Method Article

Zrozumienie zmian w morfologii mitochondriów za pomocą dynamicznych i trójwymiarowych mikrofotografii fluorescencyjnych

DOI:

10.3791/68478

⸱

August 15th, 2025

 ,  ,  , 
1Department of Physiology, Stellenbosch University, 2Department of Biochemistry, University of Toronto, 3Department of Electrical and Electronic Engineering, Stellenbosch University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu opisujemy lokalizator zdarzeń mitochondrialnych (MEL), wtyczkę ImageJ przydatną w ilościowym określaniu trójwymiarowych zmian w rozszczepieniu mitochondriów i aktywności fuzyjnej w czasie. Opisujemy również potok przetwarzania obrazu przydatny do czyszczenia mikrofotografii przed analizą w ImageJ.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mitochondria to wysoce dynamiczne organelle, które są niezbędne do przetrwania każdego zwierzęcia, ulegając regularnym rozszczepieniom i fuzjom w odpowiedzi na potrzeby lub stresy gospodarza, co prowadzi do ciągłej przebudowy sieci mitochondrialnej. Z tego powodu możliwość oceny sieci mitochondrialnej w trzech wymiarach, a także w czasie, przynosi korzyści w zrozumieniu, w jaki sposób system reaguje na czynniki takie jak stres lub interwencja farmaceutyczna. Obrazowanie fluorescencyjne sieci mitochondrialnych komórek umożliwia wizualizację i monitorowanie tych zmian. Jednak sieć mitochondrialna jest często opisywana jako dwuwymiarowa i statyczna struktura, która jest definiowana przez niestandaryzowane metryki. Dlatego postanowiliśmy opisać potok, który umożliwia użytkownikowi przygotowanie obrazów dla lokalizatora zdarzeń mitochondrialnych (MEL), narzędzia wtyczki ImageJ, które wykrywa zdarzenia rozszczepienia i fuzji w sieci mitochondrialnej w czasie i w sposób trójwymiarowy, oferując w ten sposób wgląd w dynamiczne zmiany, jakie przechodzi ta sieć. Dodatkowo opisujemy korzyści płynące ze zrozumienia rozszczepienia i fuzji w świetle zmian w liczbie mitochondriów i zmian morfologicznych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mitochondria to wysoce dynamiczne organelle obecne we wszystkich komórkach eukariotycznych, dostarczające im energii i regulujące ich metabolizm. Tak więc mitochondria znajdują się na skrzyżowaniu śmierci komórkowej i przetrwania. Wykazano, że mitochondria są niezbędne dla różnych procesów, począwszy od zakwaszenia lizosomów i molekularnego działania motorycznego, a skończywszy na skurczu mięśni i wypalaniu synaps 1,2.

Mitochondria przechodzą regularne rozszczepienia i fuzje, aby utrzymać sieć mitochondrialną, która skutecznie wytwarza ATP w odpowiedzi na zapotrzebowanie metaboliczne komórki i stres. Rzeczywiście, wykazano, że mitochondria ulegają rozszczepieniu, aby ułatwić mitofagię, selektywne usuwanie fragmentów mitochondriów. W związku z tym w układzie komórkowym pozostają tylko aktywnie oddychające i nie zdepolaryzowane mitochondria 3,4. Fuzja występuje jednak jako sposób na zwiększenie wydajności ATP sieci w przypadku zwiększonego zapotrzebowania 5,6. Ponadto wykazano, że zarówno rozszczepienie, jak i fuzja odgrywają ważną rolę w podziale i ochronie mitochondrialnego DNA 7,8. Należy zauważyć, że zakres rozszczepienia i fuzji wymaga starannej kontroli homeostatycznej, aby zapewnić zdrową sieć mitochondrialną, ponieważ wykazano, że zbyt dużo lub zbyt mało któregokolwiek z tych procesów jest szkodliwe.

Wykazano, że nadmierne rozszczepienie prowadzi do fragmentacji sieci mitochondrialnej, a następnie obniżenia poziomu ATP w chorobie Alzheimera, chorobie Parkinsona i tauopatiach 9,10,11, a niski poziom rozszczepienia może prowadzić do akumulacji zdepolaryzowanych mitochondriów, co prowadzi do objawów podobnych do choroby Parkinsona 12. Wiadomo, że hiperfuzja sieci występuje w okresach stresu w celu zwiększenia produkcji ATP. Wykazano jednak, że istnienie w tym stanie przez dłuższy czas zwiększa poziom ROS i aktywność autofagii, co skutkuje początkiem śmierci komórki 9,12.

