Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Procedura końcowego zbioru dużego zwierzęcego modelu przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego z charakterystyką hemodynamiczną i analizą perfuzji

493 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68545

⸱

22 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Poniższy protokół chirurgiczny stanowi drugą i ostatnią procedurę mającą na celu dokładne i wiarygodne scharakteryzowanie funkcji serca i perfuzji mięśnia sercowego po udanej indukcji przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego w modelu świni w celu zbadania nowych terapii.

Streszczenie

Odtwarzalność i rzetelność badań to podstawowe zasady odkryć naukowych, które są opracowywane przy użyciu dobrze ugruntowanych, sprawdzonych zasad i protokołów. Ponadto, w związku ze stale rosnącym rozpowszechnieniem i obciążeniem, jakie choroby sercowo-naczyniowe (CVD) stanowią dla jednostek i ogółu społeczeństwa, konieczne jest opracowanie solidnego i zatwierdzonego modelu badań. Nasza grupa wykorzystuje protokół dwóch operacji w modelu świń, który był stopniowo udoskonalany w ciągu ostatnich dwudziestu lat, w którym najpierw indukujemy przewlekłe niedokrwienie mięśnia sercowego poprzez umieszczenie ameroidowego zwężacza naśladującego patofizjologię choroby wieńcowej (CAD) u ludzi. Druga i nieuleczalna procedura to kompleksowe i przemyślane zebranie parametrów hemodynamicznych serca, a także regionalnej perfuzji wieńcowej, a następnie eutanazja bijącego serca i szczegółowe sekcjonowanie serca. Nasze laboratorium wykorzystuje mikrosfery znakowane izotopowo do analizy przepływu krwi w mięśniu sercowym do obszaru niedokrwiennego jako potężna metoda ilościowego określania kolateralizacji spowodowanej eksperymentalnymi środkami terapeutycznymi. Ponadto, co jest prawdopodobnie najważniejszym mierzalnym wynikiem sercowo-naczyniowym, wykorzystujemy cewnikowanie pętli ciśnienia i objętości lewej komory (PV) do pomiaru szerokiego zakresu parametrów hemodynamicznych. Mamy nadzieję, że poprzez szczegółową analizę kardiologiczną naszego świńskiego modelu przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego, inni badacze mogą ulepszyć i kultywować własne protokoły i badania terapeutyczne w celu wyeliminowania chorób sercowo-naczyniowych.

Wprowadzenie

W Stanach Zjednoczonych prawie połowa osób ma co najmniej jeden składnik układu krążenia, obejmujący dużą grupę stanów chorobowych serca i naczyń krwionośnych1. Przewiduje się, że do 2060 r. częstość występowania wielu diagnoz obejmujących choroby układu krążenia znacznie wzrośnie w porównaniu z 2025 r. Na przykład przewiduje się, że liczba zawałów mięśnia sercowego wzrośnie o 30%, choroby niedokrwiennej serca (IHD) o 31,3%, a niewydolności serca o 33%2. Te zdumiewające statystyki są jeszcze bardziej niepokojące, gdy weźmie się pod uwagę podobne prognozy dotyczące czynników ryzyka sercowo-naczyniowego, w których szacuje się, że liczba osób z cukrzycą wzrośnie o 39,3%, dyslipidemia o 27,5%, a nadciśnienie o 27,2%2. Wszystko to wskazuje na pilną potrzebę opracowania wiarygodnych i powtarzalnych modeli badawczych w celu skutecznego zbadania innowacyjnych terapii chorób układu krążenia i jego czynników ryzyka. Zademonstrowaliśmy nasz fizjologicznie analogiczny model CAD u trzody chlewnej3. Wykorzystanie trzody chlewnej pomaga spełnić zasadność naszego modelu badawczego w dokładnym odwzorowaniu ludzkiej kondycji CAD, w której badania przedkliniczne były wcześniej krytykowane za przekładalność. Świnie mają podobną anatomię naczyń wieńcowych, fizjologię serca oraz proteom i metabolizm mięśnia sercowegojak ludzie 4. Co więcej, kluczowym elementem naszego modelu jest dokładne uwzględnienie późniejszych wyników fizjologicznych, mięśniowych i molekularnych wynikających z badanych terapii.

