem plamek laserowych.
      UWAGA: Trzy zestawy plamek laserowych pojawiają się, gdy laser jest skupiony na dolnej powierzchni celi przepływowej, górnej powierzchni dolnego szkiełka nakrywkowego i dolnej powierzchni górnego szkiełka podstawowego. Laser powinien być skupiony między górną powierzchnią szkiełka nakrywkowego a dolną powierzchnią szkiełka podstawowego.
    3. Zmniejsz moc lasera do 30%.
    4. Sprawdź, czy na ekranie pojawia się od 7 do 11 prążków interferencyjnych (Rysunek 3E). Jeśli liczba jest zbyt wysoka lub zbyt niska, wyreguluj dolne pokrętło.
      UWAGA: Liczba prążków interferencyjnych odzwierciedla optymalizację odstępów między skraplaczem a komorą przepływową. W zakresie od 7 do 11 prążków kondensator skutecznie wychwytuje wystarczającą ilość światła, aby zapewnić dobry stosunek sygnału do szumu dla mierzonych sygnałów, takich jak odpowiedź mechaniczna. Odstęp ten utrzymuje również bezpieczną odległość, aby uniknąć kontaktu soczewki z komórką przepływową i zmniejszyć rozpraszanie ścieżki optycznej lub zakłócenia odbicia.
  5. Dostosuj kanały przepływu. Zamknij niepotrzebne kanały i upewnij się, że otwarty jest tylko wymagany kanał eksperymentalny.
  6. Ustaw moc lasera. Zwykle ustaw laser na 100%, aby wychwytywać kropelki, ale dostosuj do wymaganej intensywności dla określonych warunków eksperymentalnych.
  7. Skonfiguruj magazyn danych. Skonfiguruj katalog zapisywania plików, aby zapewnić natychmiastowe pobieranie danych eksperymentalnych.

4. Pomiar krzywej siła-odległość dla emulsji

  1. Ustaw natężenie przepływu na 0,5 bara. Kropelki powinny być widoczne na ekranie przez około 5 sekund. Następnie zatrzymaj przepływ, wybierając opcję Podciśnienie i zamknij zawór kanału.
  2. Uchwyć kropelki.
    1. Użyj joysticka, aby przechwycić dwie kropelki o podobnej wielkości w kanale. Schemat pomyślnie przechwyconych kropel jest pokazany w Rysunek 4.
    2. Dostosuj odległość między dwiema kroplami do około 10 μm. Jeśli utworzy się linka, zaobserwuje się zauważalną zmianę siły.
    3. Ustal położenie x i y prawej pułapki optycznej oraz położenie y lewej pułapki optycznej. Zaznacz dwie kropelki odpowiednio w kolorze magenta i zielonym polu.
  3. Zmierz gęstość widmową mocy (PSD).
    1. Przejdź do menu Kalibracja.
    2. Na lewym ekranie wybierz pozycję Zmierz. Jeśli poziom hałasu jest nadmierny, powtarzaj pomiar aż do uzyskania zadowalających wyników.
    3. Wybierz opcję Zastosuj, aby potwierdzić kalibrację.
  4. Wyczyść oryginalne dane i zmierz siłę-odległość.
    1. Na tym etapie joystick powinien sterować tylko lewą pułapką optyczną. Powoli przesuwaj lewą pułapkę w kierunku prawej kropli ze stałą prędkością (1,0 μm/s), aż odległość osiągnie zero. Ta procedura daje wymaganą krzywą siła-odległość.
  5. Wybierz dane i zapisz.
    1. Użyj lewego przycisku myszy, aby wybrać interesujący nas przedział danych, zaczynając od separacji kropel 10 μm do 0 μm. Przy odległości 0 μm mierzona siła zwykle osiąga wartość maksymalną.
  6. Zapisz wybrane dane.
    1. Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby zapisać wybrany segment danych w początkowym katalogu folderów.

5. Przygotowanie roztworu buforowego Tris i roztworu trypsyny

  1. Przygotować roztwór buforowy Tris o następującym składzie: 11,860 g/l zasady Tris, 0,735 g/l dwuwodnego chlorku wapnia (CaCl2·2H2O) i 8,766 g/l chlorku sodu (NaCl). Dostosuj końcową objętość do 100 ml. Dostosuj pH początkowo do około 8,4 za pomocą kwasu solnego (HCl) i potwierdź końcowe pH za pomocą pasków testowych pH.
  2. Przygotować roztwór trypsyny, rozpuszczając 100 mg trypsyny w stosunku 1:250 (pochodzącej z trzustki świni) w 1000 ml buforu Tris. Mieszać mieszaninę mieszadłem magnetycznym w temperaturze 4 °C i prędkości 500 obr./min przez 15 min. Następnie odwirować roztwór w temperaturze 4 °C przez 15 minut.

