Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepienia serca u miniaturowych świń z Bama z wykorzystaniem techniki dwuprzedsionkowej

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68349

⸱

13 czerwca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 4State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

W tym artykule

Podsumowanie

W niniejszym badaniu zaproponowano przedkliniczny ortotopowy model przeszczepu serca u miniaturowych świń Bama, wykorzystujący technikę dwuprzedsionkową. Model ma zastosowanie w immunologii transplantacyjnej, ocenie leków i optymalizacji technik chirurgicznych, zapewniając wsparcie dla klinicznych zastosowań transplantacji serca.

Streszczenie

Chociaż poczyniono znaczne postępy w transplantacji serca, kwestie takie jak zachowanie przeszczepu, pierwotna dysfunkcja przeszczepu, waskulopatia alloprzeszczepu serca i długoterminowa tolerancja immunologiczna pozostają nierozwiązane. Ze względu na rozmiar anatomiczny i różnice immunologiczne modele mysie nie są w stanie skutecznie odtworzyć klinicznych operacji przeszczepu serca i odpowiedzi immunologicznej. Natomiast modele świńskie, które mają więcej podobieństw do ludzi pod względem anatomii serca i odpowiedzi immunologicznej, są szczególnie odpowiednie do badań nad ortotopowym przeszczepem serca. W tym badaniu ustaliliśmy dwuprzedsionkowy ortotopowy model przeszczepu serca u miniaturowych świń Bama. Przeszczepione serca wykazały szybką i solidną kurczliwość po operacji, bez oznak podwyższonego centralnego ciśnienia żylnego lub innych powikłań hemodynamicznych. Po krótkim okresie monitorowania na oddziale intensywnej terapii świnie odzyskały przytomność i wznowiły spontaniczne karmienie, co wskazuje na stabilną rekonwalescencję pooperacyjną. Podsumowując, model ten stanowi klinicznie istotną platformę eksperymentalną do oceny nowych technologii i podejść terapeutycznych w dziedzinie badań nad przeszczepami serca.

Wprowadzenie

Od czasu pierwszego przeszczepu serca w 1967 roku poczyniono znaczne postępy w transplantacji serca. Jednak w ciągu ostatnich dwóch dekad doszło do kilku znaczących przełomów w praktyce klinicznej. Podstawowe kwestie, takie jak dysfunkcja przeszczepu, waskulopatia alloprzeszczepu serca (CAV) i długoterminowa tolerancja immunologicznapozostają nierozwiązane 1,2,3,4. Pomimo licznych ustaleń w badaniach podstawowych, odkrycia te były trudne do przełożenia na zastosowania kliniczne, co doprowadziło do stagnacji w postępach w leczeniu przeszczepów serca. W związku z tym skuteczna ocena nowych technologii i terapii stała się kwestią krytyczną, co podkreśla znaczenie modeli zwierzęcych, zwłaszcza odpowiednich modeli przedklinicznych, w rozwiązywaniu tych problemów.

Chociaż modele mysie są szeroko stosowane w badaniach nad przeszczepami serca, mają one znaczne ograniczenia ze względu na anatomiczne i fizjologiczne różnice w stosunku do ludzi, co utrudnia pełne odtworzenie klinicznej procedury przeszczepu serca i pooperacyjnej odpowiedzi immunologicznej. Co więcej, układ odpornościowy jest stosunkowo różny, co nie odzwierciedla odpowiednio złożonych odpowiedzi immunologicznych obserwowanych w dużych modelach zwierzęcych 5,6,7. Dodatkowo, ze względu na ich niewielkie rozmiary, przeszczepy serca u myszy ograniczają się do przeszczepów heterotopowych, co odbiega od praktyki klinicznej ortotopowego transplantacji serca 8,9,10,11. W związku z tym kluczowe znaczenie ma wykorzystanie odpowiednich dużych modeli zwierzęcych, w szczególności świń.

Modele świń oferują znaczące korzyści w badaniach nad przeszczepami serca, zwłaszcza w ortotopowych przeszczepach serca. Serce świni jest anatomicznie podobne do serca ludzkiego, a świnie wykazują odpowiedzi immunologiczne i funkcje fizjologiczne narządów, które są znacznie bliższe ludzkim funkcjom, co czyni je idealną platformą do badań nad przeszczepami serca. Co więcej, modele świń dostarczają bardziej złożonych i szczegółowych danych eksperymentalnych, umożliwiając naukowcom lepszą ocenę nowych strategii immunosupresyjnych, metod ochrony serca i długoterminowych wyników po przeszczepie 12,13,14,15. Podczas gdy w niektórych badaniach wykorzystano heterotopowe modele jamy brzusznej u świń, które unikają stosowania krążenia pozaustrojowego i zmniejszają złożoność operacji, nie są one w stanie w pełni odtworzyć klinicznego scenariusza ortotopowego przeszczepu serca16. Dlatego w tym badaniu ustaliliśmy model ortotopowego przeszczepu serca z podwójnym przedsionkiem u miniaturowych świń Bama, zapewniając bardziej istotną klinicznie platformę eksperymentalną do rozwoju technik przeszczepiania serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentalny dla tego badania na zwierzętach został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Szpitala Fuwai Chińskiej Akademii Nauk Medycznych, z numerem zatwierdzenia etycznego 0108-1-70-ZX(X)-41. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone w ścisłej zgodności z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt i etyki, zapewniając zgodność z odpowiednimi standardami etycznymi.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Do ortotopowego przeszczepu serca należy wybrać samce miniaturowych świń rasy Bama o wadze 35-40 kg (10-12 miesięcy) i pozwolić im zaaklimatyzować się w środowisku inwentarskim przez 1 tydzień przed operacją.
  2. Wykonywanie rutynowych badań krwi (panele hematologiczne i biochemiczne), oceny czynności wątroby i nerek oraz echokardiografii w celu oceny układów narządów i zapewnienia ogólnego stanu zdrowia zwierząt.
  3. Dopasuj dawcę i biorcę na podstawie grupy krwi ABO i wielkości serca. Określ grupę krwi zgodnie z metodą opisaną przez Choi i wsp.17 i oceń wielkość serca za pomocą echokardiografii, aby zapewnić prawidłowe dopasowanie.
    UWAGA: Ponieważ masa ciała nie ma liniowej zależności od wielkości serca, jako podstawę dopasowania wykorzystano wielkość serca mierzoną za pomocą echokardiografii. W szczególności różnica średnic aorty wstępującej była ograniczona do mniej niż 2 mm, różnica w średnicy końcoworozkurczowej lewej komory do mniej niż 3 mm, a różnica w średnicy końcowoskurczowej do mniej niż 2 mm.