Zazwyczaj badania kliniczne są wykorzystywane do wdrażania nowatorskich terapii medycznych lub chirurgicznych w celu zbadania wszelkich korzystnych wyników sercowo-naczyniowych, które są odkrywane wyłącznie poprzez obserwację. Jest to widoczne w przełomowych badaniach kilku nowych leków przeciwcukrzycowych badających ich wpływ na układ sercowo-naczyniowy. Na przykład w randomizowanym badaniu kontrolnym SUSTAIN-6 stwierdzono, że pacjenci z cukrzycą typu 2 leczeni semaglutydem, agonistą glukagonopodobnego peptydu-1 (GLP-1), mają niższe wskaźniki poważnych zdarzeń niepożądanych ze strony układu sercowo-naczyniowego w porównaniu z placebo5. Podobne obserwacje zaobserwowano w innym RCT badającym sotagliflozynę, inhibitor podwójnego kotransportera sodowo-glukozowego 1 i 2 (SGLT-1 i SGLT-2), wykazując zmniejszenie częstości występowania poważnych niepożądanych zdarzeń sercowo-naczyniowych u pacjentów z cukrzycą typu 2, przewlekłą chorobą nerek i dodatkowymi czynnikami ryzyka sercowo-naczyniowego6. Odkrycia te miały kluczowe znaczenie w rozszerzeniu zatwierdzenia przez FDA takich terapii w celu zmniejszenia częstości występowania czynników ryzyka sercowo-naczyniowego i chorób. Jednak głównym ograniczeniem tych wyników obserwacyjnych jest brak zrozumienia mechanizmów, za pomocą których te nowe terapie utrwalają takie efekty. Ilustruje to znaczenie naszego modelu w odkryciu naukowym podstawowych determinantów mechanistycznych dla nowych terapii chorób układu krążenia.

Korzystając z dużego modelu zwierzęcego, jesteśmy w stanie inwazyjnie scharakteryzować makroskopowe zmiany w funkcji serca i perfuzji mięśnia sercowego, a także kompleksowo zrozumieć mikroskopijne przesunięcia molekularne w odpowiedzi na terapie eksperymentalne. Stosujemy cewnikowanie pętli PV w celu określenia zmian w czynności serca. Zastosowanie pętli fotowoltaicznych jest złotym standardem w inwazyjnym określaniu funkcji komór podczas skurczu i rozkurczu i służy jako punkt odniesienia do porównywania nieinwazyjnych technik obrazowania, takich jak echokardiogram lub rezonans magnetyczny serca7. Technika ta pozwala nam na wykonanie kilku pomiarów w celu określenia każdej zmiennej hemodynamicznej i zmiany położenia cewnika w czasie rzeczywistym, aby zapewnić powtarzalne pozyskiwanie danych. Oznacza to, że wykorzystanie tej techniki jest ograniczone ze względu na niemożność zebrania danych podłużnych, takich jak wyjściowa czynność serca, czynność serca na początku choroby niedokrwiennej i podczas leczenia. Uważamy, że jest to równoważone przez zdolność do mierzenia miar niezależnych od obciążenia, uzyskując wewnętrzny stan funkcjonalny serca. Co więcej, zastosowanie iniekcji mikrosfery znakowanych izotopami po zmapowaniu najbardziej niedokrwionego terytorium pomaga w identyfikacji wszelkich korzyści niedokrwiennych środka terapeutycznego. Od dawna udowodniono, że zastrzyki z mikrosfery są dokładnym odzwierciedleniem zmian w regionalnym przepływie krwi w mięśniu sercowym8.

Nasze laboratorium konsekwentnie wykorzystuje mikrosfery o średnicy 15 μm i stężeniu 2,5 miliona mikrosfer/ml. Średnica ta zapewnia najbardziej precyzyjny pomiar przepływu krwi w mięśniu sercowym, co potwierdziło wcześniejsze badanie wykazujące, że mikrosfery były prawidłowo rozmieszczone zgodnie z przepływem krwi, a mniejsza średnica wykazywała najmniejszą zmienność w rozmieszczeniu między warstwami lewej komory9. Dodatkowo, minimalna ilość wychwytu mikrosfer jest niezbędna do zapewnienia wiarygodnych wyników, które są łatwe do uzyskania przy tak wysokich stężeniach stosowanych w naszym laboratorium. Podsumowując, techniki zastosowane podczas końcowych zbiorów konsekwentnie i skrupulatnie analizują kluczowe zmiany fizjologiczne serca po dowolnej liczbie eksperymentalnych terapii. Charakterystyka ta jest dodatkowo wzmocniona przez zdolność do pobierania tkanki mięśnia sercowego i dokładnej analizy zmian regionalnych za pomocą zaawansowanych technologii, takich jak badania multiomiczne, zapewniające solidną, ilościową charakterystykę w każdej warstwie centralnego dogmatu w mięśniu sercowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższa procedura chirurgiczna została zatwierdzona przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szpitala Rhode Island i Uniwersytetu Browna (Protokół #23-08-0005).