6. Działanie trypsyny i dynamiczny schemat wykrywania

  1. Dodaj roztwór trypsyny do emulsji.
    1. Za pomocą pipety o zakresie od 0,5 μl do 10 μl pobrać 4 μl roztworu trypsyny i ostrożnie dodać go do przygotowanej emulsji o pojemności 4 ml.
  2. Wykonuj dynamiczne monitorowanie w czasie rzeczywistym.
    1. Po dodaniu roztworu trypsyny należy dynamicznie monitorować emulsje za pomocą technologii pęsety optycznej. Pomiary wykonuje się co 10 minut, przy czym pierwszy pomiar przeprowadza się 10 minut po dodaniu roztworu trypsyny.

7. Przetwarzanie danych

  1. Uzyskaj dane eksperymentalne w formacie .h5 i wykonaj wymaganą konwersję formatu przy użyciu środowiska przetwarzania danych w celu utworzenia plików danych tabelarycznych. Przekonwertowane pliki składają się z dwóch sekcji, rejestrujących odpowiednio dane dotyczące siły i odległości.
  2. Dopasuj dane z tych dwóch sekcji za pomocą technik dopasowywania krzywych i wizualnie wykreśl wynikowe dopasowane krzywe do dalszej analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu, emulsje zawierające olej rzepakowy i białko serwatkowe oraz tłuszcz mleczny i białko serwatkowe były analizowane za pomocą pęsety optycznej. Po pierwsze, zmierzono zależność siła-odległość między dwiema emulsjami w celu ustalenia danych wyjściowych (Rysunek 5A-F). Następnie do każdej emulsji dodawano trypsynę, a stosunek siły do odległości mierzono ponownie co 10 minut.

