Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Klinicznie istotny model przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego u świń poprzez umieszczenie zwężacza ameroidów z jednoczesnym mapowaniem perfuzji

369 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68490

⸱

10 października 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego projektu jest szczegółowe opracowanie dokładnie zbadanego protokołu chirurgicznego umieszczania ameroidowego zwężacza wokół proksymalnej lewej tętnicy wieńcowej obwodowej (LCx), indukując w ten sposób przewlekłą chorobę wieńcową i precyzyjnie mapując obszar niedokrwienny za pomocą mikrosfer znakowanych izotopami.

Streszczenie

Pomimo przełomowych odkryć w terapiach medycznych i proceduralnych w leczeniu chorób sercowo-naczyniowych, nadal istnieje zapotrzebowanie na translacyjne duże modele zwierzęce w celu zbadania narzędzi diagnostycznych i strategii leczenia. Świnie stanowią nieskazitelnie dokładny i odpowiedni model chorób sercowo-naczyniowych u ludzi, ponieważ ich anatomia i fizjologia serca są bardzo podobne do ludzkiej, a także ich profil metaboliczny i proteomiczny . Indukcja przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego w obszarze mięśnia sercowego za pomocą zwężacza ameroidowego dokładnie i łatwo naśladuje powszechny patofizjologiczny proces rozwoju miażdżycy u ludzi i późniejszą odpowiedź mięśnia sercowego. Dusiciele ameroidów były szeroko badane w ciągu ostatnich 50 lat, dostarczając rygorystycznych dowodów na ich stosowanie; Ponadto posiadamy ponad dwudziestoletnie doświadczenie w sprawnym i jednolitym przeprowadzeniu tej procedury. Ważnym krokiem w ramach tego protokołu jest wykonanie mapowania przepływu krwi w naczyniach wieńcowych w celu określenia obszaru największego niedokrwienia i obszarów bez niedokrwienia poprzez wstrzyknięcie mikrosfer znakowanych izotopem. Możliwość wykonania mapowania przepływu krwi w naczyniach wieńcowych wyklucza konieczność i pracochłonne stosowanie rezonansu magnetycznego serca lub obrazowania PET do badań perfuzji i określenia obszaru niedokrwiennego. Celem tej publikacji jest szczegółowe określenie prawidłowego umiejscowienia zwężacza ameroidu na proksymalnym LCx i późniejsze mapowanie perfuzji wieńcowej.

Wprowadzenie

Na całym świecie choroba niedokrwienna serca (IHD) tylko wzrosła pod względem śmiertelności i obciążenia dla pacjentów i systemu opieki zdrowotnej. Według American Heart Association liczba zgonów przypisywanych IHD w latach 1990-2021 wzrosła na całym świecie o 74%1. Jest to również prawdą w Stanach Zjednoczonych, gdzie Centrum Kontroli Chorób cytuje, że u jednego na dwudziestu dorosłych zdiagnozowano chorobę wieńcową (CAD), a około jedna na pięć zgonów jest spowodowana chorobą sercowo-naczyniową, co odpowiada osobie umierającej z powodu choroby sercowo-naczyniowej co 33 sekundy2. To obciążenie chorobami obciąża system opieki zdrowotnej, w ramach którego w latach 2019-2020 wydano ponad 250 miliardów dolarów na pacjentów z chorobami układu krążenia2. Biorąc pod uwagę wszechobecny charakter chorób sercowo-naczyniowych i poważne obciążenie zarówno pacjenta, jak i świadczeniodawcy, konieczne jest kontynuowanie badań nad innowacyjnymi i nowatorskimi terapiami.