1. Model zwierzęcy

  1. Wybierz świnie rasy Yorkshire, które wcześniej przeszły umieszczenie ameroidowego zwężacza wokół proksymalnej lewej obwodowej tętnicy wieńcowej (LCx), wywołując w ten sposób przewlekłe niedokrwienie mięśnia sercowego, a następnie leczenie eksperymentalnym środkiem terapeutycznym. Zachowaj ~ 7 tygodni między pierwszą operacją w celu umieszczenia amerydu a późniejszym końcowym zbiorem. Odczekaj 2 tygodnie na zamknięcie ameroidów i upewnij się, że świnie zostaną następnie poddane eksperymentalnej terapii. Upewnij się, że świnie mają ~18 tygodni i ważą ~40 kg w czasie tego końcowego zbioru oraz że grupy doświadczalne i kontrolne są dopasowane według płci.
    UWAGA: Reprezentatywny rysunek przedstawia anatomię serca, które pobieramy, która obejmuje miejsce, w którym wcześniej umieszczono ameroid i oczekiwany obszar niedokrwiennego mięśnia sercowego (ryc. 1).

2. Zabieg przedoperacyjny

  1. Wstrzymaj się z jedzeniem rano w dniu zabiegu.
  2. Znieczulić świnie za pomocą domięśniowych wstrzyknięć telazolu (4,4 mg/kg) i ksylazyny (2,2 mg/kg) i zaintubować je za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem.
  3. Analgezję należy rozpocząć od dawki 0,03 mg/kg buprenorfiny.
  4. Umieść cewnik dożylny (IV) (20-22 G) w jednej z dużych żył usznych i zacznij podawać 0,9% soli fizjologicznej w ilości ~5-10 cc∙kg-1∙h-1.
    UWAGA: Płyn dożylny jest utrzymywany wyłącznie w odpowiednim tempie w kontekście statusu NPO świni i długości przypadku chirurgicznego.
  5. Ogolić miejsce operacji i inne miejsca używane do monitorowania EKG.
  6. Przetransportować świnię na stół na sali operacyjnej, ułożoną na wznak z nogami przywiązanymi do stołu i kontynuować znieczulenie za pomocą izofluranu (0,75-3,0%).
  7. Rozpocznij monitorowanie EKG i ciśnienia krwi i nałóż elektrokoagulacyjną podkładkę uziemiającą na świnię.
  8. Oczyść miejsce operowane.
    UWAGA: Jest to procedura terminalna; Dlatego nie trzeba utrzymywać sterylności. Jest to indywidualna preferencja w odniesieniu do przygotowania pola operacyjnego i obłożenia.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Cewnikowanie kości udowej
    1. Badanie palpacyjne pulsu kości udowej.
    2. Wstrzyknąć 2% lidokainy podskórnie, aby przygotować się do wycięcia pachwiny udowej w lewej lub prawej pachwinie, mniej więcej prostopadle do zgięcia pachwinowego, poruszając się czaszkowo-ogonowo.
    3. Wykonaj nacięcie o długości 4-5 cm za pomocą skalpela #10, ponownie pozostając prostopadle do zgięcia pachwinowego, zaczynając doogonowo w miejscu, w którym wyczuwano palpacyjnie tętno udowe i poruszając się czaszką. (Rysunek 2A)
    4. Za pomocą elektrokoagulacji przeciąć tkankę podskórną aż do poziomu tętnicy udowej. Użyj retraktora Weitlanera, aby rozciągnąć mięsień, dodatkowo odsłaniając tętnicę udową.
      UWAGA: Może to wymagać niewielkiego rozszczepienia mięśnia półbłoniastego i obszernego przyśrodkowego.
    5. Tępo wypreparuj za pomocą zacisku pod kątem prostym, aby obwodowo odsłonić tętnicę udową od otaczającej tkanki. Użyj nożyczek Metzenbaum, aby ostro podzielić wszelkie zrosty, których nie można usunąć bez ogródek.
    6. Odizoluj tętnicę udową, otaczając tętnicę pętlą naczynia.
    7. Umieść drugą pętlę naczynia, aby zapewnić proksymalną i dystalną kontrolę tętnicy.
    8. Ogólnoustrojową heparynizację świń przed kaniulacją w dawce 80 j.m./kg.
