Niniejsze badanie koncentruje się na indukcji in vivo podskórnej indukcji luminescencyjnych komórek raka jelita grubego w modelu mysim oraz na późniejszym pomiarze luminescencji za pomocą systemu obrazowania. Procedura ma na celu stworzenie powtarzalnego modelu wzrostu guza do monitorowania w czasie rzeczywistym i oceny terapeutycznej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Podskórne zastrzyki ludzkich komórek raka jelita grubego u athymicznych nagich myszy w celu oceny skuteczności przeciwnowotworowej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Rak jelita grubego (CRC) jest jedną z głównych przyczyn zgonów związanych z nowotworami na całym świecie, podkreślając pilną potrzebę ulepszenia modeli przedklinicznych do oceny potencjalnych terapii. Modele zwierzęce są niezbędne do wyjaśniania biologii nowotworów i oceny nowych interwencji terapeutycznych. Modele mysie oferują kluczowe zalety w porównaniu z istniejącymi modelami, w tym manipulację genetyczną, szybkie rozmnażanie, opłacalność oraz dostępność szczepów immunokompetentnych i niedoborowych, umożliwiając precyzyjne modelowanie ludzkich nowotworów.
Protokół ten koncentruje się na podskórnej indukcji linii komórkowej bioluminescencyjnego raka jelita grubego HCT-116 w modelu myszego o niedoborze immunodeficytowym, a następnie na nieinwazyjnym obrazowaniu bioluminescencji z użyciem systemu IVIS i kalipera w celu monitorowania postępu i wzrostu guza. Wykorzystanie luminescencyjnych komórek zapewnia w czasie rzeczywistym podejście do śledzenia rozwoju guza i odpowiedzi na interwencje terapeutyczne, zmniejszając potrzebę stosowania zabiegów inwazyjnych. Do implantacji komórek nowotworowych potrzebna jest kohorta myszy (n = 12), a intensywność luminescencji mierzona jest w celu stworzenia standaryzowanego modelu badań terapeutycznych. Objętość guza jest zazwyczaj obliczana jedynie na podstawie pomiarów długości i szerokości lub szerokości.
Obecna metodologia zapewnia spójne powstawanie guza przy minimalizacji zmienności°, co ostatecznie zwiększa wiarygodność oceny przedklinicznej. Wyniki tego badania przyczynią się do udoskonalenia modeli nowotworów do testów lekowych oraz poprawy translacyjnego potencjału badań przedklinicznych w zastosowaniach klinicznych. Dzięki zastosowaniu zaawansowanych technik obrazowania oraz powtarzalnego projektu eksperymentalnego, celem tego badania jest poprawa dokładności i efektywności oceny leków in vivo w leczeniu raka jelita grubego.
Wprowadzenie
Rak jelita grubego (CRC) jest poważnym globalnym obciążeniem zdrowotnym, plasującym się wśród najbardziej rozpowszechnionych i śmiertelnych nowotworów1. Opracowanie wiarygodnych modeli przedklinicznych jest kluczowe dla oceny nowych metod terapeutycznych, ponieważ tradycyjne testy in vitro nie oddają w pełni złożoności wzrostu guza i odpowiedzi na leki w organizmie żywym. Modele in vivo , szczególnie mysze, zostały wykorzystane do dostarczania cennych informacji o biologii nowotworów, pozwalając naukowcom ocenić skuteczność potencjalnych terapii w kontrolowanym środowisku.
Wykorzystanie luminescencyjnych komórek CRC w modelach mysich stanowi istotny postęp w badaniach przedklinicznych, umożliwiając nieinwazyjne monitorowanie progresji guza w czasie rzeczywistym2. Celem tego badania jest ustanowienie standaryzowanego protokołu indukcji guza podskórnego oraz obrazowania IVIS w celu dynamicznego śledzenia wzrostu guza. Wybrano model podskórnego zastrzyku ze względu na jego techniczną prostotę, powtarzalność oraz łatwość podłużnego monitorowania guza. Dzięki wykorzystaniu obrazowania bioluminescencji naukowcy mogą uzyskać precyzyjne, ilościowe dane dotyczące rozwoju guza i odpowiedzi terapeutycznych bez konieczności usypiania zwierząt w wielu punktach czasowych3.