Aby osiągnąć takie cele, należy zastosować klinicznie istotne modele zwierzęce, a jednocześnie poddać je analizie, aby spełnić standardy powtarzalnych i translacyjnych badań. Modele zwierzęce były kwestionowane z wielu powodów, w tym różnych gatunków zwierząt o zmiennej farmakokinetyce, różnych protokołów wywoływania pożądanego stanu chorobowego, różnic w dawkowaniu leków i harmonogramach, słabej standaryzacji randomizowanych zwierząt, czasu trwania obserwacji i zaślepienia badaczy, a wreszcie małych grup eksperymentalnych3. Eksperymentalnie udoskonaliliśmy i ustandaryzowaliśmy protokół nie tylko ogólnego modelu zwierzęcego, aby reprezentować IHD, ale także protokół chirurgiczny, randomizację zwierząt, dostarczanie i czas trwania leków oraz późniejsze wyniki. W odniesieniu do IHD, świnie stanowią optymalny model zwierzęcy ze względu na ich znaczące podobieństwa w anatomii i fizjologii serca do ludzi. Co ważne, świnie mają podobny rozkład tętnic wieńcowych jak ludzie i minimalne krążenie poboczne, co sprawia, że indukcja niedokrwienia jest wiarygodną reprezentacją rozwoju miażdżycy u ludzi. Ponadto świnie mają podobny metabolizm, profil proteomiczny i układ odpornościowy do ludzi, co sprawia, że analiza molekularnego wpływu terapii jest bardziej znacząca4. Mając to na uwadze, model zwierzęcy zastosowany w tym protokole najlepiej nadaje się do powtarzalnego reprezentowania patofizjologii układu krążenia człowieka.

Nasze laboratorium wykorzystuje chirurgiczne umieszczenie zwężacza ameroidu na LCx, co pozwala na przewlekłą indukcję niedokrwienia mięśnia sercowego. Zastosowanie tej techniki do przewlekłego wywoływania niedokrwienia daje wyjątkowe korzyści w porównaniu z ostrym podwiązaniem. Jednym z nich jest obszerna literatura naukowa z wielu dziesięcioleci wykorzystująca to urządzenie5. Dodatkowo pozwala na wiarygodną symulację kliniczną stopniowego zwężenia tętnic wieńcowych z powodu rozwoju miażdżycy u ludzi i wreszcie poprawę śmiertelności zwierząt poprzez oszczędzenie mięśnia sercowego, który miałby całkowite zatrzymanie przepływu krwi6. Zwężacz ameroidowy składa się z dwóch części: tytanowego pierścienia zewnętrznego i wewnętrznej higroskopijnej warstwy tworzywa sztucznego. Po umieszczeniu wokół tętnicy wieńcowej, wewnętrzny pierścień będzie następnie wchłaniał płyny ustrojowe i pęcznieł do wewnątrz dzięki restrykcyjnej stalowej tulei przez okres od dwóch do czterech tygodni7. Strategia umieszczania wokół LCx przynosi korzyści w zakresie śmiertelności, ponieważ jest to najmniejsza z trzech głównych tętnic wieńcowych i wpływa na około 20% mięśnia sercowego7. Aby równomiernie wytworzyć obszar niedokrwienny, ameroid należy umieścić na starcie LCx przed rozgałęzieniem rozwartych tętnic brzeżnych.

Kolejnym rozważaniem zastosowanym w tym protokole jest potwierdzające mapowanie przepływu krwi wieńcowej w celu określenia indukcji niedokrwienia i wykorzystania właściwego terytorium w badaniu wpływu środków terapeutycznych na mięśnia sercowego. W tym celu stosujemy iniekcję mikrosfery złota z BioPhysics Assay Laboratory, Inc. w momencie umieszczania ameroidu, gdy LCx jest całkowicie zamknięty. Sekcja o najniższej kwantyfikacji mikrosfer złota będzie wtedy reprezentować najbardziej niedokrwienne terytorium lewej komory. Nie można przecenić znaczenia mapowania przy określaniu modyfikacji molekularnych powstałych w wyniku leczenia eksperymentalnego. Ponadto zastosowanie mikrosfer znakowanych izotopami zapewnia opłacalną metodę w porównaniu z obrazowaniem oporu magnetycznego serca do oznaczania perfuzji mięśnia sercowego8.

Wreszcie, opisany tutaj model uwzględnia dobrze znaną zmienność między płciami w rozwoju chorób sercowo-naczyniowych i późniejszej odpowiedzi terapeutycznej. Zbyt często przedkliniczne modele zwierzęce nie są w stanie wiernie odwzorować różnic w populacji ludzkiej; W ten sposób dopasowujemy płeć świń wykorzystywanych w grupach kontrolnych i eksperymentalnych między samicami a nienaruszonymi samcami świń. Wcześniej wykorzystaliśmy to do określenia odpowiedzi opartych na płci na nowe terapie9. Kolejnym czynnikiem zwiększającym przekładalność tego protokołu jest zastosowanie randomizacji grup badanych i zaślepienie badacza analizującego parametry czynnościowe serca i perfuzji mięśnia sercowego każdej świni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedura chirurgiczna opisana poniżej została zatwierdzona przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szpitala Rhode Island i Uniwersytetu Browna.