2. Procedura dawcy

  1. Znieczulenie i przygotowanie zwierząt
    1. Poddaj świnie dawców postowi przez 12 godzin i wstrzymaj wodę przez 4 godziny przed operacją, aby upewnić się, że żołądek jest pusty, zmniejszając w ten sposób ryzyko wymiotów i zachłyśnięcia podczas znieczulenia.
    2. Wywołać znieczulenie za pomocą kombinacji ketaminy (10 mg/kg) i midazolamu (1 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie domięśniowe. Po indukcji należy utrzymać znieczulenie za pomocą wziewnego izofluranu (2-3%) wraz z infuzją deksmedetomidyny (1 j./kg) i propofolu (1-2 mg/kg/h) w celu utrzymania głębokości znieczulenia.
    3. Potwierdź, czy znieczulenie jest odpowiednie, zapewniając zrelaksowany ton szczęki i brak reakcji bólowej podczas szczypania palca. Wykonaj intubację ustno-tchawiczą za pomocą rurki dotchawiczej o średnicy 6,5-8 mm, zapewniając niezakłócony przepływ powietrza i dostarczając 100% tlenu.
    4. Ustal obwodowy dostęp żylny przez żyłę uszną, aby ułatwić dożylne podawanie płynów i wstrzyknięcia leków. Ustanów dostęp do tętnicy udowej w celu monitorowania ciśnienia krwi, zapewniając monitorowanie parametrów hemodynamicznych w czasie rzeczywistym.
    5. Przez cały czas trwania zabiegu należy stale monitorować 12-odprowadzeniowy elektrokardiogram (EKG), aby śledzić stan serca zwierzęcia. Utrzymuj konsekwentnie głębokość znieczulenia, dostosowując dawkę leku w razie potrzeby, aby zapewnić odpowiedni poziom znieczulenia.
  2. Pobieranie serca dawcy
    1. Torakotomia: Po ogoleniu świni zdezynfekuj obszar chirurgiczny jodonem powidonu i ułóż pole, a następnie użyj elektrokoagulacji wysokiej częstotliwości, aby wykonać nacięcie linii środkowej od środkowej części szyjki macicy poniżej wyrostka mieczykowatego, a następnie nacięcie mostka. Kauteryzuj mostek i nałóż wosk kostny, aby uzyskać hemostazę (ryc. 1A).
    2. Heparynizacja: Po otwarciu klatki piersiowej należy podać 300 j./kg heparyny w celu ogólnoustrojowego antyzakrzepowania, aby zapobiec zakrzepicy podczas zabiegu.
    3. Tymektomia: Ostrożnie podnieś i oddziel grasicę od osierdzia za pomocą elektrokoagulacji w celu wycięcia grasicy, upewniając się, że nie dojdzie do krwawienia.
    4. Otwórz osierdzie i oczyść tkankę łączną z przedniej części głównej tętnicy płucnej (ryc. 1B). Użyj elektrokoagulacji, aby wypreparować przestrzeń między aortą wstępującą a tętnicą płucną, aby odsłonić wielkie naczynia. Następnie podwiązaj lewą żyłę półazygotyczną (ryc. 1C).
      UWAGA: Lewa żyła hemiazygoczna u świń bezpośrednio spływa do zatoki wieńcowej i musi być podwiązana podczas pobierania serca.
    5. Użyj szwu 5-0 Prolene, aby założyć szew ze sznurka torebkowego na przydankę bliższej aorty wstępującej i zabezpiecz ją opaską uciskową. Włóż kaniulę kardioplegii do aorty wstępującej i zabezpiecz ją szwem ze sznurka do torebki.
    6. Napar kardioplegii: Założyć zaciski krzyżowe aorty i podać 500 ml zmodyfikowanego roztworu św. Tomasza (na podstawie 500 ml roztworu Ringera octanu sodu z dodatkiem 4 ml 25% siarczanu magnezu, 1 g chlorku potasu, 40 ml 5% wodorowęglanu sodu i 10 ml 2% lidokainy) i 500 ml roztworu UW w temperaturze 4 °C i natężeniu przepływu 300-600 ml/min, zapewniając ciśnienie w korzeniu aorty na poziomie 80-100 mmHg. Na tym etapie należy naciąć uszek prawego przedsionka w celu wentylacji (ryc. 1D).
      UWAGA: Aby zapobiec nadmiernej utracie krwi, należy użyć dodatkowych zacisków na żyłę główną górną i dolną w celu pobrania krwi do późniejszego wykorzystania w transfuzji pooperacyjnej.
    7. Umieść błoto pośniegowe (0,9% NaCl) w jamie piersiowej i nad narządem w celu schłodzenia, rozpoczynając jednocześnie z infuzją kardioplegii (ryc. 1E).
    8. Przeciąć główną tętnicę płucną oraz żyłę główną górną i dolną tak dystalnie, jak to możliwe, upewniając się, że każde naczynie zachowało długość co najmniej 2 cm, aby ułatwić zespolenie bez naprężeń podczas implantacji (ryc. 1F). Po wyjęciu umieść serce w worku narządowym z co najmniej 500 ml roztworu soli fizjologicznej. Przechowywać na lodzie i przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu przeszczepienia (ryc. 1G).
      UWAGA: Upewnij się, że wszystkie naczynia krwionośne są utrzymywane wystarczająco długo. Zbyt długie naczynia mogą zostać przycięte podczas implantacji, ale nieodpowiedniej długości nie da się skorygować.
    9. Pobranie krwi od dawcy: Pobrać krew z odciętych końców żyły głównej górnej i dolnej, która zostanie wykorzystana do transfuzji pooperacyjnej u biorcy.