System obrazowania IVIS to potężne narzędzie do oceny obciążenia guzami o wysokiej czułości i swoistości, zwiększając powtarzalność i dokładność badań in vivo . To badanie stanie się podstawą przyszłych ocen terapeutycznych, zapewniając standaryzowane i efektywne podejście do przedklinicznych testów lekowych w leczeniu raka jelita grubego. Poprzez udoskonalenie metod indukcji nowotworów i zastosowanie zaawansowanych technik obrazowania, badania te przyczyniają się do zbliżenia różnic między zastosowaniami przedklinicznymi a klinicznymi w onkologii4.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Zwierzęta były utrzymywane w określonych warunkach wolnych od patogenów zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez komisję etyczną Instituto Murciano de Investigación Biosanitaria (IMIB, Murcja) (nr A13240502). Inspekcje były przeprowadzane co tydzień przez wykwalifikowany personel zgodnie z przepisami R. D. 1201/2005.
1. Zwierzęta
UWAGA: Wszystkie zwierzęta muszą być bezpiecznie i bezpiecznie unieruchomione przed wstrzyknięciem. W przypadku pracy z myszami niedoborczymi immunodysficytnie (czyli nagimi myszami athymicznymi, takimi jak Crl: NU(NCr)-Foxn1nu), niezbędne jest zachowanie bezpłodności. Obecne badanie objęło 12 athymicznych nagich myszy w wieku 5 tygodni (20-22 g u samic i 22-26 g u samców) na początku eksperymentu (50% samców). Wszystkie zabiegi znieczulające i eksperymentalne były przeprowadzane w Guía de Ética y Buena Practica en Investigación ośrodka, za zgodą komisji etyki instytucjonalnej (Protokół nr A13240502) i zgodnie z hiszpańskim prawem (R.D. 1201/2005).
- Przed rozpoczęciem badania przyzwyczaj myszy, które mają 4 tygodnie, do ośrodka zwierzęcego przez około tydzień. Następnie wykonaj następujące procedury.
2. Przygotowanie zapasu D-lucyferyny
- Przygotuj roboczy roztwór roboczy 15 mg/mL Bioluminescencyjnego podłoża z solą potasową D-Lucyferyny w podgrzanej soli fosforanowej (PBS) w stożkowej probówce wewnątrz szafki biobezpieczeństwa. Odwróć rurkę kilka razy, aby dobrze ujednolicić roztwór.
- Przełóż roztwór przez filtr strzykawkowy o pojemności 0,2 μm w celu sterylizacji.
- Roztwór sterylizowany należy zachować w 1 mL nieprzezroczystych mikrorurkach i przechowywać w temperaturze -20 °C.
UWAGA: Lucyferyna jest wrażliwa na światło.
3. Przygotowanie macierzy zewnątrzkomórkowej
- Rozmrażaj komercyjną macierzę zewnętrzną (ECM) hydrożelu bezfenolowo-czerwonego na noc na lodzie w lodówce w temperaturze między 2 °C a 8 °C5.
- W dniu wstrzyknięcia trzymaj ECM na lodzie i, używając schłodzonej mikropipety P1000, podaj 200 μL ECM do sterylnych rurek.
UWAGA: Zaleca się stosowanie mikrorur o szerokim przełęcie. Minimalizuj zmiany temperatury i unikaj powtarzających się cykli zamarzania i rozmrażania. - Przed przygotowaniem zastrzyków schłodź strzykawki i igły na lodzie, aby zapobiec nagłym zmianom temperatury ECM.
4. Odłączenie i liczenie komórek
- Na kilka dni przed indukcją guza umieścić bioluminescencyjne komórki HCT-116 (linia komórkowa ATCC CCL-247-LUC2) w kolbach T75 na kilka dni przed indukcją guza, aby zapewnić odpowiednią liczbę komórek. Utrzymuj hodowlę komórek w temperaturze 37 °C, 5%CO2, a w razie potrzeby wymień podłoże6.
- W dniu eksperymentu ostrożnie aspiruj pożywkę, aby nie zakłócać przylegających komórek.
- Umyj komórki 8 mL sterylnego PBS (podgrzewanego w 30 °C w kąpieli wodnej), aby usunąć pozostałości surowic.