1. Model zwierzęcy

  1. Używaj zarówno młodych samic, jak i nienaruszonych samców świń rasy Yorkshire, najlepiej w wieku około 11 tygodni i zwykle ważących około 15 kg.

2. Zabiegi przedoperacyjne

  1. Upewnij się, że świnie otrzymują codziennie aspirynę przed i po operacji (10 mg/kg), zaczynając 1 dzień przed operacją i przechodząc do 5 dni po operacji.
  2. Upewnij się, że świnie są bez jedzenia rano w dniu zabiegu.
  3. W dniu zabiegu należy wywołać znieczulenie za pomocą domięśniowych wstrzyknięć telazolu (4,4 mg/kg) i ksylazyny (2,2 mg/kg).
  4. Zaintubuj świnię rurką dotchawiczą o odpowiednim rozmiarze (zwykle 7-0).
  5. W tym samym czasie osiągnij analgezję, podając buprenorfinę w dawce 0,03 mg/kg i stosując plaster z fentanylem (4 μg/kg).
  6. Umieścić cewnik dożylny (IV) o sile 20-22 G w dużej żyle usznej.
  7. Rozpocznij podawanie płynów dożylnych (0,9% soli fizjologicznej) w ilości 5 ml/kg/h.
  8. Podawać ceftiofur, który jest antybiotykiem cefalosporynowym o szerokim spektrum działania. Zwykle odbywa się to w ciągu 30 minut od nacięcia jako pojedyncze wstrzyknięcie domięśniowe.
  9. Ogolić świnię w miejscu operacji (od lewego ramienia do pępka), a także w pozycji elektrokardiogramu (EKG) monitorującego odprowadzenie.
  10. Przetransportować świnię na salę operacyjną i utrzymać znieczulenie 0,75-3,0% izofluranem.
  11. Podłącz świnię do monitora EKG i załóż elektrokoagulacyjne podkładki uziemiające.
  12. Prawidłowo ułóż świnię na stole operacyjnym: prawą stroną do dołu, lewa kończyna przednia wyprostowana i przywiązana do stołu, a prawa strona stołu przechylona do góry.
  13. Przygotować miejsce operacji za pomocą 2% peelingu chloroheksydynowego.
  14. Ułóż miejsce nacięcia czterema małymi lepkimi serwetkami i jedną dużą serwetką laparotomijną.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Zacznij od wstrzyknięcia 2% lidokainy podskórnie w przewidywane miejsce nacięcia.
  2. Następnie użyj skalpela #10, aby wykonać około 5-centymetrowe nacięcie ukośnie, zaczynając w pobliżu pachowego fałdu skórnego i dalej na boki; Jest to okolica 2-3 przestrzeni międzyżebrowej.
  3. Użyj skalpela #10, aby kontynuować to nacięcie w dół przez warstwę mięśniową, aż dojdziesz do warstwy powięziowej.
  4. W tym czasie należy stosować elektrokoagulację, aby uzyskać hemostazę skóry i mięśni.
  5. Tępo otwórz miejsce powięziowe wyżej, aż obojczyk będzie mógł być wyczuwalny.
  6. Gdy to zostanie osiągnięte, należy obmacać przestrzenie żeber, upewniając się, że zidentyfikowano 2.przestrzeń żeber .
    UWAGA: Zazwyczaj 2.przestrzeń międzyżebrowa zapewnia nieco lepszy widok pola, co pozwala na łatwiejsze proksymalne umieszczenie zwężacza ameroidalnego. Czasami, ze względu na anatomię świń, konieczne jest wprowadzenie 3.przestrzeni międzyżebrowej.
  7. Naciąć mięsień międzyżebrowy za pomocą elektrokoagulacji i wejść do jamy opłucnej za pomocą dużego zacisku Kelleya.
  8. Rozszerz ten otwór przyśrodkowo i bocznie za pomocą elektrokoagulacji, jednocześnie chroniąc płuco i osierdzie za pomocą dużego zacisku Kelleya jako wskazówki.
  9. Wprowadź mały retraktor Finochietto, aby rozsunąć żeberka.
  10. Umieść mokrą gazę, aby wepchnąć płuco z powrotem do lewej jamy opłucnej. To rozszerza widok osierdzia.
  11. Użyj kleszczy Debakey, aby zwinąć osierdzie i wykonaj małe nacięcie nożyczkami Metzenbaum. Rozszerz go przyśrodkowo i bocznie, aby odsłonić uszek lewego przedsionka. Rozciągając się na boki w kierunku płuca, zidentyfikuj i chroń płuco i nerw przeponowy.
  12. W razie potrzeby przymocuj osierdzie za pomocą jedwabnego szwu 3-0.
  13. Za pomocą małego zacisku Satinsky chwyć dystalną część uszka lewego przedsionka i podwiąż tę część za pomocą jedwabnego krawata 0. Przy małym hemostacie cofnij wyrostek, aby odsłonić LCx i LAD (ryc. 1A).