3. Procedura dotycząca odbiorcy

  1. Przygotowanie odbiorcy
    1. Postępuj zgodnie z krokami 2.1.1-2.1.4 dla znieczulenia i procedur intubacji tchawicy. Ułóż biorcę w pozycji leżącej, ze wszystkimi czterema kończynami zabezpieczonymi miękkimi linami, aby zapewnić stabilność i ułatwić operacje chirurgiczne.
    2. Wykonaj nacięcie na szyi, aby odsłonić żyłę szyjną i tętnicę szyjną. Wprowadzić cewnik do żyły szyjnej centralnej w celu monitorowania ciśnienia w żyle szyjnej (CVP) i podawania leków, a cewnik tętniczy do tętnicy szyjnej w celu monitorowania ciśnienia tętniczego krwi w czasie rzeczywistym.
      UWAGA: Powszechnie stosowanymi lekami wazoaktywnymi podczas zabiegu są: dopamina (200 mg dopaminy rozcieńczona w 50 ml 5% glukozy lub soli fizjologicznej, co daje stężenie 4 mg/ml), dobutamina (250 mg rozcieńczona w 50 ml 5% glukozy do stężenia 5 mg/ml), epinefryna (1 mg rozcieńczona w 49 ml soli fizjologicznej do 0,02 mg/ml), izoproterenol (1 mg rozcieńczony w 50 ml 5% glukozy do 0,02 mg/ml) i noradrenalina (4 mg rozcieńczone w 50 ml soli fizjologicznej do 0,08 mg/ml). Dawkowanie należy dostosować w zależności od stanu hemodynamicznego biorcy.
    3. Przetoka pęcherza moczowego: Wykonaj małe nacięcie w dolnej części brzucha, aby odsłonić ścianę pęcherza. Przymocuj pęcherz do krawędzi nacięcia za pomocą cienkich szwów. Po nacięciu ściany pęcherza moczowego należy wprowadzić cewnik moczowy i przymocować go do pęcherza za pomocą szwów. Podłącz cewnik do worka zbiorczego w celu drenażu moczu i monitorowania.
      UWAGA: Ze względu na zakrzywioną i wydłużoną cewkę moczową u samców świń rutynowe cewnikowanie moczu nie jest możliwe. Przetoka pęcherza moczowego jest niezbędna, aby zapewnić skuteczny drenaż moczu.
    4. Wykonaj nacięcie w okolicy kości udowej, aby odsłonić tętnicę udową. Włóż cewnik tętniczy do monitorowania ciśnienia krwi kończyn dolnych i saturacji tlenem. Upewnij się, że cewnik jest dobrze zamocowany, aby zapobiec przemieszczeniu lub urazie naczyniowemu.
  2. Założenie krążenia pozaustrojowego (CPB)
    1. Torakotomia i odsłonięcie dużego naczynia: Wykonaj torakotomię zgodnie z opisem w krokach 2.2.1-2.2.4, aby w pełni odsłonić aortę wstępującą, żyłę główną górną (SVC) i żyłę główną dolną (IVC). Sprawdź wielkie naczynia, aby upewnić się, że nadają się do kaniulacji. Podaj 300 j./kg heparyny w celu uzyskania ogólnoustrojowej antykoagulacji, potwierdzając czas krzepnięcia po aktywacji (ACT) dłuższy niż 300 s przed kontynuowaniem.
    2. Zmontować maszynę CPB i zalać ją 2 litrami roztworu Ringera z mleczanami i 500 mg metyloprednizolonu.
      UWAGA: Ze względu na stosunkowo małą objętość krwi miniaturowych świń Bama, należy upewnić się, że w maszynie CPB jest wystarczająca objętość do zasysania. Jeśli dojdzie do nadmiernego rozcieńczenia krwi, w razie potrzeby można rozważyć transfuzję krwi.
    3. Sidła kasowe: Oddziel przestrzeń między aortą wstępującą a tętnicą płucną i umieść sidło wokół aorty wstępującej, aby uzyskać przyczepność w lewo. Odsłoń przyśrodkową stronę SVC i użyj kąta prostego clamp, aby otoczyć SVC z tyłu w celu zaczepienia. Zastosuj tę samą procedurę dla IVC, przygotowując obie do późniejszej kaniulacji.
    4. Kanegulacja tętnicza: Na dystalnej aorcie wstępującej umieść dwa koncentryczne szwy sznurkowe za pomocą szwów 5-0 (unikając penetracji o pełnej grubości, zszywając tylko przydankę). Umieść otwory szwów po lewej i prawej stronie i zabezpiecz je kleszczami hemostatycznymi do kaniulacji i mocowania. Użyj małego okrągłego ostrza, aby utworzyć nacięcie nieco mniejsze niż średnica kaniuli tętniczej 18 Fr na środku sznurka torebki. Natychmiast włóż kaniulę tętniczą do nacięcia, zaciśnij sznurki torebki kleszkami hemostatycznymi i przymocuj kaniulę do kleszczy hemostatycznych ciężkim szwem. Podłącz kaniulę tętniczą do obwodu tętniczego CPB, upewniając się, że nie ma pęcherzyków powietrza.
    5. Kanegulacja żylna: Umieść szwy sznurkowe zarówno na SVC, jak i IVC i podłącz kleszcze hemostatyczne. Wykonaj nacięcia w sznurkach torebki, włóż kaniulę 28 Fr do SVC i kaniulę 32 Fr do IVC i zabezpiecz je, zaciskając kleszcze hemostatyczne. Przymocuj kaniule do ścian naczynia za pomocą ciężkich szwów. Podłącz kaniule do linii żylnej obwodu CPB.