      UWAGA: Upewnij się, że środkowa sternotomia i ekspozycja serca są zakończone przed heparynizacją i uzyskaniem dostępu do kości udowej. Upewniamy się, że ekspozycja serca jest pełna przed heparynizacją, ponieważ każda liza zrostów może spowodować krwawienie. Ogólnym celem heparynizacji jest zapobieganie skrzeplinie podczas dostępu zarówno do tętnicy udowej, jak i lewej komory.
    9. Stosując technikę Seldingera, należy przebić tętnicę udową igłą dostępową 18 G, unikając przebicia tylnej ściany tętnicy. Kiedy krew powróci, przeprowadź prowadnik przez igłę do tętnicy. Wyjąć igłę i wprowadzić osłonkę tętniczą 7F do tętnicy. Usuń prowadnik i rozszerzacz naczyń krwionośnych, pozostawiając na miejscu tylko osłonkę tętniczą.
      UWAGA: Tętnica udowa może być trudno dostępna, ponieważ można ją łatwo rozwarstwić. Biorąc pod uwagę, że jest to procedura terminalna, zaleca się ostre przecięcie tętnicy udowej nożyczkami Metzenbaum i bezpośrednie włożenie prowadnika do światła, jeśli tak się stanie. Osłona tętnicy może być następnie łatwo wprowadzona do naczynia przez prowadnik. Upewnij się, że zacisnąłeś dystalną część tętnicy udowej za pomocą małego hemostatu.
    10. Zapewnij przepływ krwi przez osłonkę. Podłączyć do pompy wyjmującej aparat Harvard (rysunek 3).
  2. Środkowa sternotomia
    1. W zależności od liczby współchirurgów, ta część może być wykonana jednocześnie z wycięciem pachwiny.
    2. Wstrzyknąć 2% lidokainy podskórnie, aby przygotować się do sternotomii w linii środkowej.
    3. Wykonaj nacięcie linii środkowej od wcięcia mostka do wyrostka mieczykowatego za pomocą skalpela #10. (Rysunek 2B)
    4. Za pomocą elektrokoagulacji podziel tkankę podskórną, aż do osiągnięcia mostka i utrzymuj hemostazę.
    5. Wyciąć wyrostek mieczykowaty, uwalniając wszelkie zrosty boczne i dolne za pomocą elektrokoagulacji. Użyj zacisku Kelleya, aby podnieść mieczyk mieczykowaty i przeciąć go poziomo u podstawy za pomocą elektrokoagulacji.
    6. Upewnij się, że wcięcie mostka jest wycięte w górę, aby ułatwić dzielenie tej części mostka. Zazwyczaj wymaga to podzielenia niektórych powierzchownych mięśni paska.
    7. Tępo wypreparuj pod mostkiem za pomocą palca.
    8. Za pomocą noża Lebsche ostro podziel mostek, upewniając się, że pozostaje w linii środkowej. W razie potrzeby zmień kąt noża i kontynuuj powoli, gdy osiągniesz drugą jedną trzecią mostka.
      UWAGA: Użycie noża jest preferowane w stosunku do piły mostkowej, podobnie jak u ludzi, ze względu na strome kątowanie i grubość czaszkowej części mostka, co idealnie zmniejsza ryzyko uszkodzenia leżących pod spodem dużych naczyń. Przydatne może być umieszczenie gazy pod czaszkową częścią mostka, aby chronić leżące pod nią duże naczynia.
    9. Po zakończeniu sternotomii tępo i ostro usuń wszelkie zrosty, jeśli występują, między ścianą klatki piersiowej a osierdziem lub opłucną.
    10. Umieść retraktor mostka, aby rozłożyć żebra i odsłonić serce.
    11. Otwórz osierdzie za pomocą nożyczek Metzenbaum. Wysuń się w kierunku prawego przedsionka i kontynuuj doogonowo w kierunku wierzchołka lewej komory.
    12. Kontynuuj lizę zrostów tępo lub ostro, aby odsłonić przydatki lewego i prawego przedsionka. Użycie gąbki orzechowej na zacisku Allis może być pomocne w tym rozwarstwieniu.
    13. Jeśli trudno jest wypreparować i zidentyfikować przydatki przedsionków, pomocna może być tymektomia. Aby to zrobić, użyj elektrokoagulacji, aby wypreparować tkankę grasicy.
    14. Po odsłonięciu przydatków przedsionków nałóż zaciski stymulacyjne na oba wyrostki, które są połączone z jednokomorową zewnętrzną skrzynką stymulacyjną. Przetestuj stymulację do 150 uderzeń na minutę, upewniając się, że każde uderzenie jest rejestrowane w EKG.