- Dodaj 2 mL ciepłej trypsyny-EDTA na kolbę (0,05%) i inkubuj w 37 °C przez 4-5 minut. Monitoruj odłączenie komórek pod mikroskopem odwróconym. Jeśli komórki pozostają przyczepione, delikatnie stuknij w bok piersiówki, aby ułatwić odłączenie.
- Neutralizuj trypsinę, dodając 10 mL kompletnego pożywki wzrostowej zawierającej surowicę płodową bydła (FBS).
- Przenieś komórki do stożkowej rurki o pojemności 15 mL za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 mL. Przepłucz kolbki dodatkowymi 2 mL świeżego medium, aby zebrać pozostałe komórki i dodaj przepłukanie do probówki 15 mL.
- Wiruj zawiesinę ogniwową w stężeniu 200 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Ostrożnie zasysaj supernatant, nie naruszając granulki komórkowej.
- Delikatnie ponownie zawiesić pellet komórkowy w 3 mL podłoża do siewu, aby uzyskać jednorodną zawiesinę.
- Policz komórki w komorze Neubauera lub automatycznym liczniku komórek. Określ żywotność komórek, mieszając 10 μL zawiesiny komórkowej z 10 μL niebieskiego trypana i licząc żywotne komórki pod mikroskopem odwróconym.
UWAGA: Przygotuj odpowiednią liczbę komórek do badania: co najmniej 3 × 10 6 żywotnych komórek na mysz. - Ponownie zawiesić komórki w sterylnym PBS (podgrzane w 30 °C w kąpieli wodnej) i zmodyfikować stężenie żywotnych komórek do końcowego stężenia 2 × 107 komórek /mL za pomocą PBS. Przygotuj aliquoty o pojemności 200 μL.
5. Rozstaw sprzęt i znieczulanie zwierząt.
- Włącz system obrazowania co najmniej 4 godziny przed obrazowaniem.
UWAGA: Postępuj zgodnie z instrukcjami systemu, aby umożliwić inicjalizację, w tym dostosowywanie ustawień natężenia światła i czasu naświetlania aparatu w zależności od stosunku sygnału do szumu. To ustawienie musi być ustawione ręcznie, w zależności od warunków eksperymentalnych. - Zważ zwierzęta i oblicz objętość D-lucyferyny, którą należy podać (200 μL roztworu 15 mg/mL na 20 g zwierzęcia).
- Oczyść i zdezynfekować komory obrazowania oraz szafkę.
- Zidentyfikuj i bezpiecznie unieruchom każdą mysz w celu znieczulenia.
UWAGA: Noś dwie pary rękawiczek, aby chronić dłonie przed przypadkowym ukłuciem igłą podczas podskórnego wstrzykiwania. - Znieczulaj myszy z 2% izofluranem w tlenie przy przepływie 1,8-2,0 L/min. Włącz pompę ssącą jednocześnie z pompą znieczuloną.
6. Przygotowanie komórek do wstrzyknięcia
- Wymieszaj 200 μL 2 × 10 7 bioluminescencyjnych komórek CRC/mL z 200 μL ECM w kriovialu wewnątrz szafki bioasekuracyjnej. Delikatnie pipetuj pipetą P1000, aby uniknąć powstawania pęcherzyków powietrza i dysocjacji.
- Przelej mieszankę 400 μL do strzykawki o pojemności 1 mL, usuń pęcherzyki powietrza i natychmiast przejdź do wstrzyknięcia.
- Bezpiecznie odkręcaj igłę, zawsze dbając o jej sterylność.
UWAGA: Zaleca się stosowanie indywidualnych igieł dla każdego zwierzęcia, aby zminimalizować zanieczyszczenie. Dla każdej myszy stosuje się nową igłę, aby zapobiec zakażeniu krzyżowym między myszami. - Podłącz igłę 25 g i dostosuj zawartość strzykawki do 200 μL, usuwając wszelkie pęcherzyki powietrza.
UWAGA: Zastrzyki zwykle wykonuje się przy 200 μL, co daje 2 × 106 komórek na zastrzyk. - Wsuń igłę z powrotem do nasadki luźno, nie dotykając ani nakładki, ani igły, gdy zwierzę jest unieruchomione.