Staje się zatem jasne, że zrozumienie stanu sieci mitochondrialnej daje kluczowy wgląd w zrozumienie stanu komórki, a tym samym organizmu. Wyraźne znaczenie zrozumienia sieci mitochondrialnej w kontekście zdrowia i choroby, jej zdolności do ulegania zdarzeniu rozszczepienia i fuzji oraz ich wpływowi na zdrowie komórkowe jest tym, co zmotywowało opracowanie tego protokołu i powiązanych narzędzi analitycznych. W szczególności narzędzia, które umożliwiają charakterystykę dynamiki mitochondriów, są w dużej mierze ograniczone i słabo opisane w literaturze.

Morfologia mitochondriów jest zwykle określana za pomocą mikroskopii konfokalnej, a następnie analizy obliczeniowej, która wymaga, aby surowe mikrofotografie zostały poddane pewnemu stopniowi przetwarzania w celu poprawy ich jakości do oceny, ponieważ najlepiej opisuje to organizację mitochondriów. W ten sposób użytkownicy mogą określić wiele wyników morfometrycznych sieci mitochondrialnej, takich jak liczba, objętość, długość i proporcje 13,14,15. Użytkownicy mogą korzystać z mikrofotografii 2D lub 3D do oceny morfologicznej, chociaż analiza 3D oferuje większą dokładność i wgląd, ponieważ sieć mitochondrialna składa się ze struktur 3D. Do celów analizy rozszczepienia i fuzji zaleca się stosowanie mikrofotografii z osią z, ponieważ najlepiej kompensuje to trójwymiarowość sieci mitochondrialnej16.

Wiele badań obejmuje kategoryzację mitochondriów na stany rozdrobnione, nitkowate lub pośrednie jako sposób opisu sieci16,17. Analiza 3D jest szczególnie korzystna ze względu na różne kształty, jakie mitochondria przybierają w komórce. Dodanie trójwymiarowości do badania daje pewność, zwłaszcza w odniesieniu do liczby mitochondriów, ponieważ mitochondria mogą poruszać się w górę lub w dół wzdłuż osi z. MEL to wtyczka ImageJ, która jest zależna od obrazów przechwyconych w 3D18. W tym przypadku wykorzystaliśmy mysie komórki neuronalne hipokampa GT1-7 barwione TMRE i Hoechst do wizualizacji sieci mitochondrialnej, a także jądra komórki. Komórki zostały następnie umieszczone w procesie przetwarzania wstępnego w celu poprawy jakości mikrofotografii w ramach przygotowań do analizy obrazu.

Udostępniono wiele technik, które pozwalają na określenie morfologii mitochondriów na podstawie metryk statycznych. Niewiele z nich obejmuje działania związane z rozszczepieniem i fuzją i umożliwia ilościowe uchwycenie dynamicznego zachowania mitochondriów 13,19,20,21. W tym miejscu opiszemy protokół poprawy obrazu przed określeniem charakterystyki sieci, ze szczególnym uwzględnieniem rozszczepienia mitochondriów i aktywności fuzyjnej. Pokażemy, w jaki sposób technika ta może uzupełniać wcześniej opublikowane metody określania morfologii mitochondriów.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Leczenie komórkowe i akwizycja mikroskopowa

  1. Hodowla komórek GT1-7 w 8 komorowych szalkach w DMEM uzupełniona 10% FBS i 1% Pentrep (kompletne podłoża). Pozwól komórkom przyłączyć się przez noc, a następnie potraktuj 2,5 mM chlorowodorku metforminy wyprodukowanego w DMEM z 10% FBS przez 72 godziny, pamiętając o wymianie pożywki co 24 godziny. Współtraktować komórki 10 μM CCCP 6 godzin przed obrazowaniem i 400 nM bafilomycyny A1 (Baf) 4 godziny przed obrazowaniem.
    UWAGA: Można to zrobić z dowolną wybraną linią komórek eukariotycznych.
  2. Przed obrazowaniem należy przygotować koktajl wstępnie podgrzanych kompletnych pożywek zawierających 5 nM Hoechst i 100 nM TMRE.
  3. Zastąp pożywkę do leczenia komórkowego koktajlem obrazowania i odczekaj 10 minut inkubacji przed obrazowaniem.
    UWAGA: Ze względu na dynamiczną aktywność mitochondriów, komórki powinny być obrazowane za pomocą mikroskopu z komorą inkubacyjną ustawioną na 37 °C i 5% CO2 .