    15. Upewnij się, że wierzchołek lewej komory jest odsłonięty, ponownie stosując i ostre rozwarstwienie.
    16. Na koniec wejdź do lewej przestrzeni opłucnej i opocz żyłę główną dolną (IVC) dużym zaciskiem Satinsky'ego. Odizolować za pomocą pętli naczynia.
    17. Gdy to się zakończy, jest to odpowiedni czas na heparynizację świń i uzyskanie dostępu do kości udowej.
  3. Analiza iniekcji-perfuzji mikrosfery
    1. Uzyskaj dostęp do uszka lewego przedsionka za pomocą drobnoziarnistej igły motylkowej przymocowanej do rurki dożylnej i trójdrożnego krana. Użyj małego hemostatu, aby poprowadzić igłę i przytrzymać w miejscu.
    2. Podłączyć strzykawkę do kranu ze sterylnym roztworem soli fizjologicznej w kolorze heparyny i wycofać się, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie. Jeśli krew jest łatwo pobrana, pozycja jest prawidłowa.
    3. Podłączyć strzykawkę z 5 ml mikrosfer znakowanych lutetem (stężenie: 2,5 miliona mikrosfer/ml) do trójdrogowego kranu.
    4. Przypisz asystenta sali operacyjnej do czasu na 90 sekund.
    5. Rozpocznij pobieranie krwi z tętnicy udowej za pomocą pompy Harvard Apparatus, aby uzyskać łącznie 10 ml krwi z szybkością 6,67 ml / min i rozpocznij odmierzanie czasu.
    6. W ciągu pierwszych 30 sekund od pobrania krwi wstrzyknąć mikrosfery lutetu do uszka lewego przedsionka (ryc. 4). W połowie potwierdź położenie, wyjmując strzykawkę zawierającą mikrosfery.
    7. Po zakończeniu przepłucz rurkę strzykawką z heparynizowaną solą fizjologiczną i ponownie upewnij się, że jest prawidłowo umieszczona.
    8. Po 90 s odłącz rurkę od dostępu kości udowej do pompy pobierającej i ponownie podłącz nową rurkę, aby uzyskać analizę podczas stymulacji.
    9. Rozpocznij tempo do 150 uderzeń na minutę.
    10. Powtórzyć kroki 3.3.5, 3.3.6 i 3.3.7 używając 5 ml mikrosfer znakowanych samarem (stężenie: 2,5 × 106 mikrosfer/ml).
    11. Przerwij stymulację i odłącz osłonkę tętnicy udowej od pompy pobierającej aparat Harvarda.
    12. Wyjąć igłę motylkową i przycisnąć, aby zapewnić hemostazę uszka lewego przedsionka.
  4. Cewnikowanie w pętli ciśnieniowo-objętościowej
    1. Umieść szew sznurkowy torebki na wierzchołku lewej komory za pomocą polipropylenu 4-0.
    2. W środku obszaru objętego szwem uzyskaj dostęp i umieść kolejną osłonkę tętniczą w lewej komorze za pomocą techniki Seldingera opisanej powyżej.
    3. Wprowadzić skalibrowany cewnik transdukcyjny ciśnieniowo-objętościowy zakończony mikromanometrem do lewej komory przez osłonę. Wyciągnij osłonkę tętnicy z lewej komory nad cewnikiem i rozpocznij transdukcję przebiegu ciśnienia za pomocą systemu pomiaru ciśnienia i objętości. Będzie to informować o lokalizacji cewnika, na przykład, jeśli cewnik znajduje się w aorcie, kompleksie zastawek lub lewej komorze. W razie potrzeby odciągnąć cewnik, aby upewnić się, że znajduje się on w jamie lewej komory i zmienić jego położenie, aby upewnić się, że morfologia pętli ciśnienie-objętość wydaje się odpowiednia (ryc. 5).
      UWAGA: Usunięcie osłonki z lewej komory pozwala na lepszą transdukcję śledzenia ciśnienia i objętości z cewnika i pozwala na większą łatwość zmiany położenia cewnika w celu uzyskania najbardziej odpowiedniej morfologii każdej pętli PV.
    4. Umieść kolejny skalibrowany cewnik PV w dostępie udowym, aby uzyskać skurczowe i rozkurczowe ciśnienie krwi oraz średnie ciśnienie tętnicze.