    6. Kanegulacja kardioplegii: Umieść szew sznurkowy na przydance bliższej aorty wstępującej za pomocą 5-0 Prolene i zabezpiecz go kleszczami hemostatycznymi. Włóż kaniulę kardioplegii do aorty wstępującej przez sznurek torebki i zamocuj ją na miejscu. Podłącz kaniulę do systemu dostarczania kardioplegii.
    7. Inicjacja CPB: Sprawdź, czy wszystkie kaniule i połączenia są prawidłowo ustawione i drożne. Zainicjuj CPB i uruchom go na kilka minut, a następnie stopniowo usidlij SVC i IVC, aby ustalić pełne CPB, przekierowując całą krew żylną do maszyny CPB (Rysunek 1H).
      UWAGA: Podczas zabiegu należy utrzymać średnie ciśnienie tętnicze (MAP) na poziomie 60-90 mmHg i CVP na poziomie 6-12cmH2O.
    8. Zaciskanie krzyżowe aorty: Gdy temperatura wewnętrzna ciała spadnie do około 30 °C, podnieś werbel aorty wstępującej i załóż zacisk krzyżowy aorty dziecięcej. Podawać zmodyfikowany na zimno roztwór św. Tomasza o temperaturze 4 °C (10-15 ml / kg) przez kaniulę kardioplegii do korzenia aorty i nanieść lodową breję na powierzchnię serca w celu szybkiego schłodzenia i kardioplegii (ryc. 1I).
      UWAGA: Upewnij się, że zacisk krzyżowy jest prawidłowo ustawiony, aby uniknąć ucisku tułowia ramienno-głowowego lub wspólnej tętnicy szyjnej, co mogłoby zagrozić przepływowi krwi w mózgu.
  3. Wycięcie serca biorcy
    1. Wycięcie prawego przedsionka: Po otwarciu osierdzia zacznij od wycięcia prawego przedsionka biorcy. Wykonaj nacięcie wzdłuż środka prawego przedsionka, przedłużając nacięcie w dół do ujścia żyły głównej dolnej i w górę do ujścia żyły głównej górnej, pozostawiając wystarczającą ilość ściany prawego przedsionka do późniejszego zespolenia.
      UWAGA: Ponieważ lewa żyła hemiazygos spływa bezpośrednio do zatoki wieńcowej, zatoka wieńcowa powinna zostać zachowana, a drenaż z lewej żyły hemiazygos powinien być kontynuowany. Aby uniknąć ingerencji w pole operacyjne, użyj zacisku buldoga, aby zacisnąć lewą żyłę hemiazygotyczną i usunąć ją po wszczepieniu serca dawcy.
    2. Przeciąć aortę i tętnicę płucną u ich nasady, upewniając się, że są one wystarczająco długie do późniejszego zespolenia.
    3. Naciąć lewy przedsionek, zaczynając od uszka lewego przedsionka i wykonując okrągłe nacięcie wokół otworów żyły płucnej, pozostawiając wystarczający mankiet lewego przedsionka. Na koniec należy wyciąć całe serce biorcy, upewniając się, że wszystkie naczynia krwionośne mają odpowiednią długość do implantacji serca dawcy (ryc. 1J).
  4. Przycinanie serca dawcy
    1. Przycinanie tętnicy płucnej: W razie potrzeby przyciąć serce dawcy, usuwając nadmiar tkanki. Najpierw należy wypreparować tkankę łączną między aortą a tętnicą płucną oraz przyciąć aortę i tętnicę płucną, aby zapewnić odpowiednią długość, unikając nadmiernej długości, która może prowadzić do skręcenia po zespoleniu, lub niewystarczającej długości, która może powodować nadmierne napięcie.
    2. Przycinanie lewego przedsionka: W przypadku lewego przedsionka połącz żyły płucne w jeden mankiet lewego przedsionka i przytnij krawędzie, aby dopasować je do rozmiaru mankietu lewego przedsionka biorcy.
    3. Przycinanie prawego przedsionka: W przypadku prawego przedsionka podwiązaj żyłę główną górną; następnie przeciąć prawy przedsionek od wyrostka prawego przedsionka do żyły głównej dolnej, tworząc mankiet prawego przedsionka i przycinając krawędzie, aby pasowały do mankietu prawego przedsionka biorcy (ryc. 1K, L).
      UWAGA: Węzeł zatokowo-przedsionkowy znajduje się na styku żyły głównej górnej i prawego przedsionka. Należy zachować dużą ostrożność, aby nie uszkodzić węzła zatokowo-przedsionkowego serca dawcy, ponieważ spowoduje to pooperacyjne uzależnienie od rozrusznika serca.
  5. Zespolenie serca dawcy z biorcą
    1. Sekwencja zespolenia: lewy przedsionek-prawy przedsionek-aorta-tętnica płucna
    2. Zespolenie lewego przedsionka: Użyj techniki dwuigłowego szwu przesuwnego, aby zespoleć lewy mankiet przedsionkowy biorcy na poziomie lewej górnej żyły płucnej z mankietem lewego przedsionka dawcy w pobliżu podstawy uszka lewego przedsionka. Rozpocznij implantację serca dawcy (ryc. 1M).
      1. Umieść serce dawcy w śródpiersiu biorcy, upewniając się, że serce jest chłodzone lodowatym błotem pośniegowym, aby zapobiec przenoszeniu ciepła do sąsiedniej tkanki klatki piersiowej. Kontynuuj szycie do środkowej dolnej części przegrody przedsionkowej. Po drugiej stronie kontynuuj szycie wzdłuż górnej części lewego przedsionka aż do przegrody. Stale oceniaj różnicę wielkości między lewym przedsionkiem dawcy i biorcy i odpowiednio złóż nadmiar tkanki, aby ukończyć zespolenie. Po odpowietrzeniu lewego przedsionka należy mocno zawiązać końce szwów.