2. Obrazowanie

  1. Komórki obrazu przy użyciu 100-krotnego powiększenia z 1,4 NA.
  2. Dostosuj moc lasera tak, aby moc była wystarczająco niska, aby uniknąć fotowybielania, ~2%. Upewnij się, że szybkość skanowania jest wysoka. Rób obrazy w rozdzielczości 512 x 512.
  3. Ustaw odstępy między plasterkami Z w krokach co 0,25 μm. Aby postępować zgodnie z tym protokołem, zobrazuj komórki tak, aby składały się z 10 stosów Z. Zdobądź pięć przedziałów czasowych bez żadnego odstępu między nabyciem stosu Z.
    UWAGA: Po zoptymalizowaniu protokół ten nie powinien być dostosowywany między grupami leczonymi lub grupami eksperymentalnymi, ponieważ wymienione tutaj makra wymagają, aby protokół obrazowania był ustandaryzowany we wszystkich komórkach.

3. Ocena obliczeniowa

UWAGA: Całe późniejsze przetwarzanie zostało wykonane przy użyciu ImageJ v1.53t. Wtyczkę MEL, a także moduły pomocnicze, można znaleźć pod adresem https://github.com/rensutheart/MEL-Fiji-Plugin, podczas gdy wszystkie używane makra można znaleźć pod adresem https://github.com/rensutheart/FMPP/tree/master/Sections.