  14. Gdy naczynia zostaną odsłonięte, przełącz się na kleszcze Geralda i wykonaj małe nacięcie nożyczkami Metzenbauma w tłuszczu nasierdziowym pokrywającym LCx w pobliżu jego startu z lewej głównej tętnicy wieńcowej.
  15. Używając małego kąta prostego i gąbek do orzechów ziemnych na zaciskach Allis, ostrożnie wypreparuj LCx. Wokół tętnicy pod odpowiednim kątem umieść pętlę naczynia, aby w pełni ją odizolować. Umieść mały hemostat na dwóch końcach.
  16. W tym czasie należy przeprowadzić heparynizację ogólnoustrojową świń w dawce 80 j.m./kg, aby zapobiec tworzeniu się skrzepliny.
  17. Wykonaj mapowanie perfuzji mięśnia sercowego.
    UWAGA: Ta procedura wymaga dwóch asystentów. Upewnij się, że jest to technik sali operacyjnej, który będzie miał czas na 2 minuty. Drugi musi być asystentem chirurgicznym.
    1. Poinstruuj asystentów, aby delikatnie cofnęli pętlę naczynia, aby całkowicie zamknąć LCx. Potwierdź okluzję, viewzmiany odcinka ST i/lub załamka T na monitorze EKG.
    2. W ciągu pierwszych 30 sekund okluzji wstrzyknij 5 ml mikrosfer złota za pomocą igły 28 G do uszka lewego przedsionka (ryc. 1B). Pociągnąć strzykawkę z powrotem w połowie wstrzyknięcia, aby uwidocznić krew; Ma to kluczowe znaczenie dla zapewnienia prawidłowego umieszczenia igły w lewym przedsionku i późniejszego dokładnego mapowania.
    3. Po zakończeniu wstrzyknięcia należy użyć gąbki z orzeszków ziemnych, aby utrzymać nacisk na miejsce wstrzyknięcia, aż do uzyskania hemostazy. Jeśli hemostazy nie można osiągnąć za pomocą ciśnienia, umieść mały szew ósemkowy ze szwem polipropylenowym 6-0.
    4. Poinstruuj asystenta chirurgicznego, aby kontynuował cofanie pętli naczynia przez całe 2 minuty, jednocześnie wizualizując zmiany EKG, zapewniając zamknięcie LCx.
  18. Po 2 minutach i po ustąpieniu zmian w EKG umieść ameroidowy zwężacz wokół bliższego naczynia LCx. Wymiarowanie opiera się na oględzinach, zwykle w zakresie od 2,0 mm do 2,75 mm. Uchwycenie ameroidu za pomocą zacisku Allis lub zacisku Kelly pozwala na łatwiejszą aplikację (Rysunek 1C). Upewnij się, że ameroid jest dobrze nasmarowany.
  19. Poproś asystenta chirurgicznego, aby cofnął kieszeń powstałą w wyniku rozwarstwienia za pomocą kleszczy Geralda i/lub gąbki orzechowej, aby otworzyć przestrzeń. Delikatnie poprowadź ameroid na tętnicę przez dziurkę od klucza i upewnij się, że dziurka od klucza jest obrócona na zewnątrz (ryc. 1D).
  20. Sprawdź, czy ameroid jest jak najbardziej proksymalny w swoim położeniu. Pomaga to utrzymać jednolitość w umieszczeniu i późniejszym obszarze niedokrwiennym.
  21. Usuń pętlę naczynia i rozpyl miejscowo nitroglicerynę (~ 2 ml) na tętnicę, aby zapobiec dalszemu skurczowi naczyń.
  22. Odetnij krawat na wyrostku przedsionkowym i pozwól mu opaść z powrotem na miejsce.
  23. Zamknij osierdzia za pomocą biegnącego szwu wchłanialnego 3-0 na igle do odwróconego skosu (RB).
  24. Pamiętaj, aby wyjąć mokrą gazę, cofnąć płuco i sprawdzić, czy nie ma żadnych obrażeń.
  25. Ponownie przybliżyć przestrzeń żeber za pomocą szwu 0 Polidioksanonu (PDS) na igle z końcówką.
  26. Zamknij warstwę mięśniową wchłanialnym szwem 3-0, a gdy jest prawie zamknięty, wprowadź mały czerwony gumowy cewnik połączony z ssaniem do przestrzeni opłucnej. Gdy główny chirurg zawiąże ostatni szew, wstrzymaj oddech i poproś asystenta, aby wycofał czerwoną gumę z jamy ustnej. Gwarantuje to, że całe powietrze w jamie opłucnej zostanie usunięte.
  27. Zamknij warstwę podskórną szwem wchłanialnym 3-0, a skórę biegnącym podskórnym szwem monokrylnym 4-0.
  28. Umieść sterylny opatrunek w miejscu nacięcia.