        UWAGA: Staranne zszycie tylnej ściany lewego przedsionka jest niezbędne, aby zapobiec krwawieniu pooperacyjnemu. Po ponownym uruchomieniu serca krwawienie w tym obszarze może być trudne do wykrycia i opanowania.
    3. Zespolenie prawego przedsionka: Ustaw serce dawcy do prawie normalnej pozycji anatomicznej, zaczynając od dolnego końca prawej przegrody przedsionkowej. Przełóż jedną linię szwu w górę wzdłuż przegrody w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, a następnie przełóż ją do prawej bocznej ściany przedsionka. Upewnij się, że druga linia szwów idzie w dół wraz ze szwami wzdłuż prawej ściany przedsionka od ujścia żyły głównej dolnej. Zawiąż dwie linie szwów w miejscu, w którym spotykają się pośrodku bocznej ściany prawego przedsionka (ryc. 1N).
    4. Zespolenie aorty: Wykonaj zespolenie od końca do końca techniką ślizgową, zaczynając od tylnej ściany naczynia i kończąc zespolenie od dawcy do biorcy tętnic płucnych. Na koniec mocno zawiąż szew na przedniej ścianie.
    5. Zespolenie tętnicy płucnej: Do zespolenia tętnicy płucnej należy zastosować tę samą technikę, która została opisana dla aorty, zwykle rozpoczynając ponowne rozgrzewanie przed wykonaniem zespolenia tętnicy płucnej (ryc. 1O).
  6. Resuscytacja serca i późniejsze zabiegi
    1. Resuscytacja serca: Po zakończeniu zespolenia tętnicy płucnej należy wprowadzić igłę odpowietrzającą do nasady aorty wstępującej, aby usunąć resztki powietrza z serca dawcy i usunąć zacisk krzyżowy aorty. Poproś anestezjologa o pomoc w nadmuchiwaniu płuc.
    2. Krążenie pomocnicze: Po ponownym uruchomieniu serca przez jakiś czas polegaj na krążeniu pozaustrojowym w celu uzyskania pomocy (ryc. 1P).
      UWAGA: Czas trwania pomocy zależy od czasu niedokrwienia i przywrócenia funkcji serca.
    3. Hemostaza i zamknięcie: Dokładnie sprawdź wszystkie zespolenia pod kątem krwawienia i upewnij się, że hemostaza. Umieść tymczasowy rozrusznik serca, usuń krążenie pozaustrojowe i wyjmij kaniule. Umieść tymczasowy drut rozrusznika nasierdzia na prawym przedsionku i powierzchni prawej komory, a następnie umieść rurki drenażowe w śródpiersiu i klatce piersiowej. Na koniec zamknij nacięcie w linii środkowej przy użyciu standardowych technik.
      UWAGA: Tkanka naczyniowa świń jest delikatna, zwłaszcza w prawym przedsionku i tętnicy płucnej, i jest podatna na rozrywanie. Podczas zabiegu należy zachować szczególną ostrożność.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Po operacji należy natychmiast przenieść zwierzę na dedykowany oddział intensywnej terapii w celu ścisłego monitorowania. Stale monitoruj parametry hemodynamiczne, w tym CVP, ciśnienie tętnicze krwi, tętno i nasycenie tlenem. Na podstawie wyników monitorowania w czasie rzeczywistym szybko dostosowuj leki wazoaktywne i leczenie wspomagające, aby utrzymać stabilne ciśnienie krwi i pojemność minutową serca.
  2. Monitorowanie czynności serca: Monitoruj elektrokardiogram w sposób ciągły po operacji, aby zaobserwować wszelkie arytmie lub objawy niedokrwienia mięśnia sercowego. Jeśli wystąpią zaburzenia rytmu serca, należy zastosować kardiowersję elektryczną lub leczenie farmakologiczne.
    UWAGA: Wczesne pooperacyjne zaburzenia rytmu serca są często spowodowane wznowieniem pracy serca i powinny być ściśle monitorowane. Leki przeciwarytmiczne należy podawać w razie potrzeby w zależności od zmian w zapisie EKG. Pooperacyjny częstoskurcz zatokowy jest powszechny, ponieważ przeszczepione serce nie ma supresji nerwu błędnego. Iwabradyna jest zalecana w celu kontrolowania rytmu zatokowego i należy unikać beta-blokerów, ponieważ serca świń są na nie bardzo wrażliwe, co może powodować niedociśnienie.
  3. Postępowanie oddechowe: Zapewnij wczesne pooperacyjne wspomaganie oddychania za pomocą wentylacji mechanicznej, aby zapewnić stabilny oddech. W miarę stopniowego powrotu do funkcji serca i płuc zmniejsz ilość leków uspokajających, a gdy zwierzę wznowi spontaniczne oddychanie, usuń rurkę dotchawiczą.
    UWAGA: Kluczowe znaczenie ma wczesne usunięcie rurki dotchawiczej i przywrócenie spontanicznego oddychania. Długotrwała intubacja może prowadzić do niewydolności oddechowej i wpływać na rekonwalescencję pooperacyjną.