  1. Przygotowanie obrazu
    1. Otwórz plik RAW w ImageJ.
    2. Aby wykadrować wiele komórek z jednego mikrografu, zacznij od zduplikowania obrazu do liczby pojedynczych komórek, które mają być analizowane.
    3. Użyj narzędzia do synchronizacji okien, narzędzia do rysowania odręcznego i dopasowania kolorów, aby narysować obszar zainteresowania wokół interesującej komórki, w której w polu widzenia znajduje się wiele komórek (rysunek uzupełniający S1).
    4. Kliknij Edytuj | Czysty na zewnątrz.
    5. Oddziel kanały czerwony i niebieski od siebie i zapisz kanał mitochondrialny jako . Plik TIFF.
  2. Generowanie i dekonwolucja funkcji rozproszenia punktów
    1. Aby wygenerować funkcję rozproszenia punktowego (PSF), użyj wtyczki generatora PSF , korzystając z osadzonych informacji mikrograficznych. Przejdź do Wtyczki | Generator PSF , aby otworzyć wtyczkę. Dodatkowo przejdź do punktu menu Obraz | Pokaż informacje... lub naciśnij I, aby otworzyć informacje o obrazie, i przewiń w dół. Korzystając z rozmiaru i głębokości woksela, w polu informacyjnym pokazu zmień rozmiar piksela XY na 166,1 nm i krok Z na 200 nm. Zmień długość fali na 568 nm, rozmiar XYZ , aby dopasować rozdzielczość obrazu 512 x 512 i stos Z składający się z 10 warstw Z (rysunek uzupełniający S2).
    2. Przejdź do Wtyczki | Makra | Edycja | Deconvolution_time_lapse_mine.ijm makra.
    3. Edytuj linie wejściowe i wyjściowe i naciśnij przycisk uruchamiania (rysunek uzupełniający S3).
  3. Poprawa kontrastu obrazu i rozmycie
    1. Przejdź do Wtyczki | Makra | Edycja | Przetwarzanie wstępne.ijm.
    2. W makrach Preprocessing.ijm użyj odejmowania tła o promieniu toczącej się kuli równym 6. Ustaw Sigma Filter Plus tak, aby promień był równy 1, używane piksele były równe 2, a minimalny ułamek pikseli był równy 0,2, przy czym wtyczka jest świadoma wartości odstających. Dostosuj ustawienia CLAHE tak, aby rozmiar bloku wynosił 64; ustaw przedziały histogramu na 256, maksymalne nachylenie na 2,5, a krzywą gamma na 0,8.
      UWAGA: Wszystkie te ustawienia zostały zoptymalizowane pod kątem naszych zestawów danych, a wartości powinny zostać zoptymalizowane pod kątem alternatywnych zestawów danych przed zastosowaniem. Filtrowanie Sigma jest stosowane w celu wygładzenia obrazu i skutecznego mieszania pobliskich pikseli w celu zapewnienia spójnych struktur. Kontrast lokalny jest stosowany w celu zwiększenia kontrastu między jasnymi i ciemnymi pikselami, a w połączeniu ze zmianą gamma zwiększa obecność struktur mitochondrialnych, jednocześnie minimalizując piksele tła.
    3. Zmień wiersz wejściowy na folder zawierający mikrofotografie, które zostały poddane dekonwolucji (rysunek uzupełniający S4).
    4. Kliknij przycisk Uruchom.
  4. Progowanie obrazu
    UWAGA: Chociaż użytkownicy mogą korzystać z dowolnego wybranego przez siebie narzędzia do progowania, zalecamy wtyczkę adaptacyjnego progowania firmy Qingzong Tseng (https://sites.google.com/site/qingzongtseng/adaptivethreshold).
    1. Otwórz interesujący plik, który został zmodyfikowany przez makra Preprocessed.ijm w ImageJ.
    2. Przejdź do Wtyczki | adaptiveThr.
    3. Ustaw próg lokalny na średnią ważoną i rozmiar bloku pikseli zgodnie z preferencjami użytkownika.
      UWAGA: Rozmiar bloku pikseli powinien być spójny między komórkami, ponieważ ta wartość wpływa na oceny wymiarów mitochondrialnych, takie jak objętość lub proporcje.
    4. Aby zoptymalizować pod kątem czasu, kliknij podgląd i dostosuj rozmiar bloku tak, aby jak najwięcej mitochondriów było wyraźnie uwzględnionych. Dostosuj także wartość odejmowania dla każdej komórki, aby wyeliminować niepotrzebne tło. Zapisz pliki mikrograficzne w folderach powiązanych z wartością odejmowania (rysunek uzupełniający S5).
      UWAGA: Makra Threshold.ijm zawierają filtr rozmiaru, który eliminuje mniejsze cząstki.
    5. Wybierz Wtyczki | Makra | Edycja | Próg.ijm.
    6. Edytuj wiersze input_path i output_path, a także blockSize i odejmij wiersze w skrypcie makr (Rysunek uzupełniający S6).