4. Opieka pooperacyjna i rekonwalescencja

  1. Rozpocznij odzwyczajanie izofluranu.
  2. Czekając, aż świnia się obudzi, zabezpiecz bandaż nacinający gazą i elastyczną folią.
  3. Gdy świnia zacznie samodzielnie oddychać, usuń rurkę dotchawiczą.
  4. Pozwolić trzadom chlewnym na powrót do zdrowia pod nadzorem zespołu weterynaryjnego w wyściełanej klatce ratunkowej ze wsparciem termicznym.
  5. Również w tym przypadku aspiryna jest kontynuowana do 5. dnia po operacji, aby zmniejszyć ryzyko zakrzepu. Osiągnij analgezję za pomocą plastra z fentanylem umieszczonego przed operacją, który pozostaje na miejscu przez 3 dni.
  6. Wykonuj dwa razy dziennie kontrole pooperacyjne świń przez 3 dni. Zazwyczaj świnie nie doświadczają arytmii ani zawału w tym okresie.
    UWAGA: Należy pamiętać, że około 14 dnia po operacji bardziej prawdopodobne jest wczesne zamknięcie ameroidu i/lub spontaniczna arytmia komorowa. Grupy mogą rozwiązywać problemy w tym okresie za pomocą profilaktycznych leków przeciwarytmicznych, takich jak amiodaron lub lidokaina, które są omawiane w dyskusji. Dodatkowo można zastosować ciągłe monitorowanie EKG; Jest jednak dość pracochłonny i trudny do utrzymania u świń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W ciągu dwóch dekad od wykonania powyższej procedury wskaźnik przeżycia wynosi około 80%10,11. Większość zgonów występuje około 2 tygodnie po operacji, często z powodu nieodwracalnej i samoistnej arytmii komorowej w momencie zamknięcia ameroidu. W wielu wcześniejszych sekcjach zwłok typowe wyniki wskazują na prawidłowo umieszczony ameroid z minimalnym tworzeniem się ostrej blizny w lewej komorze, co potwierdza rozpoznanie arytmii komorowej. Arytmia prowadzi do na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Główną zaletą stosowania zwężacza ameroidowego jest prostota urządzenia; Stwarza to jednak ograniczenia w zakresie niemożności kontrolowania wskaźników zamykania lub stopnia zwężenia wokół tętnicy wieńcowej. Może to prowadzić do zmienności w indukcji niedokrwienia mięśnia sercowego. Alternatywą dla stosowania zwężaczy ameroidowych jest stosowanie jedwabnych opasek, okluderów hydraulicznych lub seryjne umieszczanie sond przepływu 12,13,14,15,16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawniają żadnych informacji ani nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Badania zostały sfinansowane przez National Institutes of Health z następującymi numerami grantów: T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S.) i R01HL128831 (F.W.S.). Chcielibyśmy podziękować personelowi weterynaryjnemu w Rhode Island Hospital i Brown University za ich wyjątkową pracę i wsparcie przy naszych licznych projektach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#10 SkalpelLinia medlineMDS15310