    5. Po uzyskaniu satysfakcji z morfologii pętli PV wykonaj trzy wstrzymania oddechu w spoczynku, aby zmniejszyć zmienność oddechową w pętlach ciśnienie-objętość. Pozwoli to zmierzyć kilka zmiennych zależnych od obciążenia, takich jak pojemność minutowa serca i objętość wyrzutowa.
    6. Następnie należy zamknąć IVC, delikatnie cofając pętlę naczynia i jednocześnie wstrzymać oddech, aby uzyskać zmienne niezależne od obciążenia, takie jak zależność objętości ciśnienia skurczowego (ESPVR) i zależność objętości ciśnienia końcoworozkurczowego (EDPVR). Powtórz jeszcze dwa razy.
    7. Rozpocznij stymulację do 150 uderzeń na minutę i uzyskaj trzy wstrzymania oddechu, aby scharakteryzować wydolność serca w warunkach stresu.
    8. Na tym kończy się profilowanie czynności serca. Usuń oba cewniki i zawiąż szew sznurkowy torebki na lewej komorze.
  5. Walka z eutanazją
    1. Wyjmij przewody stymulacyjne i wszystkie instrumenty ze skrzyni.
    2. Uzyskaj ssanie dla współchirurga.
    3. Tępo rozetnij wszelkie boczne zrosty serca do ściany klatki piersiowej i upewnij się, że wierzchołek lewej komory można łatwo podnieść wyżej.
    4. Poproś znieczulenie, aby pogłębić sedację.
    5. Umieść duży zacisk Kelleya na żyle głównej górnej (SVC), jeśli jest łatwo dostępny, i duży zacisk Satinsky wokół IVC. Clamp w tym samym czasie.
    6. Natychmiast weź skalpel #10, aby usunąć serce z klatki piersiowej. Obejmuje to oddzielenie serca od IVC, SVC, aorty, tętnic płucnych i żył płucnych.
      UWAGA: Współchirurg powinien zapewnić ssanie, aby w tym czasie pole operacyjne było jak najbardziej czyste.
    7. Uwolnij serce ze skrzyni i połóż na osobnym stole.
    8. Przeciąć na dwie połówki: wierzchołkową i podstawową (ryc. 6A). To oddzieli tkankę komorową od przedsionków i wielkich naczyń.
    9. Oddziel lewą komorę od całej pozostałej tkanki mięśnia sercowego.
    10. Każda połowa powinna być podzielona obwodowo na dwanaście odcinków w oparciu o bliskość lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) i tylnej zstępującej tętnicy wieńcowej, jak pokazano na rysunku 6B.
    11. Zbierz próbki tkanek ze wszystkich innych komór, zastawek, wielkich naczyń i tkanek obwodowych, takich jak trzustka, wątroba, płuca, nerki itp.
    12. Mała próbka z każdego odcinka lewej komory powinna zostać przydzielona do BioPAL w celu ilościowego określenia mikrosfery. Niektóre skrawki są utrwalane w formalinie do analizy histologicznej, podczas gdy większość tkanki jest zamrażana w ciekłym azocie do przyszłych badań molekularnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W pierwszej kolejności, poprzez wstrzyknięcie znakowanych izotopowo mikrosfer do uszka lewego przedsionka, mierzy się regionalne ukrwienie mięśnia sercowego. W celu obliczenia przepływu krwi przez mięsień sercowy, przy zastosowaniu stałego tempa pobierania krwi wynoszącego 6,67 mL/min, można zastosować następujące równanie: przepływ krwi przez mięsień sercowy = (referencyjne pobranie krwi [6,67 mL/min]/masa tkanki) (ilość zliczonych mikrosfer w tkance/ilość zliczonych referencyjnych mikro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten zabieg chirurgiczny składa się z czterech kluczowych etapów: odsłonięcia serca, cewnikowania kości udowej, wstrzyknięcia mikrosfery w celu analizy perfuzyjnej oraz akwizycji pętli ciśnienie-objętość. Jeśli chodzi o odsłanianie serca, ważną kwestią powinna być możliwość napotkania znacznych zrostów z powodu pierwszego zabiegu chirurgicznego. Podczas wykonywania sternotomii środkowej osierdzie może być przyklejone do ściany klatki piersiowej, którą należy tępo zamiatać przed rozpoczęciem sternotomii. Zbliżając się do