  4. Pooperacyjne leczenie bólu: Zapewnij ulgę w bólu w oparciu o objawy bólu zwierzęcia (popularne leki przeciwbólowe, w tym niesteroidowe leki przeciwzapalne (NLPZ) i opioidy).
  5. Monitorowanie czynności nerek: Regularnie monitoruj wydalanie moczu i wskaźniki czynności nerek (takie jak kreatynina i azot mocznikowy) po operacji. Podawać leki moczopędne w przypadku zmniejszenia ilości wydalanego moczu lub wzrostu stężenia kreatyniny.
    UWAGA: Przywrócenie funkcji nerek ma kluczowe znaczenie dla utrzymania równowagi elektrolitowej i równowagi kwasowo-zasadowej.
  6. Zapobieganie powikłaniom pooperacyjnym: Uważnie obserwuj zwierzę pod kątem powikłań pooperacyjnych, takich jak infekcja i krwawienie. Podawaj odpowiednie antybiotyki, leki hemostatyczne i transfuzje krwi, aby zapobiec i leczyć powikłania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 ilustruje kluczowe etapy procedury ortotopowego przeszczepu serca u świń, w tym sternotomię w linii środkowej, otwarcie osierdzia w celu odsłonięcia głównych naczyń krwionośnych, aortalną infuzję roztworu kardioplegicznego, chłodzenie serca mieszanką lodową oraz konserwację serca dawcy. Kluczowym aspektem, na który zwrócono uwagę, jest postępowanie z lewą żyłą azygos, co stanowi istotny krok w procedurze transplantacji. W przypadku serca dawcy lewa żyła azygos powinna zostać podwią...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model ortotopowego przeszczepu serca świni jest skuteczną platformą eksperymentalną, która symuluje kliniczne przeszczepienie serca15. Serce świni ma wiele anatomicznych i fizjologicznych podobieństw z sercem ludzkim12. W związku z tym model ten ma znaczącą wartość aplikacyjną w badaniu różnych aspektów transplantacji serca, w szczególności w ochronie serca, zabiegach chirurgicznych i immunologii transplantacyjnej. Jednak pomimo tych zalet wykonywanie operacji przeszczepu o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Praca ta była sponsorowana przez Narodowy Fundusz Nauk Przyrodniczych dla Wybitnych Młodych Uczonych Chin (82125004; do Jiangping Song), Frontier Biotechnology Key Project of National Key R& D Program of the Ministry of Science and Technology of China (2023YFC3404300; do Jiangping Song), Specjalny Projekt Ministerstwa Nauki i Technologii Chin wspierany przez Państwowe Kluczowe Laboratorium Chorób Sercowo-Naczyniowych, Szpital Fuwai, Chińska Akademia Nauk Medycznych (2024GZZD-03; do Jiangping Song) oraz Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (82300464; do Yuan Chang)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zacisk krzyżowy aorty 10 stopniWidok sinoviewCP40431-19Chirurgia dawcy
Zacisk krzyżowy aorty 10 stopniWidok sinoviewCP40431-19Operacja biorcy
30-stopniowy zacisk naczyniowy gałęzi łuku łukowegoWidok sinoviewCP40432-19Chirurgia dawcy
Zacisk krzyżowy aorty 45 stopniWidok sinoviewCP40044-18Chirurgia dawcy
Zacisk krzyżowy aorty 45 stopniWidok sinoviewCP40044-18Operacja biorcy
System natleniania Affinity FusionFirma MedtronicZobacz materiał BB841Krążenie pozaustrojowe
Aparat do znieczuleniaTechnologia MindrayA9Znieczulenie i inne
Kaniula tętniczaFirma Medtronic18piąKrążenie pozaustrojowe
Atrakurium (Atrakurium)Hengrui Farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
Atraumatyczne kleszcze płaskieSureMedGF04021-25Chirurgia dawcy
Atraumatyczne kleszcze płaskieSureMedGF04021-25Operacja biorcy
Atraumatyczne kleszcze płaskieSureMedGF04016-25Operacja biorcy
Kleszczyki mikrochirurgiczne ze zrównoważonym uchwytem w stylu długopisuWidok sinoviewFC12010-21Chirurgia dawcy
Kleszczyki mikrochirurgiczne z wyważoną rękojeścią w stylu długopisuWidok sinoviewFC12010-21Operacja biorcy
Miniaturowe świnie BamaInstytut Zoologii, Chińska Akademia Nauk, Północny Ośrodek Badań nad Dużymi Zwierzętami-Zwierzęta doświadczalne
Belzer UW  Rozwiązanie do przechowywania w chłodniMost do życia Sp. z o.o.1000 ml/worekChirurgia dawcy
Ekstremalnie ostre nożyczki z czarną rękojeściąWidok sinoviewSC35101-23UCChirurgia dawcy
Niezwykle ostre nożyczki z czarną rękojeściąWidok sinoviewSC35101-23UCOperacja biorcy
Analizator parametrów krytycznychE-diagnozaZobacz materiał PT1000Znieczulenie i inne
Obwód krążenia pozaustrojowegoFirma MedtronicB-HL-159Krążenie pozaustrojowe
Cewnik do żyły centralnejBaihe Medical-Znieczulenie i inne
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-16Chirurgia dawcy