7. Indukcja guza podskórnego
- Po znieczuleniu wyjmij mysz z komory i umieść pysk zwierzęcia w otworze dostarczającym ten sam środek znieczulający.
UWAGA: W naszym przypadku dysza została wykonana rękawicą. - Połóż zwierzę na prawym boku na płaskiej powierzchni. Używając końcówek palców niedominującej dłoni, delikatnie szczypnij i unosz skórę zwierzęcia w dolnym lewym kwadrancie.
- Przed wstrzyknięciem najpierw zachłysaj, aby upewnić się, że igła jest odpowiednio umieszczona. Wprowadź igłę fazowaną dominującą ręką, dwie trzecie w uniesioną skórę, równolegle do ciała, bardzo uważając, by nie ukłuć palców ani nie przebić podwójnych rękawiczek.
UWAGA: Prawidłowe umieszczenie powinno powodować ujemne ciśnienie i brak zasysania w piastze igły. - Wstrzyknij zawartość strzykawki (200 μL) do uniesionej skóry, dokładnie między dwoma palcami. Zatrzymaj chwilę, zanim powoli wyciągniesz igłę. Po podskórnym zastrzyku usuń igłę i bezpiecznie wrzuć ją do pojemnika Sharps.
UWAGA: Przed wstrzyknięciem dezynfekuj miejsce wstrzyknięcia za pomocą alkoholu 70% lub równoważnego środka dezynfekującego skórę.
8. Iniekcja D-luciferyny do otrzewnewki
- Przed powrotem zwierzęcia do komory znieczulonej podaj D-lucyferynę dootrzewną (IP) w stężeniu 150 mg/kg masy ciała z roztworem zapasowym 15 mg/mL w strzykawce insulinowej o pojemności 30 g (200 μL na 20 g zwierzęcia).
UWAGA: Zastrzyk do 0,5 mL jest dobrze tolerowany. - Unieruchom ręcznie, leżąc grzbietowo (brzuch do góry), z czaszką (głową) zwierzęcia skierowanym w dół. Pozwól zawartości jelitowej przesuwać się w dół.
- Utrzymując igłę skośnie do góry i lekko pod kątem 15-20°, wciśnij igłę w jamę brzuszną tak, aby czubek igły przenikał przez ścianę odwłoka lewego dolnego kwadrantu odwłoka zwierzęcia.
UWAGA: Przed wstrzyknięciem dezynfekuj miejsce wstrzyknięcia za pomocą alkoholu 70% lub równoważnego środka dezynfekującego skórę. - Powoli wstrzyknij D-lucyferynę do jamy otrzewnejowej, usuń igłę i bezpiecznie ją odrzuć.
- Umieść mysz w komorze znieczulenia i pozwól jej się ustabilizować przez około 5 minut. Po 15 minutach przechodzą do obrazowania in vivo .
UWAGA: Skonstruuj krzywą kinetyczną D-lucyferyny dla każdego nowego modelu zwierzęcego, aby określić szczytowy czas sygnału. W naszym przypadku emisja światła osiągnęła szczyt około 15 minut w obrazowaniu in vivo .
9. Analiza obrazowa in vivo
- Umieść w pełni znieczulone zwierzę w komorze systemu obrazowania, po prawej stronie. Upewnij się, że zwierzę jest prawidłowo ustawione z aparatem i źródłem światła, aby uchwycić obszar guza.
- Otwórz powiązane oprogramowanie. Wybierz tryb obrazowania wizualnego lub fotograficznego, aby potwierdzić pozycję zwierzęcia. Zapisz dane i zmień nazwę folderu.
- Wybierz tryb obrazowania bioluminescencyjnego i ustaw go na automatyczny. Rejestruj obrazy bioluminescencji i monitoruj światło guza na ekranie komputera.
- Po zakończeniu obrazowania należy zwrócić zwierzę do klatki i obserwować ewentualne komplikacje.
- Wykonaj postprocessing, najpierw skaluj światło bioluminescencyjne tak, aby wszystkie guzy myszy miały tę samą skalę, zwykle między 1e6 a 1e8.
- Ustal Obszar Zainteresowania (ROI) wokół guza do analizy i skopiuj go do dalszych analiz. Zmierz światło ROI i eksportuj te wyniki do dalszej analizy. Pasta wcześniej stworzona i skopiowana ROI o tym samym rozmiarze dla kolejnych guzów.