0,9% sól fizjologicznaDechra/Wetivex17033-492-50Dawka: 5 ml / kg podczas przypadku
Krawaty 0-jedwabneEtykaZobacz materiał SA76GZwiąż uszek lewego przedsionka
1-0 PDS II na końcówce CTEtykaZ359TZamknięta przestrzeń żeber
2% lidokainyFeniksDawkowanie: 2– 5 mg/kg mc.
2-0 Szew jedwabny na stożku SHEtykaZobacz materiał K833HPrzyczepna osierdzia
Igła 28-gąsienicowaPatterson Weterynaryjny78032728Do iniekcji mikrosfery
3 igły 18GPatterson Weterynaryjny78032793Do rysowania leków
3-0 Vicryl na stożku RBEtykaVCP215HZamknij osierdzie
3-0 Cięcie wsteczne VicrylEtykaVCP442HZamknij warstwy mięśniowe i głębokie warstwy skóry właściwej
4-0 MonocrylEtykaMCP496GZamknij skórę
6-0 Szew polipropylenowyProgram SharePointJS617NDo awaryjnej naprawy atrium
Wszystkie narzędzia chirurgiczneSteris i MedlineWymaga przedstawiciela handlowegoWszystkie powszechnie spotykane w szpitalnych salach operacyjnych
Dusiciele ameroidówInstrumenty badawcze SW, Inc. Zobacz materiał CS-2.00-TITyp: tytan (2,0 cm do 3,0 cm)
Analgezja: BuprenorfinaHospiraNazwa marki: BupredynaDawkowanie: 0,03 mg/kg
Analgezja: plaster z fentanylemChciwość77870Dawkowanie: 4 mg/kg
Znieczulenie: TelazolUrządzenie Zoetis(tiletamina i zolazepam)Dawkowanie: 4,4 mg/kg
Znieczulenie: ksylazyna (Rompun)Dechra (Głuch)N/ADawkowanie: 2,2 mg/kg
Chlorheksydyna 4%Peeling BD E-Z371073Przygotowanie chirurgiczne
Mankietowa rurka dotchawiczaRUSCH (Rusch)Zazwyczaj 7-0Może wymagać różnych rozmiarów w zależności od wielkości i wagi świń
System monitorowania EKGZnak środkowyN/AMonitor wieloparametrowy
ElektrokoagulacjiSpecjalista Bovie Pro1250 LAT
Przekroczenie (Ceftiofur)Chciwość23814Pojedyncze wstrzyknięcie domięśniowe
Złote STERIsfery BioPAL, Inc.Samolot C-15H20Ilość: 5 cm³ na operację
Izofluran, USPDechra (Głuch)Dozowanie: 0.75%– 3.0%
Mini białe pętle naczyń (wykrywalne promieniami rentgenowskimi)DeRoyal (Królewski)30-711Aby odizolować LCx
Wiele strzykawek o pojemności 5 cm3Linia medlineTMOSS05LDo wielokrotnych wstrzyknięć
NitroglicerynaBaxterNitrogliceryna w 5% dekstrozie do wstrzykiwań (200mcg/mL)Spray 2– 3 cm³ miejscowo
Czerwony gumowy cewnikKardynalne zdrowie888766008Umieść w skrzyni, aby usunąć powietrze
Sterylne rękawiczkiBis820955
Układ ssącyGOMCO (Organizacja Handlowa)4042Lepiej, jeśli zasysanie ściany z własnego obiektu
Końcówka ssąca: YankauerLinia medlineDYND50130
Obłożenia chirurgicznePakiet weterynaryjnej chirurgii ogólnej Patterson789294364 małe serwety samoprzylepne i jedna duża serweta do laparotomii
Smar chirurgicznySurgiLube (Smar SurgiLube)0281-0205-43Musi być sterylny
Heparyna ogólnoustrojowaChciwość82496Dozowanie: 80 j.m./kg
Świnia YorkshireCBSET, Inc.N/ANajlepiej w wieku około 11 tygodni