    7. Kliknij przycisk Uruchom.
  5. Wykrywanie zdarzeń rozszczepienia i fuzji za pomocą wtyczki lokalizatora zdarzeń mitochondrialnych (MEL)
    UWAGA: MEL jest przeznaczony do przetwarzania poklatkowej sekwencji stosów z składających się z jednego kanału, zapisywanych jako pojedynczy plik TIFF na raz. Chociaż można to zrobić, zmieniając linię wejściową na interesujący nas plik Tiff z progiem, zademonstrujemy również metodę przetwarzania wielu plików Tiff jednocześnie za pomocą funkcji concatenate w ImageJ.
    1. Otwórz do 10 mikrofotografii progowych, które należą do tych samych warunków leczenia.
      UWAGA: Aby to zadziałało, mikrofotografie muszą mieć taką samą liczbę plasterków Z.
    2. Przejdź do obrazu | Stosy |Narzędzia | Połącz i naciśnij przycisk OK.
    3. Aby usunąć pozostałą małą puncta pozostawioną przez progowanie, przejdź do Wtyczki | Zintegrowane filtry obrazów | Usuń wartości odstające. Użyj podglądu , aby ustawić rozmiary X i Y, aby usunąć niezbędne fragmenty.
    4. Zapisz połączony plik jako plik TIFF.
    5. Przejdź do Wtyczki | Makra | Edycja | Quicktest_new.ijm i w razie potrzeby edytuj ścieżki wejściowe i wyjściowe (rysunek uzupełniający S7).
      UWAGA: Po zakończeniu folder o nazwie "MEL_results" zostanie znaleziony w folderze wyjściowym ze wszystkimi wynikami MEL. Są one pokazane jako zdarzenia rozszczepienia i fuzji wykryte w każdym punkcie czasowym, a ostatni punkt czasowy powinien być zawsze usuwany ze względu na sposób, w jaki działa MEL18.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaznaczanie odpowiednich komórek
Użytkownicy powinni mieć świadomość, że sieć mitochondrialna zmienia się w zależności od stanu mitotycznego komórki. Jeśli jądro wydaje się mieć kształt hantli lub litery U, lub jeśli w pobliżu jądra znajduje się przestrzeń z brakiem sygnału fluorescencji, może to oznaczać, że komórka zbliża się do mitozy. W tym stanie mitochondria prawdopodobnie ulegają rozszczepieniu z powodu podziału komórek, a nie z powodu interwencji leczniczej i jej wpływu na sieć (rysune...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż istnieje coraz więcej podejść do opisu morfologii mitochondriów, dostępne są ograniczone techniki odpowiedniego uchwycenia dynamiki mitochondriów w sposób ilościowy. Dodatkowo należy zauważyć, że morfologia sieci mitochondrialnej, a także mechanizmy rządzące tą morfologią mają zróżnicowany charakter. Powoduje to powstawanie sieci, które są powiązane z potrzebami komórki, począwszy od rozgałęzionej formacji zwiększającej produkcję energii, a skończywszy na czasowo odrębnych regionach rozszczepienia, które ułatwiaj...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania te zostały sfinansowane przez Uniwersytet Stellenbosch w Republice Południowej Afryki, Południowoafrykańską Radę ds. Badań Medycznych (SAMRC) i Narodową Fundację Badawczą (NRF) Republiki Południowej Afryki, a także Kanadyjskie Instytuty Badań nad Zdrowiem (CIHR) oraz Kanadyjską Radę ds. Badań Przyrodniczych i Inżynieryjnych (NSERC).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
8 naczyń komorowychRybak termiczny#Z734853
Dostosowane progihttps://sites.google.com/site/qingzongtseng/adaptivethreshold
Bafilomycyna A1Laboratoria LKT#B0026
Chlorofenylohydrazon cyjanku karbonylu (CCCP)Merck#C2759
Mikroskop konfokalnyCarl Zeiss AGPlatforma superrozdzielczości LSM780 ELYRA PS.1
Zmodyfikowane podłoże Dulbecco Eagle (DMEM)Rybak termiczny#341956062
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Sigma-Aldrich#F0679
Link do usługi Githubhttps://github.com/rensutheart/MEL-Fiji-Plugin
GraphPad Prism v7.06
Ogniwa GT1-7Kontroler ATCC (Kontroler TZobacz materiał SCC116
Hoecsht powiedział:Sigma-AldrichZobacz materiał H6024
ImageJ v1.53tFidżi
Makrahttps://github.com/rensutheart/FMPP/tree/master/Sections
MetforminaFarmakopea EuropejskaM06050000
Penicylina/streptomycyna (PenStrep)Sigma-Aldrich#P4333
T25sBio-Smart Naukowy#70025
TMRE (Międzynarodowa Organizacja TRybak termiczny#T669
TrypsynaSigma-Aldrich#T4049