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-12Operacja biorcy
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-16Operacja biorcy
Jednorazowy filtr mikrozatorowy krwiSansin powiedział:FAF-2Krążenie pozaustrojowe
Jednorazowy filtr zbiornika krwiSansin powiedział:FCR300KKrążenie pozaustrojowe
Jednorazowy system dostarczania kardioplegiiFirma MedtronicZobacz materiał XP41Krążenie pozaustrojowe
DopaminaJiuan Farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
Rurka dotchawiczaMedycyna YaxinYS-0000Znieczulenie i inne
AdrenalinaJinyao Farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
Cienkie kleszcze preparacyjneSureMedGC01090-20Chirurgia dawcy
Drobne kleszcze preparacyjneSureMedGC01090-20Operacja biorcy
Ultra ostre nożyczki ze złotą rękojeściąWidok sinoviewSC35001-23SCChirurgia dawcy
Ultra ostre nożyczki ze złotą rękojeściąWidok sinoviewSC35001-23SCOperacja biorcy
Płuco-serceLivaNovaS5Krążenie pozaustrojowe
HeparynaPółnocnochiński przemysł farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
Wiaderko na lódSureMedGQ13018-00DChirurgia dawcy
Wiaderko na lódSureMedGQ13018-00DOperacja biorcy
Pompa infuzyjnaSino MDTZobacz materiał SN-C8Znieczulenie i inne
Cewnik dożylnyKDL powiedział:16G-26GZnieczulenie i inne
IzofluranLunan Farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
IzoproterenolŻniwa farmaceutyczne-Znieczulenie i inne
Roztwór Ringera z mleczanamiKelun Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Duża umywalkaSureMedGQ13033-00DChirurgia dawcy
Duża umywalkaSureMedGQ13033-00DOperacja biorcy
LaryngoskopHanfeiyl powiedział:TD-C-IIIZnieczulenie i inne
Wstrzyknięcie chlorowodorku lidokainyKelun Pharmaceutical co., LtdH20057816Chirurgia dawcy
Siarczan magnezu do wstrzykiwańZdjt Pharmaceutical co., LtdH20051792Chirurgia dawcy
Medyczna elektryczna piła mostkowaJingdong xijiHF-X01 (Płyta HF-X01)Chirurgia dawcy
Medyczna piła mostkowa, elektryczna piła mostkowaJingdong xijiHF-X01 (Płyta HF-X01)Operacja biorcy
Średnia umywalkaSureMed-Chirurgia dawcy
Średniej wielkości zwijacz mostkaSureMedGR04130-00Operacja biorcy
Zmodyfikowane rozwiązanie św. TomaszaWykonane samodzielnie-Znieczulenie i inne
Monitor wieloparametrowyTechnologia MindrayBenoversion N17Znieczulenie i inne
Przepust igłowy do szwów sznurkowychSureMedGR04074-00Operacja biorcy
Retraktor nerwów i strunSureMed-Chirurgia dawcy
Retraktor nerwówSureMed-Chirurgia dawcy
NoradrenalinaŻniwa farmaceutyczne-Znieczulenie i inne
Dziecięcy zwijacz mostkaSureMedGR04114-00Operacja biorcy
Uchwyt na igłę mikrochirurgiczną w stylu długopisuWidok sinoviewNH11300-21Chirurgia dawcy
Uchwyt na igłę mikrochirurgiczną w stylu długopisuWidok sinoviewNH11300-21Operacja biorcy
Iniekcja chlorku potasuKelun Pharmaceutical co., LtdH42021164Chirurgia dawcy
Siarczan protaminyYoucare Farmaceutyczny-Znieczulenie i inne
Wprowadzacz szwów sznurkowychSureMedGR04074-00Chirurgia dawcy
Resano atraumatyczne kleszcze magiczneWidok sinoviewFC25501-23SChirurgia dawcy
Kleszcze kątoweSureMedGC01110-14Chirurgia dawcy
Kleszcze kątoweSureMedGC01089-18Chirurgia dawcy
Zacisk kątowySureMedGC01110-14Operacja biorcy
Zacisk kątowySureMedGC01089-18Operacja biorcy
Mała umywalkaSureMed-Chirurgia dawcy
Octan sodu do wstrzykiwań RingeraDuo Rui Pharmaceutical co., LtdH20163331Chirurgia dawcy
Wtrysk wodorowęglanu soduKelun Pharmaceutical co., LtdH20043739Chirurgia dawcy
Zwijacz mostka (średniej wielkości)SureMedGR04130-00Chirurgia dawcy
Kleszcze prosteSureMedGC01001-12Chirurgia dawcy
Kleszcze prosteSureMedGC01001-16Chirurgia dawcy
Kleszcze prosteSureMedGC01001-12Operacja biorcy
Kleszcze prosteSureMedGC01001-16Operacja biorcy
Szew 5-0 Prolene BBEtyka-Operacja biorcy
Szew Prolene Blum 4-0 SH 36Etyka-Operacja biorcy
Nici 2-0 Prolene Blu M SHEtyka-Operacja biorcy
Nici BB 4-0 ProleneEtyka-Operacja biorcy
Sonda temperatury3 mln-Znieczulenie i inne
Kleszcze do migdałkówSureMedGC09009-20DChirurgia dawcy
Uchwyt na igły z pierścieniem z węglika wolframuSureMedGN01013-22 tys.Chirurgia dawcy
Uchwyt na igły z pierścieniem z węglika wolframuSureMedGN01013-22 tys.Operacja biorcy
Uchwyt na igły z pierścieniem z węglika wolframuSureMedGN01010-22 tys.Operacja biorcy
Rozwiązanie UW Belzer powiedział:-Znieczulenie i inne
Kaniula żylnaFirma Medtronic28Pt, 32PtKrążenie pozaustrojowe
RespiratorTechnologia MindrayZobacz materiał SV300Znieczulenie i inne
Obciążony uchwyt na igłę w stylu długopisuWidok sinoviewNH10400-23Operacja biorcy