d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawniają żadnych informacji ani nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Finansowanie badań zostało zapewnione przez National Institutes of Health, w tym granty o numerach T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S) i R01HL128831 (F.W.S.). Chcielibyśmy wyrazić naszą najgłębszą wdzięczność personelowi weterynaryjnemu w szpitalu Rhode Island i Uniwersytecie Browna za ich humanitarną opiekę nad zwierzętami i wyjątkowe wsparcie w naszych licznych projektach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#10 SkalpelLinia medlineMDS15310
0,9% sól fizjologicznaDechra/Wetivex17033-492-50Stawka: 5-10 ml / kg podczas przypadku
Igły 18GPatterson Weterynaryjny78032793Do rysowania leków/mikrosfer
2% lidokainyFeniks57319-533-05Dawkowanie: 2-5 mg / kg
4-0 Szew polipropylenowyWirus CovidienD9H0436YNa sznurek do torebki
Wszystkie narzędzia chirurgiczneSteris i MedlineWymaga przedstawiciela handlowegoWszystkie powszechnie spotykane w szpitalnych salach operacyjnych
Analgezja: BuprenorfinaHospiraNazwa marki: BupredynaDawkowanie: 0,03 mg/kg
Znieczulenie: TelazolUrządzenie Zoetis(tiletamina i zolazepam)Dawkowanie: 4,4 mg/kg
Znieczulenie: ksylazyna (Rompun)Dechra (Głuch)N/ADawkowanie: 2,2 mg/kg
Pochewka tętniczaCordis401-711 mlnAlbo 6F, albo 7F; wymaga dwóch
Zestaw do infuzji igieł motylkowychSurfloZobacz materiał SV-25BLKDo iniekcji mikrosfery; typowo 23-25G
Chlorheksydyna 4%Peeling BD E-Z371073Przygotowanie chirurgiczne, jeśli jest preferowane
Mankietowa rurka dotchawiczaRUSCH (Rusch)Zazwyczaj 7-0Może wymagać różnych rozmiarów w zależności od wielkości i wagi świń
System monitorowania EKGZnak środkowyN/AMonitor wieloparametrowy
ElektrokoagulacjiSpecjalista Bovie Pro1250 LATZazwyczaj konfiguruj 2, jeśli to możliwe
Izofluran, USPDechra (Głuch)Dozowanie: 0,75%-3,0%
LaptopHP MicrosoftN/AMoże korzystać z dowolnego laptopa preferowanego przez osobę
Nóż LebscheIntegra300-425N/A
Sfery lutetuBioPAL, Inc.Samolot C-15E20Ilość: 5 cm³ na operację
Mini białe pętle naczyń (wykrywalne promieniami rentgenowskimi)DeRoyal (Królewski)30-711Aby wyizolować tętnicę udową i IVC
Wiele strzykawek o pojemności 5 cm3Terumo (Ziemia)Zobacz materiał SS-05LDo płukania i iniekcji mikrosferycznych
Rozrusznik sercaOsypka Medical2428001Tymczasowy stymulator
Cewniki pętlowe PVTransonicModelu: FDH-5018B-E3450 i numer seryjny: 50-679Do akwizycji pętli fotowoltaicznej
Program komputerowy pętli fotowoltaicznejTranssoniczny zmysł naukowyOprogramowanie ADV500Program na Twoim laptopie
System akwizycji danych pętli fotowoltaicznejInstrumenty transsoniczne i ADInstrumentsModele: FY097B i PowerLab 8/35Łączy cewniki z komputerem
Sfery samaroweBioPAL, Inc.Samolot C-15A20Ilość: 5 cm³ na operację
Mały młotekIntegra410-335N/A
Sterylne rękawiczkiBis820955Nadal polecam sterylne rękawiczki i fartuch
Sterylna sól fizjologicznaBAXTERG171328Rozcieńczyć w celu uzyskania heparanizowanych uderzeń soli fizjologicznej
Układ ssącyGOMCO (Organizacja Handlowa)4042Lepiej, jeśli zasysanie ściany własnego obiektu
Końcówka ssąca: YankauerLinia medlineDYND50130Ważne jest, aby zachować czyste pole podczas resekcji serca
Heparyna ogólnoustrojowaChciwość82496Dozowanie: 80 j.m./kg
Zawór odcinający trójdrogowyJorgensen Laboratories, Inc.200820Do iniekcji mikrosferycznych
Kąpiel w ciepłej wodzieRybakAby ogrzać cewniki przed użyciem
Pompa pobraniowaAparatura Harvarda70-2002Aby pobrać krew obwodową ze stałą szybkością
Świnia YorkshireCBSET, Inc.N/AŚwinie przeszły już wstępny zabieg chirurgiczny