Bibliografia

  1. Martin, S. S., Aday, A. W., Almarzooq, Z. I., et al. heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association. Circulation. 149 (8), e347-e913 (2024).
  2. Tsao, C. W., Aday, A. W., Almarzooq, Z. I., et al. heart disease and stroke statistics-2023 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 147 (8), e93-e621 (2023).
  3. Pound, P., Ebrahim, S., Sandercock, P., Bracken, M. B., Roberts, I. Where is the evidence that animal research benefits humans. BMJ. 328 (7438), 514-517 (2004).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  5. Litvak, J., Siderides, L. E., Vineberg, A. M. The experimental production of coronary artery insufficiency and occlusion. Am Heart J. 53 (4), 505-518 (1957).
  6. Keeran, K. J., et al. A chronic cardiac ischemia model in swine using an ameroid constrictor. J Vis Exp. (128), e56190(2017).
  7. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  8. Reinhardt, C. P., Dalhberg, S., Tries, M. A., Marcel, R., Leppo, J. A. Stable labeled microspheres to measure perfusion: validation of a neutron activation assay technique. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280 (1), H108-H116 (2001).
  9. Harris, D. D., et al. Proteomic analysis and sex-specific changes in chronically ischemic swine myocardium treated with sodium-glucose cotransporter-2 inhibitor canagliflozin. J Am Coll Surg. 238 (6), 1045-1055 (2024).
  10. Sabe, S. A., et al. Sitagliptin therapy improves myocardial perfusion and arteriolar collateralization in chronically ischemic myocardium: a pilot study. Physiol Rep. 11 (11), e15744(2023).
  11. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  12. Chen, C., et al. Functional and structural alterations with 24-hour myocardial hibernation and recovery after reperfusion: a pig model of myocardial hibernation. Circulation. 94 (3), 507-516 (1996).
  13. Chen, C., et al. Impact of delayed reperfusion of myocardial hibernation on myocardial ultrastructure and function and their recoveries after reperfusion in a pig model of myocardial hibernation. Cardiovasc Pathol. 9 (2), 67-84 (2000).
  14. Fallavollita, J. A., Perry, B. J., Canty, J. M. Jr 18F-2-deoxyglucose deposition and regional flow in pigs with chronically dysfunctional myocardium: evidence for transmural variations in chronic hibernating myocardium. Circulation. 95 (7), 1900-1909 (1997).
  15. Liedtke, A. J., Renstrom, B., Nellis, S. H., Hall, J. L., Stanley, W. C. Mechanical and metabolic functions in pig hearts after 4 days of chronic coronary stenosis. J Am Coll Cardiol. 26 (3), 815-825 (1995).
  16. Young, L. H., Renfu, Y., Russell, R., et al. Low-flow ischemia leads to translocation of canine heart GLUT-4 and GLUT-1 glucose transporters to the sarcolemma in vivo. Circulation. 95 (2), 415-422 (1997).
  17. Bolukoglu, H., et al. An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium. Am J Physiol. 263 (1 Pt 2), H20-H29 (1992).
  18. Radke, P. W., et al. Evaluation of the porcine ameroid constrictor model of myocardial ischemia for therapeutic angiogenesis studies. Endothelium. 13 (1), 25-33 (2006).
  19. Remme, W. J., et al. Acute hemodynamic and antiischemic effects of intravenous amiodarone. Am J Cardiol. 55 (6), 639-644 (1985).
  20. Nawada, T., et al. Evaluation of negative inotropic and antiarrhythmic effects of class 1 antiarrhythmic drugs. Int J Clin Pharmacol Ther. 32 (7), 347-355 (1994).
  21. Paslawska, U., et al. Normal electrocardiographic and echocardiographic (M-mode and two-dimensional) values in Polish Landrace pigs. Acta Vet Scand. 56 (1), 54(2014).
  22. Robich, M. P., et al. Anti-angiogenic effect of high-dose resveratrol in a swine model of metabolic syndrome. Surgery. 148 (2), 453-462 (2010).
  23. Salerno, M., Beller, G. A. Noninvasive assessment of myocardial perfusion. Circ Cardiovasc Imaging. 2 (5), 412-424 (2009).
  24. Qayyum, A. A., Kastrup, J. Measuring myocardial perfusion: the role of PET MRI and CT. Clin Radiol. 70 (6), 576-584 (2015).
  25. Sirajuddin, A., et al. Ischemic heart disease: noninvasive imaging techniques and findings. Radiographics. 41 (4), 990-1021 (2021).
  26. Hecht, S., Adams, W. H., Narak, J., Thomas, W. B. Magnetic resonance imaging susceptibility artifacts due to metallic foreign bodies. Vet Radiol Ultrasound. 52 (4), 409-414 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przep yw krwi w t tnicach wie cowychmikrosfery znakowane izotopowochoroby uk adu sercowo naczyniowegomodel na du ych zwierz tachperfuzja wie cowaodpowied mi nia sercowego

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.