Bibliografia

  1. Hayward, C. Cardiac allograft injuries: A review of approaches to a common dilemma, with emphasis on emerging techniques. Int J Heart Fail. 4 (3), 123-135 (2022).
  2. Hsich, E., et al. The International thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-ninth adult heart transplantation report-2022; focus on transplant for restrictive heart disease. J Heart Lung Transplant. 41 (10), 1366-1375 (2022).
  3. Ortega-Legaspi, J. M., Bravo, P. E. Diagnosis and management of cardiac allograft vasculopathy. Heart. 108 (8), 586-592 (2022).
  4. Al-Adhami, A., et al. Primary graft dysfunction after heart transplantation - Unravelling the enigma. Curr Probl Cardiol. 47 (8), 100941(2022).
  5. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. J Immunol. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  6. Pane, A. A., et al. MicroRNAs affecting the susceptibility of melanoma cells to CD8(+) T cell-mediated cytolysis. Clin Transl Med. 13 (2), e1186(2023).
  7. Palliyaguru, D. L., et al. Fasting blood glucose as a predictor of mortality: Lost in translation. Cell Metab. 33 (11), 2189-2200.e3 (2021).
  8. Yang, C., et al. Targeting the class IA PI3K isoforms p110α/δ attenuates heart allograft rejection in mice by suppressing the CD4(+) T lymphocyte response. Am J Transl Res. 10 (5), 1387-1399 (2018).
  9. Zhu, Y., et al. Cirbp suppression compromises DHODH-mediated ferroptosis defense and attenuates hypothermic cardioprotection in an aged donor transplantation model. J Clin Invest. 134 (9), e175645(2024).
  10. Pan, H. Z., et al. Cold-inducible RNA binding protein agonist enhances the cardioprotective effect of UW solution during extended heart preservation. Artif Organs. 44 (10), e406-e418 (2020).
  11. Wang, W. J., et al. Unloading the infarcted heart affect MMPs-TIMPs axis in a rat cardiac heterotopic transplantation model. Mol Biol Rep. 39 (1), 277-283 (2020).
  12. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  13. Golbus, A. L., et al. Immunosuppressive regimens in porcine transplantation models. Transplant Rev (Orlando). 36 (4), 100725(2022).
  14. Lelovas, P. P., Kostomitsopoulos, N. G., Xanthos, T. T. A comparative anatomic and physiologic overview of the porcine heart. J Am Assoc Lab Anim Sci. 53 (5), 432-438 (2014).
  15. Ribeiro, R. V. P., et al. A pre-clinical porcine model of orthotopic heart transplantation. J Vis Exp. (146), e59197(2019).
  16. Madariaga, M. L., et al. Kidney-induced cardiac allograft tolerance in miniature swine is dependent on MHC-matching of donor cardiac and renal parenchyma. Am J Transplant. 15 (6), 1580-1590 (2015).
  17. Choi, M. K., et al. Determination of complete sequence information of the human ABO blood group orthologous gene in pigs and breed difference in blood type frequencies. Gene. 640, 1-5 (2018).
  18. Mendiola Pla, M., et al. A porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft. J Vis Exp. (180), e63114(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model przeszczepu sercanaczyniowa neuropatia allograftu sercakonserwacja przeszczeputolerancja immunologicznapierwotna dysfunkcja przeszczepuprzedkliniczny model przeszczepuprzeszczep serca świni
Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepienia serca u miniaturowych świń z Bama z wykorzystaniem techniki dwuprzedsionkowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.