- Wyłącz system zgodnie z instrukcjami producenta i wyczyść komorę obrazowania. Wyłącz pompy ekstrakcyjne i znieczulone, wraz z przepływem tlenu.
10. Pomiar objętości guza
- Znieczulać zwierzęta izofluranem do pomiaru guza. Ustaw zwierzęta w stabilnej pozycji i zakryj głowę. Szybko unieruchom zwierzę.
- Mierz długość, szerokość i głębokość guza za pomocą skalibrowanego cyfrowego zacisku.
UWAGA: Wykonaj pomiary szybko, ponieważ zwierzę zacznie się budzić około 1 minuty po wyjęciu z komory znieczulonej. - Powtórz pomiary i oblicz średnią.
- Oblicz objętość według wzoru dla guzów kulistych lub eliptycznych:
Dla guzów kulistych 7
(1)
W przypadku guzów elipsoidalnych 8
(2)
UWAGA: Aby zminimalizować błędy pomiarowe, wszystkie pomiary guza w badaniu powinny być wykonywane przez tego samego operatora. Warto również zauważyć, że w dniu indukcji guza dokładne pomiary często są trudne, ponieważ masa guza nie jest jeszcze w pełni stwardniała.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Protokół ten pozwala na wprowadzenie ludzkich komórek do modelu myszy z niedoborem odpornościowym, umożliwiając wzrost tych komórek nowotworowych in vivo, co jest zawsze bardziej istotne fizjologicznie niż in vitro. Kluczowe jest, aby warunki eksperymentalne były jak najbardziej powtarzalne, aby guzy zawierały podobną liczbę żywotnych komórek oraz aby były wszczepiane w porównywalnym i konsekwentnie dostępnym miejscu.
Aby przetestować wrażliwość linii komórek bioluminescencyj...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół podskórnej indukcji luminescencyjnych komórek raka jelita grubego w athymicznym modelu nagiego mysza przedstawia standaryzowane i powtarzalne podejście do powstawania guzów i monitorowania w czasie rzeczywistym. Po pierwsze, warto zauważyć, że takie badania zazwyczaj trwają 28 dni, a pomiary luminescencji wykonuje się w dniu indukcji guza, a następnie co tydzień. Natomiast pomiary objętości guza przez zacisk nie są wykonywane pierwszego dnia, ponieważ zawiesina komórkowa nie została jeszcze otoczkowana; Pomiary ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują, że nie mają znanych konkurujących ze sobą interesów finansowych ani relacji osobistych, które mogłyby wpłynąć na prace opisane w tym badaniu.
Podziękowania
ACS i CNN należą do "Health Sciences PhD Program, Universidad Católica de Murcia (UCAM), Campus de los Jerónimos nr 135, Guadalupe 30107, Murcja, Hiszpania" i posiadają stypendia doktoranckie od UCAM. Autorzy są wdzięczni platformom Animal Facility w IMIB (Instituto Murciano de Investigación Biosanitaria, Murcia), gdzie przeprowadzono badanie przedkliniczne.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1 mL nieprzezroczyste mikrorurki | Eppendorf | 30125215 | Magazynowanie D-lucyferyny |
| 15 mL stożkowa lampa | Sokół, Thermo Fisher Scientific | 11507411 | Materiał hodowli komórkowej |
| Zaawansowane Dulbecco' Zmodyfikowany Eagle Medium (DMEM) | Thermo Fisher Scientific | 1152046 | Odczynnik do hodowli komórkowych |
| Athymiczna naga mysz | Rzeka Charles | Crl:NU(NCr)-Foxn1nu | Niedoborowa naga mysz |
| Bioluminescencyjne ludzkie komórki raka jelita grubego HCT116 | ATCC | CCL-247-LUC2 | HCT 116-Luc2 jest idealny do bioluminescencji in vivo |
| D-luciferin Pierce | Thermo Fisher Scientific | 15215733 | Do pomiarów bioluminescencji |
| Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) | Corning | 356231 | Matryca Matrigel do inwazji komórek |
| Serum bydlęce płodowe | Thermo Fisher Scientific | 10500064 | Odczynnik do hodowli komórkowych |