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sancak, Y., et al. Ragulator-rag complex targets mTORC1 to the lysosomal surface and is necessary for its activation by amino acids. Cell. 141 (2), 290-303 (2010).
  2. Bhabha, G., Johnson, G. T., Schroeder, C. M., Vale, R. D. How dynein moves along microtubules. Trends Biochem Sci. 41 (1), 94-105 (2016).
  3. Twig, G., et al. Fission and selective fusion govern mitochondrial segregation and elimination by autophagy. EMBO J. 27 (2), 433-446 (2008).
  4. Rana, A., et al. Promoting Drp1-mediated mitochondrial fission in midlife prolongs healthy lifespan of Drosophila melanogaster. Nat Commun. 8 (1), 1-14 (2017).
  5. Rolland, S. G., et al. Impaired complex IV activity in response to loss of LRPPRC function can be compensated by mitochondrial hyperfusion. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (32), E2967-E2976 (2013).
  6. Sgarbi, G., et al. Mitochondria hyperfusion and elevated autophagic activity are key mechanisms for cellular bioenergetic preservation in centenarians. Aging. 6 (4), 296-310 (2014).
  7. Mourier, A., et al. Mitofusin 2 is required to maintain mitochondrial coenzyme Q levels. J Cell Biol. 208 (4), 429-442 (2015).
  8. Ramos, E. S., et al. Mitochondrial fusion is required for regulation of mitochondrial DNA replication. PLoS Genet. 15 (6), e1008085(2019).
  9. Santos, D., Esteves, A. R., Silva, D. F., Januário, C., Cardoso, S. M. The impact of mitochondrial fusion and fission modulation in sporadic Parkinson's disease. Mol Neurobiol. 52 (1), 573-586 (2015).
  10. Joshi, A. U., Saw, N. L., Shamloo, M., Mochly-Rosen, D. Drp1/fis1 interaction mediates mitochondrial dysfunction, bioenergetic failure and cognitive decline in Alzheimer's disease. Oncotarget. 9 (5), 6128-6143 (2018).
  11. Torres, A., Rivera, B., Polanco, C., Jara, C., Tapia-Rojas, C. Phosphorylated tau as a toxic agent in synaptic mitochondria: Implications in aging and Alzheimer's disease. Neural Regen Res. 17 (8), 1645-1651 (2022).
  12. Yu, B., et al. Mitochondrial phosphatase PGAM5 modulates cellular senescence by regulating mitochondrial dynamics. Nat Commun. 11 (1), 2549(2020).
  13. Baek, M. L., et al. Mitochondrial structure and function adaptation in residual triple negative breast cancer cells surviving chemotherapy treatment. Oncogene. 42 (14), 1117-1131 (2023).
  14. Nag, S., et al. PGAM5 is an MFN2 phosphatase that plays an essential role in the regulation of mitochondrial dynamics. Cell Rep. 42 (8), 112895-112895 (2023).
  15. Robertson, G. L., et al. DRP1 mutations associated with EMPF1 encephalopathy alter mitochondrial membrane potential and metabolic programs. J Cell Sci. 136 (3), jcs260370(2023).
  16. Chaudhry, A., Shi, R., Luciani, D. S. A pipeline for multidimensional confocal analysis of mitochondrial morphology, function, and dynamics in pancreatic β-cells. Am J Physiol Endocrinol Metab. 318 (2), E87-E101 (2020).
  17. Bernhardt, D., Müller, M., Reichert, A. S., Osiewacz, H. D. Simultaneous impairment of mitochondrial fission and fusion reduces mitophagy and shortens replicative lifespan. Sci Rep. 5, 7885(2015).
  18. Theart, R. P., Kriel, J., Du Toit, A., Loos, B., Niesler, T. R. Mitochondrial event localiser (mel) to quantitatively describe fission, fusion and depolarisation in the three-dimensional space. PLoS ONE. 15 (12), e0229634(2020).
  19. McCarron, J. G., et al. From structure to function: Mitochondrial morphology, motion and shaping in vascular smooth muscle. J Vasc Res. 50 (5), 357-371 (2013).
  20. Peng, K., et al. The interaction of mitochondrial biogenesis and fission/fusion mediated by PGC-1α regulates rotenone-induced dopaminergic neurotoxicity. Mol Neurobiol. 54 (5), 3783-3797 (2017).
  21. Huang, Y. C., et al. Reduced mitochondria membrane potential and lysosomal acidification are associated with decreased oligomeric Aβ degradation induced by hyperglycemia: A study of mixed glia cultures. PLoS ONE. 17 (1), e0260966(2022).
  22. Martín-Maestro, P., et al. Slower dynamics and aged mitochondria in sporadic Alzheimer's disease. Oxidat Med Cell Longev. 2017, 9302761(2017).
  23. De Wet, S., et al. The highs and lows of memantine-an autophagy and mitophagy inducing agent that protects mitochondria. Cells. 12 (13), 1726-1726 (2023).
  24. Kleele, T., et al. Distinct fission signatures predict mitochondrial degradation or biogenesis. Nature. 593 (7859), 435-439 (2021).
  25. Jenkins, B. C., et al. Mitochondria in disease: Changes in shapes and dynamics. Trends Biochem Sci. 49 (4), 346-360 (2024).
  26. Izzo, A., et al. Metformin restores the mitochondrial network and reverses mitochondrial dysfunction in down syndrome cells. Hum Mol Genet. 26 (6), 1056-1069 (2017).
  27. Buchanan, E., et al. Propionic acid induces alterations in mitochondrial morphology and dynamics in SH-SY5Y cells. Sci Rep. 13 (1), 13248(2023).
  28. Rohani, A., Kashatus, J. A., Sessions, D. T., Sharmin, S., Kashatus, D. F. Mito hacker: A set of tools to enable high-throughput analysis of mitochondrial network morphology. Sci Rep. 10 (1), 18941(2020).
  29. Qiao, C., et al. Rationalized deep learning super-resolution microscopy for sustained live imaging of rapid subcellular processes. Nat Biotechnol. 41 (3), 367-377 (2023).
  30. Ding, Y., et al. Mitochondrial segmentation and function prediction in live-cell images with deep learning. Nat Commun. 16 (1), 743(2025).
  31. Ezzahoini, H., et al. SIRT4 interacts with OPA1 and regulates mitochondrial quality control and mitophagy. Aging. 10 (9), 2536-2536 (2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mitochondrial MorphologyMitochondrial DynamicsFluorescence MicrographsMitochondrial FissionMitochondrial FusionThree Dimensional ImagingImageJ AnalysisMitochondrial NetworkDeconvolution MicroscopyMitochondrial Event Localizer

Related Articles