Bibliografia

  1. Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
  2. Mohebi, R., et al. Cardiovascular disease projections in the United States based on the 2020 census estimates. J Am Coll Cardiol. 80 (6), 565-578 (2022).
  3. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  5. Marso, S. P., et al. Semaglutide and cardiovascular outcomes in patients with type 2 diabetes. N Engl J Med. 375 (19), 1834-1844 (2016).
  6. Aggarwal, R., et al. Effect of sotagliflozin on major adverse cardiovascular events: a prespecified secondary analysis of the SCORED randomised trial. Lancet Diabetes Endocrinol. 13 (4), 321-332 (2025).
  7. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS Vasc Sci. 3, 73-84 (2022).
  8. Cannon, P. J. Radioisotopic studies of the regional myocardial circulation. Circulation. 51 (6), 955-963 (1975).
  9. Domenech, R. J., et al. Total and regional coronary blood flow measured by radioactive microspheres in conscious and anesthetized dogs. Circ Res. 25 (5), 581-596 (1969).
  10. Roth, D. M., et al. Development of coronary collateral circulation in left circumflex Ameroid-occluded swine myocardium. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 253 (5 Pt 2), H1279-H1288 (1987).
  11. Elmadhun, N. Y., Sadek, A. A., Sabe, A. A., Lassaletta, A. D., Sellke, F. W. Alcohol and the heart: a proteomics analysis of pericardium and myocardium in a swine model of myocardial ischemia. Ann Thorac Surg. 100 (5), discussion 1635 1627-1635 (2015).
  12. Harris, D. D., et al. Proteomic analysis and sex-specific changes in chronically ischemic swine myocardium treated with sodium-glucose cotransporter-2 inhibitor canagliflozin. J Am Coll Surg. 238 (6), 1045-1055 (2024).
  13. Harris, D. D., et al. Proteomic profiling of SGLT-2 inhibitor canagliflozin in a swine model of chronic myocardial ischemia. Biomedicines. 12 (3), 558(2024).
  14. Sabe, A. A., et al. Investigating the effects of resveratrol on chronically ischemic myocardium in a swine model of metabolic syndrome: a proteomics analysis. J Med Food. 18 (1), 60-66 (2015).
  15. Sabe, S. A., et al. Effects of canagliflozin on myocardial microvascular density, oxidative stress, and proteomic profile. J Mol Cell Cardiol Plus. 6, 100052(2023).
  16. Xu, C. M., et al. Proteomic assessment of hypoxia-pre-conditioned human bone marrow mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles demonstrates promise in the treatment of cardiovascular disease. Int J Mol Sci. 24 (2), 1674(2023).
  17. Billig, S., et al. Transesophageal echocardiography in swine: evaluation of left and right ventricular structure, function and myocardial work. Int J Cardiovasc Imaging. 37 (3), 835-846 (2021).
  18. Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. J Thorac Cardiovasc Surg. 153 (3), 582-590 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model świńskikonstriktor ameroidowychoroba wieńcowapętla ciśnienie-objętośćprzepływ krwi w mięśniu sercowymmikrosfery znakowane izotopem

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.