| Końcówki pipety filtracyjnej | Finntip, Thermo Fisher Scientific | 94056710 | Aby uniknąć powstawania pęcherzyków powietrza |
| Strzykawka insulinowa 25 g 1 mL | Iberomed | JERINRAYS29 | Do implantacji linii komórkowej HCT-116 |
| Strzykawka insulinowa 30 g 0,5 mL | DH Material medico | 9.41652E+15 | Do podawania D-lucyferyny |
| System obrazów IVIS z oprogramowaniem Living Image | PerkinElmer/Revvity | 128201 | Skaner obrazowania bioluminescencyjnego i fluorescencyjnego |
| Heparyna sterikanowa igła | VWR | 612-0153 10 | Podawanie D-lucyferyny oraz implantacja HCT-116 |
| Fosforanowa sól fizjologiczna (PBS) | VWR | 392-0042P | Roztwór zawiesiny komórkowej do odłączania i implantacji HCT-116 |
| Trypsin-EDTA | Thermo Fisher Scientific | 11590626 | Odczynnik do hodowli komórkowych |
| Kolba T-75, poddana TC | STARLAB | CC7682-41 | Materiał hodowli komórkowej |
Bibliografia
- Brough, D., Amos, H., Turley, K., Murkin, J. Trends in subcutaneous tumour height and impact on measurement accuracy. Cancer Inform. 22, 11769351231165181(2023).
- Hossain, M. S., et al. Colorectal cancer: A review of carcinogenesis, global epidemiology, current challenges, risk factors, preventive and treatment strategies. Cancers. 14 (7), 1732(2022).
- Evans, J. P., et al. Development of an orthotopic syngeneic murine model of colorectal cancer for use in translational research. Lab Anim. 53 (6), 598-609 (2019).
- Song, W. -J., et al. Colorectal cancer mouse metastasis model combining bioluminescent and micro-computed tomography imaging for monitoring the effects of 5-fluorouracil treatment. Transl Cancer Res. 12 (10), 2572-2581 (2023).
- Francescone, R. A., Faibish 3rd, M., Shao, R. A. A Matrigel-based tube formation assay to assess the vasculogenic activity of tumor cells. J Vis Exp. (55), e3040(2011).
- Li, C., Lau, H. C. -H., Zhang, X., Yu, J. Mouse models for application in colorectal cancer: Understanding the pathogenesis and relevance to the human condition. Biomedicines. 10 (7), 1710(2022).
- Jensen, M. M., Jørgensen, J. T., Binderup, T., Kjær, A. Tumor volume in subcutaneous mouse xenografts measured by microCT is more accurate and reproducible than determined by 18F-FDG-microPET or external caliper. BMC Med Imaging. 8, 16(2008).
- Faustino-Rocha, A., et al. Estimation of rat mammary tumor volume using caliper and ultrasonography measurements. Lab Anim. 42 (6), 217-224 (2013).
- Jensen, M. M., Jørgensen, J. T., Binderup, T., Kjaer, A. Tumor volume in subcutaneous mouse xenografts measured by microCT is more accurate and reproducible than determined by 18F-FDG-microPET or external caliper. BMC Med Imaging. 8, 16(2008).
- Vedder, A. R., et al. Effects of Corynebacterium bovis on engraftment of patient-derived chronic-myelomonocytic leukemia cells in NSGS mice. Comp Med. 69 (4), 276-282 (2019).
- Evans, M. S., et al. A synthetic luciferin improves bioluminescence imaging in live mice. Nat Methods. 11 (4), 393-395 (2014).
- Jain, S. Kinetic model for designing a cancer therapy. Cancer Cell Int. 2 (1), 13(2002).
- Chiu, W. -C., Ou, D. -L., Tan, C. -T. Mouse models for immune checkpoint blockade therapeutic research in oral cancer. Int J Mol Sci. 23 (16), 9195(2022).
- Peyton, S. R., Platt, M. O., Cukierman, E. Challenges and opportunities in modeling the dynamic tumor matrisome. BME Front. 4, 0006(2023).
- Ravoori, M. K., et al. Magnetic resonance imaging and bioluminescence imaging for evaluating tumor burden in orthotopic colon cancer. Sci Rep. 9 (1), 6100(2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