Rysunek 5 pokazuje...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podstawowa innowacja tej metodologii polega na zsynchronizowanym działaniu podwójnych pułapek optycznych i technologii monitorowania mechanicznego w czasie rzeczywistym (ilustracja 3A), umożliwiającej bardzo precyzyjną analizę dynamiczną na poziomie pojedynczej kropli. Dzięki niezależnemu uwięzieniu dwóch kropel za pomocą podwójnej pęsety optycznej i precyzyjnej regulacji ich separacji z początkową odległością 10 μm (patrz krok 4.2.2), metoda ta pozwala przezwyciężyć tradycyjne ograniczenia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Te badania zostały sfinansowane przez NARODOWY KLUCZOWY PROJEKT BADAWCZO-ROZWOJOWY CHIN, Grant nr 2023YFF0613603, oraz NARODOWĄ FUNDACJĘ NAUK PRZYRODNICZYCH CHIN, Grant nr 22202167.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oprogramowanie BluelakeLUMICKS, HolandiaOprogramowanie do sterowania pęsetą optyczną
CaCl2.H4O2
Dome LED CYFROWE MIESZADŁO PŁYTOWESCILOGEXSCI280-Pro 
Waga elektronicznaShanghai Hengping Instrument Co., LTDFA1204
HCl
Homogenizator szybkoobrotowyNingbo Kemai Instrument Co., LTDKM-S10
Olejek
Aparat do mieszania wirów indukowanych światłemShanghai HUXI Industrial Co., LTDVortex-5S
Microsoft Office ExcelMicrosoft
Tłuszczmleczny SM MlekovitaMaslo Klarowane
NaCl
Pęseta optyczna platformaLUMICKS,Holandiam-pułapka
Oprogramowanie OriginOrigin Lab2024Aby narysować krzywą dopasowania siły i odległości
Pistolet do pipetEppendorf10 μ L,100 μ L,1000 μ L
Olej rzepakowy Bunge Polska Sp. z o.o. Kujawski
Folia uszczelniającaParafilm4IN*125FT
Tris
TrypsinSangon BiotechA100458-0010Trypsyna 1:250, z trzustki świńskiej
Koncentrat białka serwatkowego SM MlekovitaWPC
immersyjny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kale, S. N., Deore, S. L. Emulsion micro emulsion and nano emulsion: A review. Syst Rev Pharm. 8 (1), 39-47 (2016).
  2. Li, N., Fang, S., Liu, S., Duan, M. Methods for measuring the interaction forces between droplets in emulsions. Oilfield Chem. 37 (4), 752-758 (2020).
  3. Tan, C., McClements, D. J. Application of advanced emulsion technology in the food industry: A review and critical evaluation. Foods. 10 (4), 812(2021).
  4. Dhaval, M., et al. Lipid-based emulsion drug delivery systems-a comprehensive review. Drug Deliv Transl Res. 12 (7), 1616-1639 (2022).
  5. Jost, R., Monti, J. C. Partial enzymatic hydrolysis of whey protein by trypsin. J Dairy Sci. 60 (9), 1387-1393 (1977).
  6. Sarkar, A., Zhang, S., Holmes, M., Ettelaie, R. Colloidal aspects of digestion of Pickering emulsions: Experiments and theoretical models of lipid digestion kinetics. Adv Colloid Interface Sci. 263, 195-211 (2019).
  7. Gillies, G., Prestidge, C. A. Interaction forces, deformation and nano-rheology of emulsion droplets as determined by colloid probe AFM. Adv Colloid Interface Sci. 108 - 109, 197-205 (2004).
  8. Manca, M., Zhang, C., Vasconcelos de Melo Freire, R., Scheffold, F., Salentinig, S. Single particle investigation of triolein digestion using optical manipulation, polarized video microscopy and SAXS. J Colloid Interface Sci. 649, 1039-1046 (2023).
  9. Neuman, K. C., Block, S. M. Optical trapping. Rev Sci Instrum. 75 (9), 2787-2809 (2004).
  10. Maragò, O. M., Jones, P. H., Gucciardi, P. G., Volpe, G., Ferrari, A. C. Optical trapping and manipulation of nanostructures. Nat Nanotechnol. 8 (11), 807-819 (2013).
  11. Simmons, R. M., Finer, J. T., Chu, S., Spudich, J. A. Quantitative measurements of force and displacement using an optical trap. Biophys J. 70 (4), 1813-1822 (1996).
  12. McClements, D. J., Li, Y. Structured emulsion-based delivery systems: Controlling the digestion and release of lipophilic food components. Adv Colloid Interface Sci. 159 (2), 213-228 (2010).
  13. Dai, X., et al. Optical tweezers-controlled hotspot for sensitive and reproducible surface-enhanced Raman spectroscopy characterization of native protein structures. Nat Commun. 12 (1), 1292(2021).
  14. Tavano, O. L., Berenguer-Murcia, A., Secundo, F., Fernandez-Lafuente, R. Biotechnological applications of proteases in food technology. Compr Rev Food Sci Food Saf. 17 (2), 412-436 (2018).
  15. Mitropoulos, V., Mütze, A., Fischer, P. Mechanical properties of protein adsorption layers at the air/water and oil/water interface: A comparison in light of the thermodynamical stability of proteins. Adv Colloid Interface Sci. 206, 195-206 (2014).
  16. Rusli, S., Grabowski, J., Drews, A., Kraume, M. A multi-scale approach to modeling the interfacial reaction kinetics of lipases with emphasis on enzyme adsorption at water-oil interfaces. Processes. 8 (9), 1082(2020).
  17. Ghimire, C., Koirala, D., Mathis, M. B., Kooijman, E. E., Mao, H. Controlled particle collision leads to direct observation of docking and fusion of lipid droplets in an optical trap. Langmuir. 30 (5), 1370-1375 (2014).
  18. Català-Castro, F., Schäffer, E., Krieg, M. Exploring cell and tissue mechanics with optical tweezers. J Cell Sci. 135 (15), jcs259355(2022).
  19. Smith, S. B., Cui, Y., Bustamante, C. Optical-trap force transducer that operates by direct measurement of light momentum. Methods Enzymol. 361, 134-162 (2003).
  20. Zhang, H., Wang, F., Ratke, L., Nestler, B. Brownian motion of droplets induced by thermal noise. Phys Rev E. 109 (2), 024208(2024).
  21. Pawar, N. D., Bahga, S. S., Kale, S. R., Kondaraju, S. Symmetric and asymmetric coalescence of droplets on a solid surface in the inertia-dominated regime. Phys Fluids. 31 (9), 092106(2019).
  22. Jiang, Y., Drelich, J. W. Fluid droplet spreading and adhesion studied with a microbalance: A review. Surf Innov. 12 (1-2), 4-17 (2024).
  23. Zhang, L., Hu, Y., Jiang, L. Advancements in emulsion systems for specialized infant formulas: Research process and formulation proposals for optimizing bioavailability of nutraceuticals. Compr Rev Food Sci Food Saf. 23 (6), e70043(2024).
  24. Buyukozturk, F., Benneyan, J. C., Carrier, R. L. Impact of emulsion-based drug delivery systems on intestinal permeability and drug release kinetics. J Control Release. 142 (1), 22-30 (2010).
  25. Xiao, J., Li, C., Huang, Q. Kafirin nanoparticle-stabilized Pickering emulsions as oral delivery vehicles: Physicochemical stability and in vitro digestion profile. J Agric Food Chem. 63 (47), 10263-10270 (2015).
  26. Johnson, E., Koh, A. Recent advances in smart emulsion materials: From synthesis to applications. Adv Eng Mater. 26 (24), 2400995(2024).
  27. Rajbanshi, A., Hilton, E., Dreiss, C. A., Murnane, D., Cook, M. T. Stimuli-responsive polymers for engineered emulsions. Macromol Rapid Commun. 45 (10), 2300723(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Stabilno emulsjip sety optycznetrawienie enzymatycznemonitorowanie w czasie rzeczywistymdezintegracja kropeltrawienie trypsynsi y mi dzy kropelkamiemulsje spo ywcze

Powiązane artykuły